Name: Collecte de sperme aviaire Massage cloacale et l’isolement de l’ADN des spermatozoïdes par (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Apprenez à collecter le sperme aviaire par massage cloacal et à isoler l'ADN des spermatozoïdes avec une méthode non invasive adaptée aux études en écologie évolutive et génétique.

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Nous remercions aide précoce avec massage cloacal, Jose Noguera et Jeffrey Kittilson pour laboratoire appuyer. Ce travail a été soutenu par un prix de ND EPSCoR FAR0022429 à BJH. Frais de publication ont été généreusement financés par le département des Sciences biologiques de NDSU.

Ce protocole comporte des sujets animaux vertébrés et a été approuvé par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à North Dakota State University.
1. prélèvement d’une espèce d’oiseau à l’aide de massage cloacale
NOTE : Cloacale massage est une technique de collection de sperme efficace seulement des oiseaux actifs sexuellement, mais peut être réalisée avec succès à l’extérieur de la saison de reproduction dans les situations appropriées en captivité. Activité reproductrice doit être déterminée pour les espèces cibles avant d’utiliser le massage cloacale. Cette technique peut servir à la capture des oiseaux sauvages ou sur les oiseaux gardés en captivité.
<ol><li>Commençant par un oiseau mâle, (en état de se reproduire) poignée de bander dans la main non dominante, transférer l’oiseau dans la main dominante avec sa face ventrale, toucher la paume (Figure 1).<ol>
<li>Assurez-vous que la tête de l’oiseau est plus proche du bord latéral de la paume. Fixer légèrement la tête et le corps à l’aide de le pinky, anneau et le médius. Cela laisse de l’oiseau vent et queue exposés.</li>
		<li>Laisser les pattes de l’oiseau libre ou légèrement bloqués à l’aide de la paume.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55324/55324fig1.jpg"> Figure 1 : Grip pour massage cloacale. L’oiseau est attaché légèrement dans la main dominante avec sa face ventrale, toucher la paume et la tête garanti par le petit doigt. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55324/55324fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<ol start="2"><li>Placez l’index et pouce dominante de chaque côté de l’extrémité supérieure du cloaque et légèrement pincer les doigts ensemble tout en appliquant une pression très légère vers la queue ( Figure 2). Le cloaque sera evert, exposant la muqueuse cloacale (rose intérieur). Remarque : Si l’oiseau n’est pas en train de produire le sperme, la protubérance cloacale peut être petite et le cloaque est difficile à evert. Avec l’expérience, il est facile de faire la différence entre les cloaques des mâles sexuellement actifs et inactifs5,11.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55324/55324fig2.jpg"> Figure 2 : Finger position et protubérance cloacale. Leonie le cloaque en appliquant une légère pression à l’extrémité supérieure (A). Dans un passereau mâle actif sexuellement, la protubérance cloacale est évidente et entreprise (B). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55324/55324fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<ol start="3"><li>Avec la main non dominante, placez le tampon de l’index sur la face dorsale de la base de la queue pour stabiliser la main et ensuite placer le bout du pouce juste en dessous du cloaque éversé. Remarque : Une miniature courte et lisse est avantageuse pour l’exécution de massage cloacale et protège l’oiseau des blessures accidentelles.</li>
	<li>Déplacer le pouce non dominantes profonde et proche d’un mouvement répétitif avec moyenne pression, restant sous le cloaque. Continuez jusqu'à ce que l’oiseau éjacule. Selon les individus, cela prend en général entre 1 et plusieurs courses de dizaines.</li>
	<li>Dès que l’oiseau éjacule, recueillir le sperme dans un tube de microhematocrit. Répétez cloacale massage pour obtenir les éjaculats multiples. NOTE : Passereaux sperme est brun clair et a généralement une consistance un peu épaisse. Blancs ou noirs des substances s’est éjectés le cloaque ne sont pas sperme et susceptibles de contaminer l’échantillon de sperme. L’apparition d’une petite quantité de sang sur le cloaque ou mixtes en avec le sperme est habituellement causé par une pression trop grande pendant le massage.</li>
	<li>Pour l’extraction de l’ADN, déposer le sperme dans un tube de microcentrifuge 20 µl de solution de 1 PBS x (pH 7,4). NOTE : Sperme stocké dans du PBS 1 x n’est pas adapté à l’insémination artificielle, mais peut être utilisé pour l’extraction d’ADN à une date ultérieure lorsqu’il est conservé à-80 ° C. Le PBS peut être à température ambiante ou réfrigérée, mais devrait être à l’état liquide lorsque l’échantillon de sperme est déposé.<ol>
<li>Confirmer la présence de spermatozoïdes dans l’échantillon en affichant une petite quantité de l’échantillon dilué au microscope composé (Figure 3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conserver le sperme dilué à-80 ° C jusqu'à l’extraction.</li>
</ol>2. extraction de l’ADN du sperme de l’oiseau
Remarque : Ce protocole a été testé avec plusieurs kits commerciaux d’extraction d’ADN, mais il a seulement réussi lorsqu’il est utilisé avec un ADN kit12. Étapes qui sont modifiés depuis le protocole de la trousse sont indiqués par *.
<ol><li>Préparer une solution de 1 M de dithiothréitol (DTT) dans l’eau et mélanger à l’aide d’un vortex.*<ol>
<li>Partie aliquote de la solution DTT et conserver à-20 ° C jusqu'à ce que juste avant l’emploi. Chaque échantillon à extraire nécessite 10 µL de 1 M TNT TomTom.*</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer un tampon contenant 20 mM Tris-Cl, pH 8,0 ; 20 mM EDTA ; 200 mM NaCL ; et 4 % SDS. Chaque échantillon à extraire requiert 90 µL de cette buffer.*<ol>
<li>Stocker le tampon à la température ambiante. Si elle a précipité, réchauffer à 56 ° C à dissolve.*</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préchauffer un incubateur contenant une bascule ou un shaker à 65 ° C.*</li>
	<li>Immédiatement avant de commencer l’extraction, mélanger 10 µL de solution de TNT avec 90 µL du tampon préparé à l’étape 2.2 pour chaque échantillon à extraire, de p. ex. 900 µL de tampon de plus de 100 µL de solution de TNT s’extraire 10 échantillons. Ce mélange s’appellera DTT-buffer.*</li>
	<li>Ajouter 70 µL 1 x PBS à l’échantillon de sperme dilué entière et mélanger bien à l’aide d’un vortex.*</li>
	<li>Ajouter 100 µL tampon de DTT et 10 µL de solution de protéinase K à l’échantillon. Vortexer pendant 20 secondes, puis incuber dans l’incubateur préchauffé pendant 1 heure sur une bascule ou shaker.*</li>
	<li>Ajouter 200 µL tampon AL et 200 µL EtOH fraîche (100 %) et vortex pour 20 secondes.*</li>
	<li>Transférer la totalité de l’échantillon à une colonne de spin et centrifuger 1 minute à 6 000 x g. jeter le tube de prélèvement.</li>
	<li>Placer la colonne sur un nouveau tube et ajouter 500 µL préparé tampon AW1. Centrifuger 1 minute à 6 000 x g. jeter le tube de prélèvement.</li>
	<li>Placer la colonne sur un nouveau tube et ajouter 500 µL préparé tampon AW2. Centrifuger pendant 1 minute à 6 000 x g. jeter les intermédiaires et les replacer la colonne sur le tube.</li>
	<li>Centrifuger à 3 minutes à 20 000 x g. jeter le tube de prélèvement et placer la colonne sur un tube de microtubes de 1,5 mL.</li>
	<li>Pipette 35 µL de AE tampon directement sur la membrane de la colonne et incuber à température ambiante pendant 5 minutes</li>
	<li>Centrifuger 1 minute à 14 000 x g. jeter la colonne et stocker les échantillons extraits à-80 ° C.</li>
</ol>

