Name: Comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans Embryonic Zebrafish (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Apprenez à étudier le comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans un modèle de xénogreffe de zebrafish embryonnaire. Cette méthode permet d'évaluer le potentiel métastatique et de développer des thérapies anti-métastatiques.

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Les études sur les membres de la famille du TGF-β sont pris en charge par le Centre de génomique du cancer des Pays-Bas. Sijia Liu Jiang Ren et sont pris en charge par le Conseil des bourses d&#39;études en Chine pour 4 années d&#39;études à l&#39;Université de Leiden. Nous tenons à remercier le Dr Fred Miller (Barbara Ann Karmanos Cancer Institute, Detroit, MI, USA) pour les lignées cellulaires MCF10A.

Toutes les recherches en utilisant la Tg zebrafish fluorescente transgénique (de Fli: EGFP) souche, qui a amélioré la protéine fluorescente verte (EGFP) marqué à la vasculature 20, y compris le logement et les expériences, a été réalisée conformément aux directives internationales et a été approuvé par le Comité institutionnel local pour le bien-être des animaux (Dier Ethische Commissie (DEC) du Centre médical de l&#39;Université de Leiden. Remarque: Comme résumé sur la figure 1, le protocole est grossièrement divisé en quatre étapes: collecte d&#39;embryons (Figure 1A), la micro - injection (figure 1B), le dépistage (figure 1c), et l&#39; analyse (figure 1D). 1. Préparer les aiguilles d&#39;injection <ol><li> Préparer des aiguilles d&#39;injection avec microcapillaires en verre de borosilicate. Mettre un microcapillaire dans un dispositif d&#39;étirage de micropipettes avec les paramètres suivants: pression d&#39;air, 500; la chaleur, 650; tirer, 100; vitesse, 200; temps,40. Maintenir les aiguilles d&#39;injection dans une plaque porte-aiguille jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient utilisés pour l&#39;injection. </li></ol> 2. Préparer les fluorescents, génétiquement les cellules cancéreuses Labellisées du sein pour injection <ol><li> Culture cancer mammaire humain MDA-MB-231 cellules à 37 ° C dans du milieu DMEM glucose élevé contenant de la L-glutamine, 10% de sérum bovin fœtal et 1: 100 de pénicilline-streptomycine (pen-strep). </li><li> Culture des lignées de cellules epitheliales du sein, MCF10A (M1) et MCF10A-Ras (M2), à 37 ° C dans du milieu DMEM / F12 contenant de la L-glutamine avec 5% de sérum de cheval, 20 ng / ml de facteur de croissance épidermique, 10 mg / mL insuline, 100 ng / ml d&#39;entérotoxine cholérique, 0,5 mg / ml d&#39;hydrocortisone et 1: 100 pen-strep. </li><li> Produire mCherry lentivirus par co-transfection PLV-mCherry, pCMV-VSVG 21, pMDLg-RRE (gag / pol) 22, et pRSV-REV 22 plasmide dans des cellules HEK293T. récolte des surnageants de cellules 48 h après la transfection et stocker à -80 ° C. </li><li> jenfect MDA-MB-231, M1, M2 et des cellules à confluence de 30% pendant 24 heures avec des surnageants dilués lentiviraux 1: 1 avec du milieu de culture normal en présence de 5 ng / ml de polybrène. </li><li> Sélectionner des clones monocellulaires en diluant les cellules dans une plaque à 96 puits, ce qui permet l&#39;excroissance de clones de cellules isolées, jusqu&#39;à l&#39;obtention des lignées cellulaires stables exprimant mCherry. </li><li> Culture un flacon T75 de cellules pour l&#39;injection. Récolter les cellules à 80% de confluence avec un traitement à la trypsine-EDTA 0,5%. Laver les cellules avec du PBS 1x fois 2-3. </li><li> Re-suspendre les cellules dans environ 200 pi de PBS. Magasin à les 4 ° C pendant moins de 5 h avant l&#39;injection. </li></ol> 3. Préparer Embryons pour injection Zebrafish <ol><li> Mettre en place les couples reproducteurs de poisson zèbre et de recueillir des embryons, comme indiqué dans un