Name: Évaluation de la localisation intracellulaire des espèces réactives de l’oxygène dans les spermatozoïdes de Solea Senegalensis (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Découvrez la localisation intracellulaire des espèces réactives de l'oxygène dans les spermatozoïdes de Solea senegalensis par microscopie confocale. Cette méthode utilise DCFH-DA, un marqueur mitochondrial et le DAPI pour visualiser les ROS, les mitochondries et les noyaux.

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Nous remercions l’Action COST AQUAGAMETE FA 1205. Ce travail a été soutenu financièrement par le projet AGL201568330-C2-1-R (MINECO/FEDER). David G. Valcarce a été financé par la Junta de Castilla y León (EDU1084/2012) et Fondo sociale Europeo. Auteurs reconnaissent le Dr Ana Riaza et Stolt Sea Farm S.A., m. Paulino de Paz, Dr. Ignacio Martínez Montero et José Ramón Guiérrez. Nous remercions également Paula Fernández Colado vidéographie.

NOTE : L’incubation Fluorochrome et confocale analyse prendra au moins 2-3 h pour un contrôle et un échantillon traité. Traitement des données n’est pas inclus dans ce calcul de temps. Matériel requis se trouvent dans la Table des matières. Ce protocole peut être appliqué aux spermatozoïdes frais ou cryopréservés. Solea senegalensis est une espèce de poisson qui se reproduit dans l’eau froide, travail toujours à froid (4-7 ° C). Voir la Figure 1 pour une vue d’ensemble du protocole.
1. travaux préparatoires avant l’expérience
<ol><li>Préparer un 1 mM mitochondries tachent solution en qualité analytique DMSO.</li>
	<li>Préparer un 4′ de 1 μg/mL, solution 6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI) dans l’eau désionisée.</li>
	<li>Préparer une solution de Ringer mOsm/kg 200 (116 mM NaCl, KCl, 1,8 mM CaCl2, 5 mM HEPES, pH = 7,7 2,9 mM)</li>
	<li>Réaliser 4 mM 2′, 7′-dichlorodihydrofluorescein diacétate (DHFC-DA) solution dans du méthanol de qualité analytique. Remarque : Maintenez les solutions mères en aliquotes à-20 ° C jusqu'à ce que nécessaire.</li>
	<li>Définir la microcentrifugeuse à 4-7 ° C.</li>
</ol>2. préparation avant Incubation Fluorochrome
Remarque : Une manipulation douce des spermatozoïdes est souhaitable lorsque pipetage et resuspendant.
<ol><li>Si vous travaillez avec des cellules cryoconservés, préparer un bain d’eau pour la décongélation à 40 ° C pour Solea senegalensis spermatozoïdes10. Immerger les échantillons de paille dans le bain d’eau pour 7 s.</li>
	<li>Utiliser des ciseaux pour couper, vider l’échantillon dans un tube à centrifuger et centrifuger à 1000 g, 4-7 ° C pendant 1 min.</li>
	<li>Retirer le plasma séminal ou le plasma séminal avec cryoprotecteurs l’échantillon cryopréservé de pipetage pour rejeter tout élément pouvant interférer avec le protocole de coloration.</li>
	<li>Remettre en suspension les cellules dans le 50-100 μL de 4 ° C 200 mOsm/kg, une solution de Ringer.</li>
	<li>Déterminer la concentration de spermatozoïdes avec un Neubauer ou une chambre de comptage similaire sous un microscope stéréoscopique.</li>
	<li>Diluer la suspension cellulaire jusqu’à 1-2 x 106 cellules/mL dans un volume final de 0,5 mL à 4 ° C, une solution de Ringer.</li>
</ol>3. fluorochrome Incubation
Remarque : Les Fluorochromes doivent être manipulés en conditions de faible luminosité, surtout quand en solution.
<ol><li>Ajouter 3,125 μL de solution mère de DHFC-DA (concentration finale dans l’échantillon : 25 μM) à la dilution d’échantillon de travail. Incuber à 4-7 ° C pendant 40 min à l’obscurité10.</li>
	<li>Après 30 min, ajouter 0,5 μL de la solution mère de DAPI (concentration finale dans l’échantillon : 2 μM) et 0,5 μL des mitochondries tacher la solution mère (concentration finale dans l’échantillon : 100 nM) à l’échantillon. Incuber les deux fluorochromes pendant 10 min dans l’obscurité.</li>
</ol>4. préparation pour la microscopie confocale
<ol><li>Après la période d’incubation, centrifuger la suspension cellulaire à 1000 x g, 4-7 ° C pendant 1 min.</li>
	<li>Éliminer le liquide surnageant avec soin par pipetage.</li>
	<li>Ajouter un μL de 10-20 de 200 mOsm/kg de solution de Ringer.</li>
	<li>Déposer 5 μl d’une suspension de cellules concentrées drop sur une diapositive.</li>
	<li>Soigneusement, mettre une diapositive de couverture sur la préparation et scellez-la avec vernis. Une fois le vernis sec, la préparation est prête pour la microscopie confocale.</li>