<ol><li>Briskie, J. V., Montgomerie, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1349186">Sperm size and sperm competition in birds.</a> Proc. R. Soc. B. 247, 89-95 (1992).</li>
<li>Monaghan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telomeres+and+life+histories%3A+the+long+and+the+short+of+it%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+N.Y.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Telomeres and life histories: the long and the short of it.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1206, 130-142 (2010).</li>
<li>Carrell, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetics+of+the+male+gamete%5BTitle%5D)+AND+%22Fertility+and+Sterility%22%5BJournal%5D)">Epigenetics of the male gamete.</a> Fertility and Sterility. 97 (2), 267-274 (2012).</li>
<li>Burrows, W. H., Quinn, J. P. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/ps/article-abstract/16/1/19/1564432?redirectedFrom=fulltext">The collection of spermatozoa from the domestic fowl and turkey.</a> Poultry Science. 16 (1), 19-24 (1937).</li>
<li>Wolfson, A. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4510381?seq=1#page_scan_tab_contents">The cloacal protuberance: a means for determining breeding condition in live male birds.</a> Bird-Banding. 23 (4), 159-165 (1952).</li>
<li>Kast, T. L., Ketterson, E. D., Nolan, V. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4089416?seq=1#page_scan_tab_contents">Variation in ejaculate quality in dark-eyed juncos according to season, stage of reproduction, and testosterone treatment.</a> The Auk. 115 (3), 684-693 (1998).</li>
<li>Helfenstein, F., Podevin, M., Richner, H. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00265-009-0871-x">Sperm morphology, swimming velocity, and longevity in the house sparrow Passer domesticus.</a> Behav. Ecol. Sociobiol. 64, 557-565 (2010).</li>
<li>Purchase, C. F., Earle, P. T. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/jai.12070/abstract">Modifications to the IMAGEJ computer assisted sperm analysis plugin greatly improve efficiency and fundamentally alter the scope of attainable data.</a> J. Appl. Icthyol. 28, 1013-1016 (2012).</li>
<li>Gill, P., Jeffreys, A. J., Werrett, D. J. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/318577a0">Forensic application of DNA 'fingerprints'.</a> Nature. 318 (12), 577-579 (1985).</li>
<li>Criscuolo, F., et al. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1600-048X.2008.04623.x/abstract">Real-time quantitative PCR assay for measurement of avian telomeres.</a> J. Avian Biol. 40, 342-347 (2009).</li>
<li>Lovette, I. J., Fitzpatrick, J. W. <a target="_blank" href="http://www.birds.cornell.edu/homestudy/handbook-of-bird-biology">Cornell Lab of Ornithology Handbook of Bird Biology, 3rd Edition</a>. , Wiley-Blackwell, Princeton University Press. ISBN 9781118291047 (2016).</li>
<li><a target="_blank" href="https://www.scribd.com/document/54238221/QIAamp-DNA-Micro-Handbook">QIAamp DNA Micro Handbook</a>. , Third edition (2014).</li>
<li>Carter, K. L., Robertson, B. C., Kempenaers, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+differential+DNA+extraction+method+for+sperm+on+the+perivitelline+membrane+of+avian+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ecol%22%5BJournal%5D)">A differential DNA extraction method for sperm on the perivitelline membrane of avian eggs.</a> Mol. Ecol. 9, 2149-2154 (2000).</li>
<li>Birkhead, T. R., Buchanan, K. L., Devoogd, T. J., Pellatt, E. J., Catchpole, C. K. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0003347296904236">Song, sperm quality and testes asymmetry in the sedge warbler.</a> Anim. Behav. 53, 965-971 (1997).</li>
<li>Lüpold, S., Calhim, S., Immler, S., Birkhead, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sperm+morphology+and+sperm+velocity+in+passerine+birds%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Sperm morphology and sperm velocity in passerine birds.</a> Proc. R. Soc. B. 276, 1175-1181 (2009).</li>
<li>Samour, J. H., Smith, C. A., Moore, H. D., Markham, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semen+collection+and+spermatozoa+characteristics+in+budgerigars+%28Melopsittacus+undulates%29%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Rec%22%5BJournal%5D)">Semen collection and spermatozoa characteristics in budgerigars (Melopsittacus undulates).</a> Vet. Rec. 118, 397-399 (1986).</li>
<li>Stelzer, G., Crosta, L., Bürkle, M., Krautwalt-Junghanns, M. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/232663050_Attempted_Semen_Collection_Using_the_Massage_Technique_and_Semen_Analysis_in_Various_Psittacine_Species">Attempted semen collection using the massage technique and semen analysis in various psittacine species.</a> J. Avian Med. Surg. 19 (1), 7-13 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Nous décrivons une méthode simple et fiable de collecte de sperme de petits et moyens oiseaux en état actif sexuellement et d’extraire l’ADN des spermatozoïdes aviaire.
Le protocole d’extraction d’ADN sperme décrit est modifié par rapport à un kit par souci de simplicité, mais a été affiné pour une utilisation sur sperme aviaire. Spermatozoïdes résistent à la lyse par extraction standard produits chimiques9,13, et les échantillons de s...