précédent article JoVE par Rosen et al. 23. </li><li> Sélectionnez les embryons qui sont à 0-4 HPF en supprimant les embryons non fécondés et anormaux. Gardez les embryons dans une dis Petrih d&#39;eau d&#39;oeuf (60 sels de mer ug / ml; ~ 60 embryons / boîte) et incuber à 28 ° C. </li><li> Dechorionate les embryons avec des pincettes fines à 48 HPF. </li><li> Anesthésier les embryons en les transférant à 40 ug / mL de tricaïne (acide 3-aminobenzoïque) contenant de l&#39;eau d&#39;oeuf à environ 2 min avant l&#39;injection, mais pas plus de 2 h avant l&#39;injection. NOTE: tricaïne solution mère (4 mg / ml, 100x) est préparé sous forme de 400 mg de poudre de tricaïne dans 97,9 ml d&#39;eau doublement distillée et 2,1 ml de 1 M Tris-base (pH 9), avec le pH ajusté à 7,4. A conserver dans le congélateur à -20 ° C. </li></ol> 4. Injecter des cellules humaines du cancer du sein dans l&#39;espace périvitellin <ol><li> Charge: 15 ul de la suspension cellulaire dans une aiguille d&#39;injection. Monter l&#39;aiguille sur le micromanipulateur et détacher la pointe d&#39;aiguille avec des pinces fines afin d&#39;obtenir un diamètre d&#39;ouverture d&#39;extrémité de 5 à 10 um. </li><li> Utiliser un picopump pneumatique et un manipulateur pour exécuter la micro-injection. ADJUst le picopump à injecter 400 cellules à chaque fois. Avant l&#39;injection, compter les nombres de cellules manuellement par l&#39;injection des cellules sur la partie supérieure d&#39;une boîte de Petri contenant 1% d&#39;agarose. </li><li> mise en ligne des embryons anesthésiés (2-3 jours après la fécondation (dpf)) sur une surface plane, 1% d&#39;agarose plaque injection, environ 10 embryons à chaque fois. </li><li> Orienter la plaque d&#39;injection à la main pendant les injections de placer les embryons dans la position préférée pour l&#39; insertion de l&#39;aiguille ( par exemple, en diagonale). </li><li> Pointer le bout de l&#39; aiguille au niveau du site d&#39;injection et insérer doucement la pointe de l&#39; aiguille dans l&#39;espace périvitellin entre le sac vitellin et le périderme de l&#39;embryon de poisson zèbre (figure 2A). </li><li> Injecter environ 400 cellules tumorales mCherry marqué. Assurez-vous que le sac jaune n&#39;est pas rompu pour éviter l&#39;implantation dans le sac jaune. </li></ol> 5. Injecter des cellules humaines du cancer du sein dans le Doc <ol><li> Préparer l&#39;aiguille d&#39;injection et embryons de poisson zèbre comme décrit i<html> protocole n étapes 1, 2 et 3. </li><li> Utiliser une aiguille angle de 45 ° de sorte que le Doc peut être approché à partir du côté dorsal de l&#39;embryon. </li><li> Insérer l&#39;aiguille dans le point de départ du Doc (figure 3A), juste dorsale à l&#39; endroit où le conduit commence l&#39; élargissement sur le sac vitellin, et injecter environ 400 cellules; l&#39;injection est correct si le volume intérieur de la conduite se développe directement après l&#39;impulsion et la vésicule ombilicale. NOTE: Plusieurs injections consécutives peut être effectuée sans extraire l&#39;aiguille. </li><li> Transférer les embryons de poisson zèbre injecté à l&#39;eau d&#39;oeuf. NOTE: Comme une variation considérable existe entre les embryons de poisson zèbre individuels, et comme la mort d&#39;embryons après l&#39;injection peut se produire, un nombre relativement important d&#39;embryons de poisson zèbre (environ 100) doit être injecté avec des cellules cancéreuses. </li><li> Maintenir les embryons de poisson zèbre à 33 ° C pour tenir compte des conditions de température optimales pour les poissons et les cellules de mammifères. </li></ol>_title &quot;&gt; 6. Écran du Injecté Embryons <ol><li> Cribler chaque poisson sous un stéréomicroscope de fluorescence à 2 h post-injection (hpi) pour l&#39;injection de l&#39; espace périvitellin (Figure 2) ou à 24/2 hpi pour l&#39;injection de