</ol>5. confocal Setup avant l’expérience
Remarque : Selon le microscope, DHFC-DA puisse « brûler ». Mettre en place les meilleures conditions auprès d’un échantillon sans valeur marchande tout d’abord.
<ol><li>Allumez le microscope, lasers, appareil photo et l’ordinateur qui exécute le microscope.</li>
	<li>Définissez des lasers à excitation prenant en compte les taux d’excitation et d’émission maximaux de chaque fluorochrome :<ol>
<li>Pour DAPI, utilisez un maximum d’excitation de 358 nm et une émission maximale de 465 nm.</li>
		<li>Pour la tache mitochondriale, utilisez un maximum d’excitation de 644 nm et une émission maximale de 662 nm.</li>
		<li>Pour DHFC-DA, utilisez un maximum d’excitation de 504 nm et une émission maximale de 525 nm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Commencer le travail avec 25 X, objectif de se concentrer sur les spermatozoïdes. Choisir le canal DAPI se concentrer car ce fluorochrome indique l’intensité la plus élevée. Une fois que les cellules sont concentrent, utiliser un objectif 63 X ou 100 X pour une évaluation approfondie parce que la taille des spermatozoïdes Solea senegalensis est autour de 2 μm.</li>
	<li>Pour chaque canal, optimiser le sténopé, le gain et la tension. De la même manière, régler l’offset numérique afin de réduire le fond. Une fois que tous les paramètres sont optimisés pour le fluorochrome utilisé, enregistrer les paramètres. Pour une expérience de routine pour un seul spermatozoïde Solea senegalensis , nous avons utilisé les éléments suivants (ces paramètres peuvent changer pour chaque expérience) : trou d’épingle de 1 et la gain de tension de 750 V.</li>
</ol>6. l’acquisition d’Images
<ol><li>Sélectionnez les conditions de la qualité voulue pour l’acquisition de l’image. Définissez les paramètres d’acquisition comme la profondeur de bits, format de l’image, l’épaisseur de la nappe de lumière, puis choisissez illumination face unique. Pour une expérience de routine pour un seul spermatozoïde Solea senegalensis , nous avons utilisé ce qui suit (ces paramètres peuvent changer pour chaque expérience) : cadre taille de 1024 px ; bits par pixel de 16 ans ; Vitesse de balayage de 2-4).</li>
	<li>Ouvrir et centre de la zone de numérisation afin de commencer et prendre une image du champ.</li>
	<li>À l’aide de l’outil de recadrage, sélectionnez la zone concernée, puis appuyez sur direct.</li>
	<li>Avec l’aide de l’outil indicateur de gamme, régler l’offset numérique afin de réduire le fond. Procéder ainsi pour chaque canal et prendre l’image.</li>
	<li>Vérifier la qualité des canaux individuels pour chaque fluorochrome et leurs combinaisons.</li>
</ol>7. créer une Image 3D vidéo
<ol><li>Paramètres d’acquisition Z-pile.<ol>
<li>Choisissez l’option Z-pile dans le logiciel.</li>
		<li>Sélectionnez la cellule unique, groupe de cellules ou d’une région d’intérêt et le focus.</li>
		<li>Délimiter la Z-pile avec les options « Première tranche » et « Dernière tranche » et établir l’étape z à intervalle de 0,2 µm avec l’aide de la mise au point fine. Choisir DAPI canal se concentrer parce que ce fluorochrome peut indiquer l’intensité la plus élevée et vous pouvez facilement sélectionner la tête entière de spermatozoïdes. Sélectionnez les paramètres d’acquisition optimal pour chaque canal et exécutez l’expérience.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Exécuter l’expérience de Z-pile. Diviser les canaux et observer la localisation de chaque signal dans les cellules.</li>
	<li>Processus de Z-pile.<ol>
<li>Rendu de volume : une fois l’expérience est terminée, sélectionnez les options du logiciel Z-pile traitement et choisir le volume rend option. Sélectionnez le nombre d’étapes et les degrés de rotation (360°). Enregistrez le fichier avec l’extension vidéo.</li>
		<li>Stéréo anaglyphe : choisissez stéréo anaglyphe dans les options de la fenêtre processus. Cet outil permet de créer une image 3D vidéo avec canaux de split.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Amaral, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+functionality+and+chemical+compound+action+on+sperm+function%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Med+Chem%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial functionality and chemical compound action on sperm function.</a> Curr Med Chem. , (2016).</li>