Les oiseaux sont des sujets idéaux pour les études concernant la qualité du sperme et compétition1, sperme télomère dynamique2, épigénétique3et sujets similaires, car ils sont largement utilisés dans la recherche biologique et le sperme peut être dégustée facilement à l’aide de cloacale massage. Cloacale massage est une technique manuelle douce, non invasive pour recueillir le sperme des oiseaux4,5,6. Échantillons répétés peuvent être obtenus facilement et sans outils spéciaux sont nécessaires, rendant simple à effectuer dans le domaine ou le laboratoire. Bien que le massage cloacale a été utilisé pendant des décennies, il est difficile d’apprendre de l’écrit des descriptions disponibles. Cette publication est destinée à réduire le temps et l’incertitude impliqués dans l’apprentissage de massage cloacale.
Sperme collecté des oiseaux à l’aide de massage cloacale peut être utilisé immédiatement pour la motilité évaluation4,7 ou insémination artificielle8, ou congelé pour d’autres usages tels que l’imagerie avancée et l’extraction d’ADN. Des échantillons de sperme de passereaux sont petites mais contiennent le sperme dense. L’ADN est extrait en utilisant un kit d’extraction commerciale pour plus de simplicité, avec les adaptations pour surmonter les dispositifs de sécurité spécialisées de sperme9. Après extraction, télomères de sperme peuvent être mesurées à l’aide de qPCR10.