Doc (figure 2) pour assurer que l&#39; on injecte toutes les embryons avec un le même nombre de cellules tumorales. Retirer les embryons avec des erreurs d&#39;injection, telles que les ruptures (figure 2B) ou des injections (figure 3B) de la vésicule ombilicale, et choisir les embryons avec des cellules injectées ci - dessous (figures 2C et 3B) ou au- dessus (figures 2D et 3B) seuil. Ne garder que les embryons avec environ 400 cellules en culture. </li><li> Règle la possibilité que les cellules sont introduites directement dans la circulation au cours du processus d&#39;injection en retirant les embryons avec des cellules déjà en circulation. De plus, enlever un embryon à une cellule de masse à proximité de la Doc (Figure 2D </strong&gt;). </li></ol> 7. image et analyser le processus métastasique <ol><li> Recueillir plusieurs embryons anesthésiés avec une pipette de Pasteur large pointe et les transférer vers le fond de verre d&#39;une boîte en polystyrène. </li><li> Retirer l&#39;excès d&#39;eau et de garder une quantité limitée d&#39;eau d&#39;œufs. Manipuler l&#39;embryon en position avec un outil de boucle de cheveux et de placer un couvercle sur le dessus du verre. </li><li> Utilisation d&#39;un microscope confocal inversé en combinaison avec l&#39;eau d&#39;immersion ou objectifs secs à longue distance. Placez l&#39;embryon de telle sorte que la région d&#39;intérêt est aussi proche de l&#39;objectif que possible. </li><li> Imager immédiatement après l&#39;anesthésie pour réduire le risque de mort due à l&#39;évaporation du liquide. <ol><li> des signaux de capture de EGFP marqué vasculature et les cellules tumorales marquées mCherry à la même position sur les embryons de co-injectées avec des cellules enregistrer les vaisseaux sanguins en fusionnant les deux canaux d&#39;imagerie. </li><li> Pour chaque embryon de poisson zèbre, recueillir deux ensembles différents d&#39;imagesà partir de la zone de tête et la région de queue. </li></ol></li><li> Quantifier le nombre de cellules disséminées. <ol><li> Pour les injections d&#39;espace périvitellin, compter le nombre de cellules dans chaque poisson ayant diffusé à partir de la masse cellulaire vers le corps du poisson embryonnaire dans les régions de tête et de queue 4, 15; les régions sont au-delà des limites de la cavité cardiaque frontalement, au-dessus de la face dorsale de la vessie natatoire, et au-delà de l&#39;ouverture urogénitale caudale. </li><li> Pour l&#39;injection de Doc, compter le nombre de cellules individuelles qui ont envahi les fibres de collagène de l&#39;empennage de la circulation (MDA-MB-231) ou le nombre de groupes formés par des cellules collectivement (M2) dans le tissu hématopoïétique caudal (CHT) de chaque poisson zèbre 19. </li></ol></li><li> Étude invasion et métastases plus en détail à l&#39;aide de la microscopie confocale (fortement recommandé). <ol><li> Utiliser un faible grossissement (objectif 4X) à l&#39;image l&#39;ensemblele corps et pour obtenir une vue d&#39;ensemble du motif de diffusion de cellules tumorales. REMARQUE: un grossissement supérieur (20X et 40X objectifs) est adapté à l&#39;étude de l&#39;angiogenèse intra et péri-tumorale et la localisation précise des cellules disséminées dans le corps de l&#39;embryon. </li><li> Utiliser un laser de 488 nm pour balayer le système vasculaire d&#39;embryons de poisson zèbre et un laser 543 nm pour balayer les cellules tumorales implantées marqués par fluorescence rouge. Obtenir une image de haute qualité en balayant chaque embryon dans huit à dix étapes. Numériser et faire la moyenne de chaque étape six fois. </li></ol></li><li> placer délicatement l&#39;embryon dans l&#39;eau d&#39;œuf si elle est nécessaire pour d&#39;autres expériences. </li></ol> 8. Effectuer une analyse statistique en utilisant une analyse de variance (Anova) Suivi par analyse post - hoc