<li>Morielli, T., O'Flaherty, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+stress+impairs+function+and+increases+redox+protein+modifications+in+human+spermatozoa%5BTitle%5D)+AND+%22Reproduction%22%5BJournal%5D)">Oxidative stress impairs function and increases redox protein modifications in human spermatozoa.</a> Reproduction. 149 (1), 113-123 (2015).</li>
<li>Gürler, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+cryopreservation+on+sperm+viability%2C+synthesis+of+reactive+oxygen+species%2C+and+DNA+damage+of+bovine+sperm%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Effects of cryopreservation on sperm viability, synthesis of reactive oxygen species, and DNA damage of bovine sperm.</a> Theriogenology. , (2016).</li>
<li>Zhu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vitamin+E+Analogue+Improves+Rabbit+Sperm+Quality+during+the+Process+of+Cryopreservation+through+Its+Antioxidative+Action%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Vitamin E Analogue Improves Rabbit Sperm Quality during the Process of Cryopreservation through Its Antioxidative Action.</a> PLoS One. 10 (12), e0145383(2015).</li>
<li>Fang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+ROS+production+through+mitochondria-targeted+antioxidant+and+mitochondrial+uncoupling+increases+post-thaw+sperm+viability+in+yellow+catfish%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Inhibition of ROS production through mitochondria-targeted antioxidant and mitochondrial uncoupling increases post-thaw sperm viability in yellow catfish.</a> Cryobiology. 69 (3), (2014).</li>
<li>Thomson, L. K., Fleming, S. D., Aitken, R. J., De Iuliis, G. N., Zieschang, J. A., Clark, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation-induced+human+sperm+DNA+damage+is+predominantly+mediated+by+oxidative+stress+rather+than+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Reprod%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation-induced human sperm DNA damage is predominantly mediated by oxidative stress rather than apoptosis.</a> Hum Reprod. 24 (9), 2061-2070 (2009).</li>
<li>Kim, S. H., Yu, D. H., Kim, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+cryopreservation+on+phosphatidylserine+translocation%2C+intracellular+hydrogen+peroxide%2C+and+DNA+integrity+in+canine+sperm%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Effects of cryopreservation on phosphatidylserine translocation, intracellular hydrogen peroxide, and DNA integrity in canine sperm.</a> Theriogenology. 73 (3), (2010).</li>
<li>Guthrie, H. D., Welch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+reactive+oxygen+species+on+sperm+function%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Effects of reactive oxygen species on sperm function.</a> Theriogenology. 78 (8), 1700-1708 (2012).</li>
<li>Aitken, R. J., Jones, K. T., Robertson, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+and+sperm+function--in+sickness+and+in+health%5BTitle%5D)+AND+%22J+Androl%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species and sperm function--in sickness and in health.</a> J Androl. 33 (6), (2012).</li>
<li>Valcarce, D. G., Robles, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+captivity+and+cryopreservation+on+ROS+production+in+Solea+senegalensis+spermatozoa%5BTitle%5D)+AND+%22Reproduction%22%5BJournal%5D)">Effect of captivity and cryopreservation on ROS production in Solea senegalensis spermatozoa.</a> Reproduction. 152 (5), (2016).</li>
<li>Gibb, Z., Lambourne, S. R., Aitken, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+paradoxical+relationship+between+stallion+fertility+and+oxidative+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">The paradoxical relationship between stallion fertility and oxidative stress.</a> Biol Reprod. 91 (3), (2014).</li>
<li>Cabrita, E., et al. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0044848614002105">Factors enhancing fish sperm quality and emerging tools for sperm analysis.</a> Aquaculture. 432, 389-401 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Il est bien connu que les mitochondries sont des organites essentiels pour le fonctionnement et la motilité des spermatozoïdes. Ces organites sont simultanément directement impliqués dans la production de ROS. Fait intéressant, les niveaux contrôlées des BR sont nécessaires pour sperme bonne fonction1. Des relations positives entre la fertilité et stress oxydatif ont été montrées dans les mammifères11 , mais un taux excessif affecte sperme qualité12....

