Mesure et modélisation contractile séchage dans Human stratum corneum

L’objectif global de cette méthode est de quantifier la rigidité mécanique dynamique et l’accumulation de contraintes de séchage dans des échantillons ex vivo de la couche cornée humaine, après différents traitements chimiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines de la biomécanique et des sciences cosmétiques, telles que la façon dont la composition de la couche cornée ou le traitement du tissu cutané avec des produits de soins personnels peuvent influencer, ses propriétés mécaniques et son comportement de séchage dynamique. Le principal avantage de cette technique est qu’elle offre une alternative plus rapide aux autres méthodes d’évaluation mécanique, nécessite beaucoup moins de tissu cutané et permet un séchage plus pertinent sur le plan physiologique en empêchant l’évaporation de la face inférieure de l’échantillon.

Pour préparer des lamelles revêtues d’élastomère, fabriquez d’abord l’agent de durcissement Sylgard 184 avec des solides de base dans un rapport base/agent de durcissement de 55 pour un, jusqu’à ce qu’il soit homogène. Six grammes au total sont nécessaires. Ensuite, dégazez la solution.

Utilisez ensuite la solution pour enduire les lamelles sur une machine à essorer. À l’aide d’une pipette de gros calibre, déposer un millilitre du mélange au centre sur une lamelle. Ensuite, essorez la lamelle à 2 000 tr/min pendant 60 secondes.

Faites cinq ou six lamelles enduites de cette manière. Pour durcir les lamelles, conservez-les dans un four à 60 degrés Celsius pendant 12 heures. Le lendemain, mesurez l’épaisseur des films d’élastomère.

À l’aide d’une lame de rasoir, soulevez un bord du film élastomère de la lamelle. Ensuite, à l’aide d’un marqueur indélébile, vous marquez la face supérieure du film élastomère et la lamelle traitée en dessous. Maintenant, à l’aide d’un microscope inversé, mesurez la hauteur Z entre les plans focaux des marques pour mesurer l’épaisseur des films.

Suivez les procédures standard pour préparer le tissu SC. Pour faire des échantillons, prélevez des poinçons de six millimètres de diamètre sur le SC. Sur les échantillons, placez une marque au centre de la face la plus externe à l’aide d’un marqueur indélébile. Ensuite, déposez des billes de marqueur fluorescent sur la surface du SC en faisant flotter les échantillons dans 15 millilitres d’eau, contenant environ 90 microlitres de concentré de billes.

Utilisez une agitation douce pendant 30 minutes et ajustez la concentration du cordon au besoin. Après le traitement, plongez chaque échantillon dans l’eau pour le monter sur l’élastomère. Positionnez une lamelle recouverte à un angle faible, de 15 à 30 degrés sous le SC, avec l’élastomère vers la face inférieure du SC. Soulevez ensuite la lamelle de l’eau avec le SC fixé au-dessus, ce qui permet de plastifier en douceur l’échantillon SC sans plis ni air emprisonné.

Ensuite, séchez les échantillons montés dans des conditions ambiantes pendant environ une heure. Une fois séchés, transférez les échantillons dans une chambre hermétiquement fermée contenant un bol d’eau. Laissez les échantillons s’équilibrer avec l’humidité pendant 24 heures.

Le lendemain, montez un échantillon dans une chambre de perfusion pour une séance d’imagerie prolongée. Placez la chambre de perfusion sur le substrat et scellez les bords de la chambre de perfusion à l’élastomère à l’aide de graisse sous vide. Enregistrez ensuite des images en lumière fluorescente et en lumière transmise avec un champ de vision suffisamment grand pour capturer l’échantillon SC complet.

Au cours des 16 prochaines heures, prenez une image toutes les 10 minutes. Dans une hotte chimique, chargez un petit bouchon en plastique avec un millilitre de silane. Transférez le capuchon dans un récipient scellé avec une lamelle doublée d’élastomère, sans contact direct.

Laissez-les incuber à température ambiante pendant cinq heures. Pendant ce temps, préparez 20 millilitres de solution de billes selon le protocole textuel, puis versez-le dans un plat de 10 centimètres. Après cinq heures, placez lentement les substrats silanés, côté élastomère vers le bas, dans la solution de billes.

Chargez deux substrats dans chaque plat et laissez les substrats réagir avec les billes pendant 45 minutes. Plus tard, à l’aide d’une pince à épiler, retirez les substrats et rincez-les à l’eau distillée pour enlever les billes détachées. Ensuite, séchez-les sous un léger jet d’air comprimé et stockez-les dans une boîte opaque et scellée.

En utilisant la technique décrite précédemment, transférez les échantillons de CS sur un substrat traité dans un bain d’eau. Immédiatement après avoir monté le SC, appliquez une goutte de cinq microlitres de solution de perle de marqueur fluorescent non diluée dessus. Laissez ensuite sécher le SC pendant 60 minutes.

Maintenant, mesurez l’épaisseur du SC à l’aide du microscope avec une lentille subjective 40x dans une chambre de perfusion. Mesurez l’épaisseur du SC au fil du temps, à l’aide d’un accessoire de mise au point à distance pour enregistrer la différence de hauteur Z entre les deux couches de billes. Une couche se trouve à l’interface du substrat SC et l’autre se trouve au-dessus du SC. À l’aide des techniques décrites, un échantillon de CS a été préparé et recouvert de billes fluorescentes.

Après 16 heures de séchage, à 25 % d’humidité relative, les déplacements ont été mesurés. En raison de la symétrie circulaire des échantillons, la moyenne de ces déplacements a été calculée en azimutal. Tout au long du séchage, les déplacements azimutaux restent faibles.

Les profils de déplacement radial, cependant, augmentaient de manière monotone du centre vers le bord et augmentaient en amplitude jusqu’à ce qu’un équilibre soit atteint. Les profils enregistrés à des intervalles de 30 minutes montrent l’évolution temporelle des déplacements dans le plan. L’épaisseur moyenne du SC a diminué pendant le séchage, principalement au cours des deux premières heures.

La dynamique de séchage a ensuite été analysée en ajustant les profils de déplacement à un modèle de contractilité linéaire et élastique à l’aide d’une approche des moindres carrés minimum. Du modèle, la contrainte de séchage contractuelle a été extraite, ainsi que le module d’élasticité. Les deux paramètres ont augmenté rapidement au cours des deux premières heures de séchage.

Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de coller complètement les échantillons sur le substrat. Après cette procédure, d’autres méthodes telles que la coloration des lipides peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que la façon dont certains traitements cosmétiques modifient la composition lipidique des tissus.