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Ici, nous avons décrit deux méthodes pour étudier le comportement invasif des cellules cancéreuses du sein dans Tg (FLI1: EGFP) embryons de poisson zèbre, avec des injections d&#39;espace périvitelline et Doc. En injectant des cellules cancéreuses marquées par un colorant chimique ou protéine fluorescente dans des embryons de poisson zèbre transgénique, les caractéristiques dynamiques et spatiales de l&#39;invasion et les métastases peuvent être clairement suivis en temps réel à la seule cellule ou au niveau du...

Overt métastases du cancer dans la clinique comprend une série d&#39;événements complexes et en plusieurs étapes appelées la « cascade métastatique ». La cascade a été largement revue et peut être disséqué en plusieurs étapes successives: l&#39; invasion locale, intravasculaire, diffusion, arrestation, extravasation et la colonisation 1, 2. Une meilleure compréhension de la pathogenèse des métastases du cancer et l&#39;élaboration de stratégies de traitement potentielles in vivo nécessitent des modèles d&#39;accueil robustes de propagation des cellules cancéreuses. Modèles murins sont bien établis et sont largement utilisés pour évaluer les métastases 3, mais ces approches ont une faible efficacité et les limites éthiques et sont coûteuses comme un modèle avant - garde pour déterminer si une manipulation particulière pourrait affecter le phénotype métastatique. D&#39;autres efficaces, fiables, les modèles à faible coût sont nécessaires pour accéder rapidement aux effets potentiels de (Epi) modifications génétiques ou pharmacologcomposés iques. En raison de leur forte homologie génétique avec l&#39;homme et la transparence de leurs embryons de poisson zèbre (Danio rerio) ont émergé comme un modèle de vertébrés importants et sont de plus en plus appliquée à l&#39;étude des processus de développement, les interactions microbe-hôte, les maladies humaines, le dépistage des drogues, etc. . 4. Les modèles de métastases cancéreuses établies chez le poisson zèbre peut fournir une réponse aux insuffisances des modèles de rongeurs 5, 6. Bien que la néoplasie spontanée est à peine vu chez le poisson zèbre sauvage 7, il existe plusieurs techniques de longue date pour induire le cancer désiré chez le poisson zèbre. Mutations du gène cancérigène ou induite par activation de la voie de signalisation peuvent histologiquement et le modèle moléculaire carcinogenèse, mimant la maladie humaine chez le poisson zèbre 7, 8, 9. par taking avantage de diversité avant et arrière manipulations génétiques des oncogènes ou des suppresseurs de tumeurs, (transgéniques) zebrafish ont également permis des études potentiels de la formation du cancer et de maintenance 6, 10. Les modèles de cancer induits chez le poisson zèbre couvrent un large spectre, y compris digestif, reproductif, le sang, le système nerveux et l&#39; épithélium 6. L&#39;utilisation du poisson zèbre dans la recherche sur le cancer a augmenté récemment en raison de la mise en place de modèles de xénogreffes de cellules tumorales humaines dans cet organisme. Ce fut d&#39; abord rapporté avec des cellules de mélanome métastatique humaines qui ont été greffées avec succès dans des embryons de poisson zèbre au stade de la blastula en 2005 11. Plusieurs laboratoires indépendants ont validé la faisabilité de ce travail de pionnier en introduisant toute une gamme de cellules cancéreuses de mammifères dans des lignes à zebrafish différents sites et stades de développement 5 &lt;/ Sup&gt;. Par exemple, des injections près blastodisque et blastocyste du stade blastula; injections dans le sac vitellin, l&#39;espace périvitellin, canal de Cuvier (Doc), et la veine cardinale postérieure de 6-h- à des embryons âgés de 5 jours; et des injections dans la cavité péritonéale de vieux de 30 jours de larves immunodéprimés ont été effectuées 5, 12. De plus, la tumeur allogénique transplantations ont également été signalées dans 12 zebrafish, 13. L&#39;un des grands avantages de l&#39;utilisation xénogreffes est que les cellules cancéreuses greffées peuvent être facilement marquées par fluorescence et distingué des cellules normales. Par conséquent, les enquêtes sur les comportements dynamiques de la formation de microtumor 14, l&#39; invasion cellulaire et la métastase 15, 16, 17, l&#39; angiogenèse induite par une tumeur 15, 18, et les interactions entre les cellules cancéreuses et les facteurs de l&#39; hôte 17 peut être clairement visualisé dans le corps de poissons vivants, en particulier lorsque les lignes de poisson - zèbre transgénique sont appliqués 5. Inspiré par le fort potentiel des modèles de poisson zèbre de xénogreffes pour évaluer les métastases, nous avons démontré les propriétés transvasculaires extravasation de différentes lignées cellulaires du cancer du sein dans la zone tailfin de Tg (FLI: EGFP) embryons de poisson zèbre par des injections de Doc 16. Le rôle de facteur de transformation-β (TGF-β de) 16 et protéines morphogénétiques osseuses (BMP) 19 voies de signalisation dans pro / invasion des cellules cancéreuses anti-sein et métastases croissance ont également été étudiée dans ce modèle. De plus, nous avons également récapitulé la capacité de pénétration intravasculaire de diverses lignées cellulaires du cancer du sein en circulation en utilisant des modèles de xénogreffes avec des injections de poisson zèbre espace périvitelline. <p class = « jove_content »&gt; Cet article présente des protocoles détaillés pour les modèles à base de poisson zèbre xénogreffes lors de l&#39;injection des cellules cancéreuses du sein humain dans l&#39;espace périvitelline ou Doc. En utilisant l&#39;imagerie de fluorescence à haute résolution, nous montrons le processus représentatif de intravasculaire dans les vaisseaux sanguins et le comportement invasif des différentes cellules de cancer du sein humain, qui se déplacent à partir des vaisseaux sanguins dans la zone avasculaire tailfin.