La production d’espèces réactives de l’oxygène a été liée à la qualité du sperme récemment1. Bien que la production de ROS dans les mitochondries peut être considéré comme un processus physiologique normal, le stress oxydatif par un excès de production de ROS est une cause évidente de dommages dans les spermatozoïdes à différents niveaux. Chez l’humain, le stress oxydatif est associé à l’infertilité masculine, altérant la motilité et la possibilité de subir une capacitation des2; chez les mammifères, changement d’intégrité de l’ADN dans les échantillons de sperme congelé a été également lié à la synthèse de H2O23.
Cryoconservation est une technique courante pour gène bancaire en aquaculture. Cette technologie est particulièrement importante chez les espèces avec des problèmes de reproduction telles que Solea senegalensis. Cette espèce précieuse sur le marché montre un dysfonctionnement reproductif chez les individus nés en captivité en raison du manque de parade nuptiale. Ce fait rend la cryoconservation du sperme nécessaire d’avoir la disponibilité de sperme pour la fécondation artificielle. Toutefois, la cryoconservation pourrait être une source de stress oxydatif qui pourrait être néfaste pour les spermatozoïdes4 car des études ont révélé un effet bénéfique de la supplémentation en antioxydants. Inhibition de ROS par antioxydant mitochondrial ciblée est aurait été bénéfique pour la cryoconservation de sperme dans le poisson-chat jaune5.
Par conséquent, les niveaux de ROS dans les échantillons de sperme sont importants de savoir, surtout après cryoconservation6,7 , parce que ces molécules ont été reconnues comme un inconvénient pour la survie de sperme et fertilité8. En outre, étudier la distribution des ROS dans les cellules pourrait être crucial d’en déduire le niveau des dégâts potentiels. À titre d’exemple, on pouvait supposer des niveaux faibles de ROS dans les mitochondries normales et compatible avec la fonction spermatique, mais des niveaux élevés de ROS dans le noyau pourraient être indicateurs de dommages à l’ADN les spermatozoïdes. H2O2 est l’un des plus pertinents br qui pourraient être libérées de la mitochondrie et pénètrent le noyau parce que c’est une petite molécule sans frais9. Diacétate de dichlorofluorescéine (DHFC-DA) peut révéler spécifiquement intracellulaire peroxyde émettant une fluorescence verte. Dans cet article, un protocole détaillé pour détecter la localisation intracellulaire de H2O2 dans Solea senegalensis spermatozoïdes au microscope confocal est présenté.