<table><tbody><tr><td>Tubes capillaires à microhématocrite</td><td>Fisherbrand</td><td>22-362566</td><td>N’importe quel fournisseur peut être utilisé. Des tubes plus petits peuvent être plus efficaces pour la collecte de petits échantillons de sperme, par exemple de très petits passereaux comme le moineau écaillé.</td></tr><tr><td>Microtubes à centrifuger</td><td>N’importe quel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>N’importe quel Utilisé</td><td></td><td>pour stocker des échantillons de sperme avant l’extraction de l’ADN.</td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10708976001</td><td>N’importe quel fournisseur peut être utilisé.</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1233508</td><td>N’importe quel fournisseur peut être utilisé.</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>793566</td><td>N’importe quel fournisseur peut être utilisé.</td></tr><tr><td>FDS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1614363</td><td>N’importe quel fournisseur peut être utilisé.</td></tr><tr><td>QIAamp DNA micro kit</td><td>Qiagen</td><td>56304</td><td>Le kit QIAamp DNA est spécifiquement recommandé. Ce protocole d’extraction d’ADN a été tenté avec d’autres kits commerciaux, mais avec peu de succès. Les raisons de cela nous sont inconnues.</td></tr></tbody></table>

collecte de sperme aviaire massage cloacale et l’isolement de l’adn des spermatozoïdes par

Avian Semen Collection by Cloacal Massage and Isolation of DNA from Sperm

Collecte de sperme peut être utile pour un large éventail d’applications, y compris les études portant sur la qualité du sperme, sperme télomère dynamique et épigénétique. Les oiseaux sont des sujets largement utilisés dans la recherche biologique et sont idéales pour les études portant sur des échantillons de sperme répétées. Cependant, peu de ressources est actuellement disponibles pour ceux qui souhaitent apprendre à collecter et à extraire l’ADN des spermatozoïdes aviaire. Nous décrivons ici cloacale massage, une technique manuelle douce, non invasive pour la collecte de sperme aviaire. Bien que cette technique est établie dans la littérature, il peut être difficile d’apprendre à partir des descriptions disponibles. Nous fournissons également des informations pour extraire l’ADN de sperme aviaire à l’aide d’un kit d’extraction commerciale sous réserve de modifications. Massage cloacale peut être utilisé facilement sur n’importe quel oiseau mâle petites à moyennes en état de se reproduire. Après la collecte, le sperme peut être utilisé immédiatement pour des dosages de motilité, ou congelé pour l’extraction d’ADN suivant le protocole décrit ci-après. Ce protocole d’extraction a été affinée pour les spermatozoïdes aviaire et a été utilisé avec succès sur des échantillons prélevés dans plusieurs espèces de passereaux (Passer domesticus, Spizella passerina, Haemorhous mexicanuset Turdus migratorius ) et un columbid (Columba livia).