<table><tbody><tr><td>Agarose</td><td>MP Biomedicals</td><td>AGAF0500</td><td></td></tr><tr><td>Verre borosilicaté capillaire</td><td>Harvard Appareil</td><td>300038</td><td></td></tr><tr><td>entérotoxine cholérique</td><td>Calbiochem</td><td>227035</td><td></td></tr><tr><td>Microscope confocal</td><td>Leica</td><td>SP5 STED</td><td></td></tr><tr><td>DMEM-milieu à haute teneur en glucose contenant de la L-glutamine</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Milieu DMEM/F-12 contenant de la L-glutamine</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>21041025</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 pince</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Facteur de croissance épidermique</td><td>Merck Millipore</td><td>01-107</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin&nbsp ;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>16140071</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope fluorescent</td><td>Leica</td><td>M165 FC</td><td></td></tr><tr><td>HEK293T lignée cellulaire</td><td>American Type Culture Collection</td><td>CRL-1573</td><td></td></tr><tr><td>Hydrocortisone</td><td>SigmaAldrich</td><td>227035</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de cheval</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>26050088</td><td></td></tr><tr><td>Insuline</td><td>SigmaAldrich</td><td>Lignée cellulaire I-6634</td><td></td></tr><tr><td>MCF10A (M1)</td><td>Aimablement fournie par le Dr Fred Miller (Barbara Ann Karmanos Cancer Institute, Detroit, MI, USA)&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr>Lignée <td></td><td></td><td>cellulaire MCF10Aras (M2)</td><td>Aimablement fournie par le Dr Fred Miller (Barbara Ann Karmanos Cancer Institute, Detroit, MI, USA)&nbsp ;</td></tr><tr><td>MDA-MB-231 lignée cellulaire</td><td>American Type Culture Collection</td><td>CRM-HTB-26</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur manuel&nbsp ;</td><td>World Precision Instruments</td><td>M3301R</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de micropipettes</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Pasteur à pointe large (0,5-20 & micro ; L)</td><td>Plasmide</td><td></td> Eppendorf F276456I <td></td></tr><tr><td>pCMV-VSVG</td><td>Aimablement fourni par Prof. Dr. Rob Hoeben (Centre médical de l’Université de Leiden, Leiden, Pays-Bas)</td>Pénicilline-Streptomycine (10 000 U/mL)ThermoFisher Scientific 15140122 PLV-mPlasmide Cherry Addgene 36084 Plasmide pMDLg-RRE (gag/pol)<td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Aimablement fourni par Prof. Dr. Rob Houben (Leiden University Medical Center, Leiden, Pays-Bas)</td></tr><tr><td>Pneumatic picoPump</td><td>World Precision Instruments</td><td>SYS-PV820</td><td></td></tr><tr><td>Polybrene</td><td>SigmaAldrich</td><td>107689</td><td></td></tr><tr><td>Prism 4</td><td>software GraphPad Software</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pRSV-REV plasmide</td><td></td><td></td><td>Aimablement fourni par Prof. Dr. Rob Hoeben (Leiden University Medical Center, Leiden, Pays-Bas)</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZ16FA</td><td></td></tr><tr><td>Tg (fli :EGFP) souche</td><td></td><td></td> de poisson-zèbre <td>Aimablement fourni par Dr. Ewa Snaar-Jagalska (Institut de biologie, Université de Leiden, Leiden, Pays-Bas)</td></tr><tr><td>Tris-base</td><td>SigmaAldrich</td><td>11814273001</td><td></td></tr><tr><td>Tricaïne (acide 3-aminobenzoïque)</td><td>SigmaAldrich</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA (0,5 %)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15400054 boîtes de</td><td></td></tr><tr><td>Pétri, polystyrène (60 &times ; 15 mm)</td><td>SigmaAldrich</td><td>P5481-500EA</td><td></td></tr><tr><td>Boîte en polystyrène avec fond en verre</td><td>WillCo</td><td>GWST-5040</td><td></td></tr></tbody></table>

comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans embryonic zebrafish

Invasive Behavior of Human Breast Cancer Cells in Embryonic Zebrafish

Dans de nombreux cas, les patients atteints de cancer ne meurent pas d&#39;une tumeur primaire, mais plutôt à cause de métastases. Bien que de nombreux modèles de rongeurs sont disponibles pour l&#39; étude des métastases cancéreuses in vivo, d&#39; autres efficaces, fiables, les modèles à faible coût sont nécessaires pour accéder rapidement aux effets potentiels de (Epi) modifications génétiques ou des composés pharmacologiques. En tant que tel, nous illustrons et expliquons la faisabilité des modèles de xénogreffes en utilisant des cellules de cancer du sein humain injecté dans des embryons de poisson zèbre pour soutenir cet objectif. Sous le microscope, ou des protéines fluorescentes marquées chimiquement les cellules cancéreuses du sein humain sont transplantés dans des embryons de poisson zèbre transgénique, Tg (fli: EGFP), à l&#39;espace périvitellin ou conduit de Cuvier (Doc) 48 h après la fécondation. Peu de temps après, le processus spatio-temporelle de l&#39;invasion de cellules cancéreuses, la diffusion, et des métastases dans le corps du poisson vivant est visualisé sous un microscope à fluorescence. Les modèles utilisant différents sites d&#39;injection, soit, parespace ivitelline ou Doc sont complémentaires les unes aux autres, ce qui reflète le stade précoce (étape de intravasation) et stade tardif (étape de extravasation) de la cascade métastatique en plusieurs étapes des événements. De plus, l&#39;angiogenèse péritumorale et intratumorale peut être observée avec l&#39;injection dans l&#39;espace périvitellin. La période expérimentale est plus de 8 jours. Ces deux modèles combinent marquage cellulaire, micro-transplantation, et des techniques d&#39;imagerie par fluorescence, ce qui permet l&#39;évaluation rapide de métastases du cancer en réponse à des manipulations génétiques et pharmacologiques.

Dans le modèle de poisson zèbre xénogreffe embryonnaire avec une injection d&#39;espace périvitelline, la diffusion hématogène des cellules cancéreuses marquées dans le corps du poisson est considéré comme la migration active. Ce processus peut être détecté et quantifié sous un microscope à fluorescence, comme décrit dans les procédés ci-dessus. Pour illustrer ce modèle de xénogreffe, nous avons suivi le processus de diffusion des différentes lignées cellulaires de cancer du sein connu (...

Nous décrivons ici les modèles de xénogreffes de poisson zèbre en utilisant deux sites d&#39;injection différents, à savoir, l&#39; espace périvitelline et canal de Cuvier, pour étudier le comportement invasif et d&#39;évaluer le potentiel de intravasculaire et extravasation des cellules cancéreuses du sein humain, respectivement.

Comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans Embryonic Zebrafish

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying ...