<table><tbody><tr><td>2&prime ;,7&prime ;-Diacétate de dichlorodihydrofluorescéine (DCFH-DA)&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6883</td><td></td></tr><tr><td>4&prime ;,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI)&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Microscopie confocale</td><td>Zeiss</td><td>LSM800</td><td></td></tr><tr><td>Plaques de protection</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12-541B</td><td></td></tr><tr><td>DMSO, qualité analytique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>W387520</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9541</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol, qualité analytique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34860</td><td></td></tr><tr><td>MitoTrackerDeep Red&nbsp ;</td>Microcentrifugeuse <td>Thermo Fisher Scientific</td><td>M22426</td><td></td></tr><tr><td>(réfrigérée)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>75002441</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Neubauerchamber</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BR717810</td><td></td></tr><tr><td>lames</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10143562BEF</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation de la localisation intracellulaire des espèces réactives de l’oxygène dans les spermatozoïdes de solea senegalensis

Evaluation of Intracellular Location of Reactive Oxygen Species in Solea Senegalensis Spermatozoa

Le stress oxydatif est l’un des facteurs importants en diminuant la qualité du sperme. Élaboration de protocoles efficaces pour la détection des espèces réactives de l’oxygène (ROS) de spermatozoïdes est très important dans toutes les espèces, mais ces méthodes sont rarement utilisés et encore moins en téléostéen. Cryoconservation est une technique utile en aquaculture à des fins différentes, y compris les banques de gènes et garanti la disponibilité de sperme tout au long de l’année. Procédures de gel/dégel pourrait causer la production de ROS et endommagent les cellules de sperme. Étant donné que les éventuels dommages qu’un excès de production de ROS pourrait provoquer dans les spermatozoïdes selon leur localisation, ici une méthodologie détaillée pour détecter H2O2 et évaluer sa localisation intracellulaire par microscopie confocale est fourni. À cette fin, une combinaison des 3 fluorochromes (2′, 7′-Dichlorodihydrofluorescein diacétate (DHFC-DA), une tache de mitochondries direct et 4′, dichlorhydrate de 6-Diamidino-2-phénylindole (DAPI)) sont utilisées pour évaluer la co-localisation de H2O2 avec des noyaux de spermatozoïdes ou de mitochondries dans les échantillons de sperme de Solea senegalesis .

Microscopie confocale est une méthode idéale pour l’évaluation de ROS intracellulaire dans le sperme chez les téléostéens. La combinaison des trois fluorochromes (DAPI, une tache de mitochondries et DHFC-DA) présentés dans cette étude (Figure 1) fournit de nombreuses informations utiles peuvent être appliquées dans la recherche fondamentale et pouvant avoir des applications dans l’amélioration des procédures utilisées dans plantes de l’aquaculture industriell...

Ce protocole décrit une méthodologie détaillée pour détecter H2O2 localisation au sein de spermatozoïdes Solea senegalensis en utilisant un fluorochrome sensible DHFC-DA ROS, une tache de mitochondries direct des mitochondries et DAPI pour les noyaux visualisation, respectivement. Le protocole est conçu pour être effectuée dans les 2 h avec spermatozoïdes fraîches ou décongelées.

Évaluation de la localisation intracellulaire des espèces réactives de l’oxygène dans les spermatozoïdes de Solea Senegalensis

Oxidative stress is one of the important factors in decreasing sperm quality. Developing efficient protocols for detecting reactive oxygen species (ROS) ...