Massage cloacale et ADN extraction en utilisant que le protocole décrit ont été effectué sur plusieurs espèces de passereaux et un columbid (tableau 1). La présence de spermatozoïdes dans le sperme prélèvements cloacaux massage a été confirmée en affichant une petite quantité des échantillons dilués sous un microscope composé au grossissement X 400 (Figure 3). Après que l’extraction d’ADN provenant d’échantillons de sperme prélevés moineaux e...

Ce protocole décrit cloacale massage, une technique non-invasive manuelle de collecte de sperme sur les oiseaux et l’extraction d’ADN de sperme aviaire à l’aide d’un kit d’extraction commerciale sous réserve de modifications.

Collecte de sperme aviaire Massage cloacale et l’isolement de l’ADN des spermatozoïdes par

Collection of semen may be useful for a wide range of applications including studies involving sperm quality, sperm telomere dynamics, and epigenetics. ...

L'objectif général de cette procédure est de recueillir du sperme à partir d'oiseaux mâles et d'isoler l'ADN à partir des échantillons de sperme. Cette méthode peut être utilisée pour répondre à des questions clés en écologie comportementale et évolutive liées à la compétition spermatique et à l'hérédité épigénétique. Le principal avantage de cette technique est sa facilité d'utilisation.Le massage cloacal peut être effectué rapidement sur le terrain ou en laboratoire, et la méthode d'extraction de l'ADN utilise un kit disponible commercialement, avec des modifications. Cette technique peut être utilisée sur des oiseaux sauvages ou en captivité pendant la saison de reproduction, et dans certaines situations en captivité, elle peut être efficace toute l'année. Saisissez le mâle reproductivement actif avec une prise de bagueur dans la main non dominante.Ensuite, transférez-le à la main dominante de sorte que sa face ventrale touche la paume et que sa tête se trouve au niveau du bord latéral de la paume. Maintenant, maintenez légèrement la tête et le corps à l’aide de l’auriculaire, de l’annulaire et du majeur. L’orifice cloacal et la queue de l’oiseau sont désormais exposés.Les pattes peuvent être laissées libres ou légèrement maintenues à l’aide de la paume. Ensuite, évertébrer le cloaque en plaçant l’index et le pouce de la main dominante de chaque côté de son extrémité supérieure, en pinçant légèrement tout en exerçant une pression douce vers la queue. La muqueuse cloacale rose doit apparaître clairement, sauf si l’oiseau ne produit pas de sperme.Avec de l'expérience, il est facile de distinguer les cloaques des mâles reproducteurs des mâles non actifs. Pour recueillir le sperme, placez le bout du doigt index de la main non dominante sur la face dorsale à la base de la queue afin d'assurer la stabilité, puis positionnez l'extrémité du pouce juste en dessous de la cloaque évertébrée. Un ongle court et lisse est fortement recommandé.Déplacez maintenant le pouce profondément et crânialement selon un mouvement répétitif avec une pression modérée, en restant sous la cloaque jusqu'à ce que l'oiseau éjacule. Cela peut nécessiter d'un seul mouvement à plusieurs dizaines de mouvements. Dès que l'oiseau éjacule, recueillez le sperme visqueux de couleur brun clair dans un tube de microhématocrite.Les substances blanches ou foncées sont des contaminants, tandis que toute présence de sang indique que trop de pression a été appliquée. Si nécessaire, répétez le massage pour obtenir plusieurs éjaculats. Pour l'extraction de l'ADN, transférez l'échantillon dans un tube de microcentrifugeuse contenant 20 microlitres de PBS.Pour confirmer la présence de spermatozoïdes dans l'échantillon, observer une petite quantité de l'échantillon dilué au microscope composé à un grossissement de 400X. Ensuite, conserver les échantillons de spermatozoïdes à −80 °C jusqu'à leur utilisation. Ce protocole est une modification d'un kit commercial.Préparez des aliquotes de 10 microlitres de DTT à une molaire dans de l'eau, conservées à moins 20 degrés Celsius. Juste avant de commencer l'extraction de l'ADN, mélangez une aliquote de DTT avec une aliquote de chlorure de tris pour chaque échantillon. Ajoutez ensuite 70 microlitres de PBS à chaque échantillon et vortexez les mélanges.Ensuite, ajoutez un mélange de tampon DTT et 10 microlitres de solution de protéinase K à chaque échantillon. Pour homogénéiser les échantillons, vortexez-les pendant 20 secondes. Chargez maintenant les échantillons dans un incubateur à 65 degrés Celsius équipé d'un agitateur, et incubez-les pendant une heure avec une agitation douce.Après l'incubation, ajouter 200 microlitres de tampon AL et 200 microlitres d'éthanol frais à 100 %, puis vortexer les échantillons pendant 20 secondes. Ensuite, transférer chaque échantillon dans une colonne de centrifugation et centrifuger pendant une minute à 6 000G. Jeter le tube de collecte et placer les colonnes sur de nouveaux tubes.Ajouter 500 microlitres de tampon AW1 sur la colonne, puis faire une nouvelle centrifugation des colonnes. Jeter à nouveau le tube de collecte et placer les colonnes sur de nouveaux tubes. Ajouter maintenant 500 microlitres de tampon AW2 et répéter la centrifugation.Ensuite, jetez le flux sortant et replacez la colonne de centrifugation dans la centrifugeuse pour trois minutes de centrifugation, maintenant à 20 000G. Puis jetez le tube de collecte et placez la colonne sur un tube de microcentrifugeuse. Ajoutez maintenant directement sur la membrane de la colonne 35 microlitres de tampon AE et laissez la solution éluer l'ADN pendant cinq minutes à température ambiante.Ensuite, transférez l'éluat contenant l'ADN dans un tube microcentrifuge à l'aide d'une centrifugation de 60 secondes. Éliminez maintenant les colonnes et conservez l'ADN à moins 80 degrés Celsius. Les méthodes décrites de massage cloacal et d'extraction de l'ADN ont été utilisées avec succès sur plusieurs espèces de passereaux ainsi que sur une espèce de columbidé.Lorsqu'une électrophorèse sur gel de l'ADN extrait présente des bandes nettes, sans traînage, cela indique une isolation réussie d'ADN de haute qualité. Cet exemple provient d'ADN de sperme de moineau domestique. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment prélever délicatement des échantillons de sperme chez des oiseaux mâles reproducteurs par massage cloacal, et comment extraire l'ADN de ces échantillons de sperme à l'aide d'un kit d'extraction.Une fois maîtrisée, la massage cloacal peut être effectué en quelques secondes seulement s'il est réalisé correctement.

