L'évaluation simultanée de l'hémodynamique cérébrale et Light Scattering Propriétés du In Vivo Cerveau de rat en utilisant multispectral Imaging Diffuse Réflectance

L’objectif global de cette procédure est de visualiser l’hémodynamique et la propriété de diffusion de la lumière du tissu cérébral in vivo. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’optique biomédicale grâce à l’utilisation de l’imagerie pour les signaux optiques intrinsèques dans les tissus cérébraux du rat. Le principal avantage de cette technique est qu’il est possible d’évaluer des changements temporels particuliers dans l’hémodynamique post-cérébrale et la morphologie du tissu cortical.

Les implications de cette technique s’étendent à la surveillance des fonctions cérébrales et de la viabilité de divers modèles de troubles cérébraux, car les expériences avec ces modèles animaux sont souvent effectuées à travers la fenêtre crânienne. Cette méthode peut donc donner un aperçu des signaux optiques intrinsèques. Il peut également être appliqué à d’autres techniques d’imagerie spectrale.

Commencez par fixer la tête du rat dans un cadre stéréotaxique. Après l’anesthésie, rasez la région de la tête au-delà du site d’incision potentiel à l’aide d’une tondeuse à cheveux jusqu’à ce que la surface de la peau apparaisse. Faites ensuite une incision longitudinale d’environ 20 millimètres de long le long de la ligne médiane de la tête à l’aide d’un scalpel chirurgical.

Et exposer les tissus conjonctifs sous-cutanés. Retirez les tissus conjonctifs sous-cutanés à l’aide d’une curette pointue et tirez-la des deux côtés de la tête pour exposer l’os du crâne. Ensuite, utilisez une perceuse à grande vitesse pour creuser un fossé ellipsoïdal sur l’os du crâne à l’intérieur des sutures crâniennes.

Ensuite, creusez lentement et uniformément l’os du crâne à l’intérieur du fossé. Ensuite, appuyez légèrement sur la surface du crâne aminci avec la pointe de la pince pour estimer l’épaisseur et la force de l’os après l’apparition d’un vaisseau sanguin cérébral. Ensuite, utilisez la pointe de la pince pour couper la ligne de bordure ellipsoïdale du crâne aminci au coup par coup.

Et retirez lentement le crâne aminci de la surface du cerveau. Enfin, baignez doucement la fenêtre crânienne avec une solution saline physiologique et couvrez-la d’une plaque de verre transparente d’environ 0,1 millimètre d’épaisseur. Commencez par utiliser un tube pour connecter le premier port d’un tube en forme de Y appelé connecteur un au premier port d’un autre tube en forme de Y appelé connecteur deux.

Connectez ensuite l’orifice d’entrée de l’embout buccal au deuxième orifice du connecteur de tube. Ensuite, utilisez un tube pour connecter le troisième port du connecteur de tube à un appareil de surveillance de la concentration d’oxygène. De même, utilisez un tube pour connecter le deuxième port du connecteur de tube deux à l’orifice de sortie d’un appareil d’anesthésie, et utilisez un autre tube pour connecter le troisième port du connecteur de tube deux à l’orifice de sortie d’un appareil de mélange de gaz.

Ensuite, utilisez un tube pour connecter un orifice d’entrée du dispositif de mélange de gaz à une bouteille de gaz haute pression 95 % o2 5 % co2. De même, connectez l’autre orifice d’entrée du dispositif de mélange de gaz à une bouteille de gaz haute pression 95 %n2 5 %co2 à l’aide d’un tube. Utilisez ensuite les boutons rotatifs de l’appareil de mélange de gaz pour modifier les débits de gaz de o2 et n2.

Enfin, vérifiez et régulez la fraction d’oxygène inspiré ou fio2 à l’aide du moniteur de concentration d’oxygène. Commencez par placer doucement le rat sur la scène et ajustez lentement le niveau de STage afin que la caméra puisse se concentrer sur la surface du cerveau du rat. Dans le logiciel d’acquisition d’images, sélectionnez la commande save dans le menu Fichier pour enregistrer une image dans un fichier, en la nommant en fonction de l’échantillon et de la longueur d’onde.

Changez ensuite l’emplacement du filtre en tournant la roue porteuse. Répétez l’acquisition de l’image à chacune des neuf longueurs d’onde. Ensuite, éteignez la source lumineuse de la lampe halogène.

Bloquez le chemin de la lumière vers le système de caméra du dispositif à couplage de charge monochromatique à l’aide d’une plaque de blindage. Enfin, sélectionnez la commande save dans le menu Fichier et choisissez un nom de fichier qui identifie l’échantillon. Les images estimées de la concentration d’hémoglobine, de l’état d’oxygénation et de la puissance de diffusion pour le cerveau de rat exposé in vivo sont présentées ici.

La concentration d’hémoglobine oxygénée et la saturation régionale en oxygène dans l’artériole sont plus élevées que celles dans les veinules. Ici, des images d’un cerveau de rat exposé lors de changements de fio2 pour la puissance de diffusion de la lumière B sont montrées ici. La valeur de B a légèrement augmenté au cours de la période allant du début de l’anoxie jusqu’à l’arrêt respiratoire, alors qu’elle a diminué de façon continue pendant la période de cinq minutes à 30 minutes après le début de l’anoxie.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en trois heures si elle est exécutée correctement. Lors de la mesure des images spectrales, il est important de ne pas oublier de maintenir la disposition des composants optiques. Suite à cette procédure, d’autres méthodes telles que l’imagerie multispectrale rapide peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires sur les signaux intrinsèques post-optiques.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de visualiser les propriétés hémodynamiques et de diffusion de la lumière des cerveaux de rats exposés in vivo. N’oubliez pas que travailler avec de l’isoflurane peut être dangereux et que les débits de gaz anesthésiques doivent être contrôlés avec un théâtre de récupération des gaz anesthésiques.