L'objectif général de cette expérience est d'évaluer la localisation intracellulaire des espèces réactives de l'oxygène au sein des spermatozoïdes de Solea senegalensis par microscopie confocale. Les espèces réactives de l'oxygène compromettent la fonction spermatozoïdienne efficace, provoquant des dommages cellulaires à différents niveaux. Les spermatozoïdes pourraient être particulièrement sensibles au stress oxydatif, car la peroxydation lipidique peut avoir un effet négatif sur la mobilité et la fécondation.Les espèces réactives de l'oxygène peuvent même déclencher un programme apoptotique intrinsèque. Le peroxyde est libéré par les mitochondries et peut pénétrer dans le noyau, affectant l'ADN, car il s'agit d'une petite molécule non chargée. Dans ce protocole, nous utilisons un fluorophore qui, après avoir été incorporé dans la cellule, peut être modifié par une réaction d'oxydation, émettant une fluorescence verte.Par conséquent, vous pouvez connaître précisément la localisation des espèces réactives de l'oxygène. Dans cette vidéo, nous travaillons avec des spermatozoïdes de Solea senegalensis, mais vous pouvez utiliser ce protocole avec des espèces apparentées ayant un intérêt commercial, ou avec des mères comme Sibrifis ou Mirica. Quelques exemples d'utilisation de cette technique dans les domaines de la biologie réactive physique ou de l'apiculture sont.L'évaluation de la cryoprécipitation selon des protocoles. La comparaison des marqueurs d'espèces réactives de l'oxygène avant et après cette activation des spermatozoïdes. Ou vous pouvez corréler les marqueurs d'espèces réactives de l'oxygène avec les bons et les mauvais respirateurs.Tout d'abord, préparez les solutions mères de vos fluorochromes. Tenez compte du fait que la manipulation des fluorochromes doit être effectuée conformément aux recommandations de la fiche de données de sécurité. Une attention particulière doit être portée lors de la pesée et de la préparation des solutions mères.Conserver les solutions mères en aliquotes à moins 20 degrés Celsius jusqu'à utilisation. Dans ce protocole, nous utilisons trois fluorochromes. Le colorant fluorescent rouge lointain marque les mitochondries dans les cellules vivantes et peut être utilisé pour la localisation mitochondriale.DAPI, qui est une sonde largement utilisée en microscopie fluorescente pour la coloration de l'ADN. Elle se lie fortement aux régions riches en adénine et en thymine de l'ADN. Et le 27-dichlorofluorescéine diacétate est une sonde non fluorescente perméable aux cellules.Il est désestérifié intracellulairement et se transforme en 27-dichlorofluorescéine hautement fluorescente lors de l'oxydation. Ce protocole peut être initié avec des spermatozoïdes frais ou cryoconservés. Dans ce cas, nous avons utilisé un échantillon cryoconservé.Préparez un bain de décongélation à 40 degrés Celsius. Nettoyez le matériel. Avec les équipements de protection corporelle adéquats, sélectionnez votre paille cryopréservée.Immerger la pipette dans le bain pendant sept secondes. À l’aide de ciseaux, verser l’échantillon décongelé dans un tube de microcentrifugeuse. Travailler toujours à quatre degrés Celsius.Centrifuger l'échantillon pendant une minute. Retirer soigneusement les cryoprotecteurs sans perturber les sowels en pellet. Resuspendre dans un petit volume de 50 ou 100 microlitres de solution RINGA.Chargez une dilution de votre suspension cellulaire dans une nouvelle lame de comptage ou une chambre de comptage similaire, puis comptez les cellules. Calculez la concentration de cet échantillon. Diluez la suspension cellulaire à une concentration d’un à deux millions de cellules par millimètre, dans un volume final de 0,5 millilitre de solution RINGA prérefroidie.Les spermatozoïdes doivent être manipulés délicatement lors du pipetage et de la resuspension. Ajouter 3,125 microlitres de solution mère de dichlorofluorescéine diacétate à la solution échantillon en travail. La concentration finale dans l'échantillon est de 25 micromolaire.Incuber à quatre à sept degrés Celsius pendant 40 minutes. Après 30 minutes, ajouter à l'échantillon 0,5 microlitre de la solution mère de DAPI et 0,5 microlitre de la solution mère du colorant pour mitochondries. Les deux fluorochromes nécessitent un temps d'incubation de 10 minutes.Déposez une goutte de cinq microlitres de suspension cellulaire concentrée sur une lame. Placez délicatement une lamelle sur la préparation et scellez-la. Allumez l'appareil et sélectionnez l'objectif de grossissement 100 dans le panneau de contrôle.Placez l'échantillon dans le microscope et allumez la lampe. Le logiciel du système permet de sélectionner directement les fluorochromes dont vous avez besoin à partir d'une liste. Choisissez le jeu.DAPI, avec un maximum d'excitation de 465 nanomètres, MitoTracker Deep Red avec un maximum d'excitation de 662 nanomètres, et DCF avec un maximum d'émission de 525 nanomètres. Rediriger le faisceau vers les oculaires. Mettre au point un champ d'intérêt.Retour au logiciel, sélectionnez la taille du cadre. Établissez le mode de balayage bidirectionnel pour une meilleure résolution. Choisissez la vitesse de numérisation souhaitée.Ouvrez et centrez la zone de numérisation pour commencer. Prenez une image du champ. À l’aide de l’outil de recadrage, sélectionnez la région d’intérêt, puis appuyez sur Live.Vous aurez alors sélectionné votre zone de travail. À l’aide de l’outil indicateur de plage, ajustez le décalage numérique pour réduire le fond. Effectuez cette opération pour chaque canal, puis prenez votre image.Il s'agit d'un exemple des résultats. Pour une image fusionnée, les canaux individuels de chaque fluorochrome ainsi que leurs combinaisons. Il s'agit d'un schéma de marquage d'une cellule spermatique de Solea senegalensis.Après avoir visualisé les images acquises, vous pouvez observer que le DAPI et le MitoTracker se trouvent, comme prévu, respectivement dans le noyau et l'anneau mitochondrial. La première étape consiste à réaliser une expérience de zed-stack. Allez à la fenêtre de zed-stack et, à l'aide de la mise au point fine, sélectionnez la première et la dernière position d'acquisition.Choisissez les paramètres optimaux d'acquisition et exécutez l'expérience. Vous obtiendrez des images pour chaque lame. Ceci est un exemple de résultat de pile z.Vous pouvez séparer les canaux et observer l'emplacement de chaque signal à l'intérieur des cellules. En passant à la fenêtre 3D, vous pouvez sélectionner différentes options de graphique. Vous pouvez personnaliser de nombreux paramètres, ainsi que séparer et fusionner les canaux.Il s'agit d'un exemple de vues 3D montrant différents motifs de localisation des espèces réactives de l'oxygène au sein du sperme de Solea senegalensis. Dans le champ supérieur, le DCF est principalement colocalisé avec les mitochondries ; tandis que, dans le champ inférieur, le signal s'étend jusqu'au noyau. Après avoir visionné cette vidéo, vous savez comment évaluer la localisation intracellulaire des peroxydes dans ces spermatozoïdes à l'aide de la microscopie confocale.Vous pouvez trouver des conseils de dépannage et d'autres informations dans le texte.