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Ce protocole décrit une méthode de criblage de spermatozoïdes de haute qualité avec un faible indice de fragmentation de l’ADN en utilisant les caractéristiques de motilité des spermatozoïdes et la thigmotaxie. La méthode utilise un couloir de nage horizontal en forme de U, permettant aux spermatozoïdes de haute qualité d’atteindre le côté opposé à travers des gouttelettes tampons, tandis que les spermatozoïdes morts, les débris cellulaires et les impuretés sont exclus.

Technique de nage horizontale en forme de U pour la préparation de spermatozoïdes de haute qualité avec un faible indice de fragmentation de l’ADN

Cette procédure vise à identifier les métabolites transférés des spermatozoïdes aux ovocytes lors de la fécondation en utilisant un marquage isotopique stable avec du glucose 2H, 2O ou U13C suivi d’une analyse métabolomique. Les taureaux marqués au deutérium sont accouplés avec des mères non étiquetées. Les embryons préimplantatoires collectés sont analysés par spectrométrie de masse pour trier les métabolites paternels (deutérés) des métabolites maternels (non deutérés).

Marquage in vivo d’isotopes stables pour l’identification par spectrométrie de masse des métabolites paternels transférés du spermatozoïde à l’ovocyte pendant la fécondation

Ce protocole présente une technique simple de microaspiration pour isoler des cellules somatiques (SC) viables à partir du sperme équin cryopréservé. Contrairement aux approches traditionnelles, cette technique évite les longues cultures in vitro et permet de contourner la contamination par les spermatozoïdes, permettant une utilisation immédiate dans le clonage des cellules somatiques.

Une technique simple de microaspiration pour isoler les cellules somatiques du sperme équin cryopréservé en tant que donneurs nucléaires pour le clonage

Apprenez à collecter le sperme aviaire par massage cloacal et à isoler l'ADN des spermatozoïdes avec une méthode non invasive adaptée aux études en écologie évolutive et génétique.

Collecte de sperme aviaire Massage cloacale et l’isolement de l’ADN des spermatozoïdes par

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