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Ici, nous présentons un protocole pour détecter l’espèce totale d’oxygène réactif cellulaire (ROS) à l’aide de 2',7'-dichlorodihydrofluorescein diacétate (DCFH-DA). Cette méthode permet de visualiser la localisation cellulaire de ROS dans les cellules adhérentes avec un microscope à fluorescence et de quantifier l’intensité de ROS avec un lecteur de plaque de fluorescence. Ce protocole est simple, efficace et rentable.

Détection des espèces réactives totales d’oxygène dans les cellules adhérentes par 2',7'-Dichlorodihydrofluorescein Diacétate Staining

Ce protocole décrit l’évaluation de l’état redox subcellulaire spécifique au compartiment dans la cellule. Une sonde fluorescente sensible au redox permet une analyse ratiométrique pratique dans les cellules intactes.

Évaluation de l’oxydation cellulaire à l’aide d’une protéine fluorescente verte rougeox-sensible spécifique à compartiment subcellulaire

Escherichia coli est la principale cause de méningite bactérienne gramnégative néonatale. Pendant l’infection bactérienne, les espèces réactives d’oxygène produites par les neutrophiles jouent un rôle bactérien majeur. Ici, nous introduisons une méthode pour détecter les espèces réactives d’oxygène dans les neutrophiles en réponse à la méningite E. coli.

Quantification en temps réel des espèces réactives d’oxygène dans les neutrophiles infectés par escherichia coli méningitique

Nous proposons ici un protocole systématisé, accessible et reproductible pour détecter les espèces réactives cellulaires de l’oxygène (ROS) à l’aide d’une sonde de diacétate de 2′,7′-dichlorofluorescéine (DCFH-DA) dans les cellules gliales de Müller (MGC). Cette méthode quantifie les niveaux de ROS cellulaires totaux à l’aide d’un cytomètre en flux. Ce protocole est très facile à utiliser, adapté et reproductible.

Quantification des espèces réactives de l’oxygène à l’aide de la sonde de diacétate de dichlorofluorescéine 2′,7′-dichlorofluorescéine et de la cytométrie en flux dans les cellules gliales de Müller

L’analyse de la fonction mitochondriale des spermatozoïdes par respirométrie à haute résolution permet de mesurer la consommation d’oxygène des spermatozoïdes se déplaçant librement dans un système à chambre fermée. La technique peut être appliquée pour mesurer la respiration dans les spermatozoïdes humains, ce qui fournit des informations sur les caractéristiques et l’intégrité mitochondriales des spermatozoïdes.

Respirométrie à haute résolution pour évaluer la fonction mitochondriale chez les spermatozoïdes humains

Cet article présente un protocole économique et efficace pour l’examen des leucocytes peroxydases positifs dans le sperme. À l’aide d’un système d’analyse de sperme assisté par ordinateur (CASA), la concentration de leucocytes positifs à la peroxydase dans le sperme peut être obtenue en 60 minutes au total, ce qui améliore efficacement l’efficacité du laboratoire d’andrologie et des andrologues.

L’examen des leucocytes peroxydases positifs dans le sperme

Ce protocole décrit une nouvelle méthode pour quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) intracellulaires en utilisant le dihydroéthidium (DHE) comme sonde de colorant de fluorescence en utilisant une approche de criblage à haut débit. Le protocole décrit les méthodes d’évaluation quantitative des espèces réactives de l’oxygène (ROS) intracellulaires dans les trois lignées cellulaires différentes de carcinome hépatocellulaire.

Évaluation préalable à haut débit de la génération d’espèces réactives de l’oxygène (ROS) à l’aide d’un colorant de fluorescence à base de dihydroéthidium (DHE)

Découvrez la localisation intracellulaire des espèces réactives de l'oxygène dans les spermatozoïdes de Solea senegalensis par microscopie confocale. Cette méthode utilise DCFH-DA, un marqueur mitochondrial et le DAPI pour visualiser les ROS, les mitochondries et les noyaux.

Évaluation de la localisation intracellulaire des espèces réactives de l’oxygène dans les spermatozoïdes de Solea Senegalensis

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