L'objectif général de cette microinjection de cellules humaines de cancer du sein dans des embryons de poisson zèbre est d'étudier le comportement invasif et d'évaluer le potentiel métastatique des cellules humaines de cancer du sein. Cette méthode permet de répondre à des questions clés concernant l'intravasation et l'extravasation, des processus essentiels dans la métastase cancéreuse. Le principal avantage de cette technique est qu'elle fournit un modèle in vivo élégant, rapide et peu coûteux pour mesurer la capacité des cellules cancéreuses à envahir les tissus et à métastaser.Les implications de cette technique s'étendent au développement de nouveaux composés pharmacologiques dotés d'une activité anti-métastatique. Bien que cette mesure puisse fournir des informations sur l'émission cancéreuse et la métastase, elle peut également être appliquée à l'étude de certains autres phénomènes, tels que l'angiogenèse péri-tumorale et la dormance des cellules cancéreuses. Pour commencer, cultivez des cellules de cancer du sein humaines MDA-MB-231 transduites, des cellules épithéliales mammaires MCF10A et des cellules épithéliales mammaires MCF10A-Ras dans un flacon T75.Une fois que les c

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Cette vidéo décrit une méthode de micro-injection pour l’administration de cellules cancéreuses du sein dans l’espace périvitellin d’embryons de poisson-zèbre transgénique. Après l’incubation, nous visualisons l’embryon au microscope fluorescent pour observer l’invasion, la dissémination et les métastases des cellules cancéreuses.

zPDX-Analyse de l’invasivité : étude du comportement invasif des cellules cancéreuses métastatiques dans les xénogreffes d’embryons de poisson-zèbre

Un moyen rapide pour le dépistage de modificateurs de mélanome en utilisant un modèle de tumeur poisson zèbre autochtone est présenté. Il tire profit du vecteur miniCoopR qui permet l'expression de gènes candidats de mélanome dans les mélanocytes. Une méthode pour obtenir des courbes de survie sans mélanome, un dosage invasion, un protocole pour la coloration d'anticorps de mélanocytes échelle et un essai de transplantation mélanome sont décrits.

Dépistage du mélanome Modificateurs l&#39;aide d&#39;un modèle de tumeur Zebrafish Autochtone

Le poisson-zèbre est un excellent système modèle pour les études génétiques et développementales. L’implantation de billes est une technique précieuse de manipulation tissulaire qui peut être utilisée pour interroger les mécanismes de développement en introduisant des altérations dans les environnements cellulaires locaux. Ce protocole décrit comment effectuer l’implantation de microbilles dans l’embryon de poisson-zèbre.

Microbead implantation dans l&#39;embryon de poisson zèbre

Cette méthode utilise des embryons de poisson zèbre pour tester efficacement la capacité invasive vasculaire des cellules cancéreuses. les cellules cancéreuses fluorescentes sont injectées dans le sinus précardiaque ou de sac vitellin d'embryons en développement. cellule cancéreuse invasion vasculaire et une extravasation est évaluée par microscopie de fluorescence de la région de la queue 24-96 heures plus tard.

Test de la capacité vasculaire invasive des cellules cancéreuses dans Zebrafish (<em&gt; Danio rerio</em&gt;)

La transplantation de cellules cancéreuses est un outil important pour l'identification des mécanismes du cancer et des réponses thérapeutiques. Les techniques actuelles dépendent des animaux immunitaire incompétents. Ici, nous décrivons une méthode pour transplanter des cellules tumorales de poissons zèbres en embryons immunologiquement compétents pour l'analyse à long terme du comportement des cellules tumorales et des réponses aux médicaments in vivo .

Transplantation de tumeurs cérébrales pédiatriques de poisson zèbre dans des hôtes immunisés pour une étude à long terme du comportement des cellules tumorales et de la réponse aux médicaments

Le but de cette méthode est de générer un modèle in vivo de l'angiogenèse tumorale en xénogreffer les cellules tumorales mammifères dans un embryon de poisson zèbre qui a des vaisseaux sanguins fluorescents étiquetés. En imagerie du xénogreffe et des vaisseaux associés, une mesure quantitative de la réponse angiogénique peut être obtenue.

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts In Vivo

Les modèles de xénogreffe de poisson zèbre permettent le dépistage des médicaments à haut débit et l’imagerie fluorescente des cellules cancéreuses humaines dans un microenvironnement in vivo. Nous avons mis au point un flux de travail pour le dépistage automatisé à grande échelle des médicaments sur des échantillons de leucémie dérivés du patient chez le poisson zèbre à l’aide d’une unité d’imagerie automatisée équipée d’un microscope à fluorescence.

Dépistage de drogue des xénogreffes dérivées de tumeur de patient primaire dans le poisson-zèbre

Décrit ici est une méthode pour utiliser des embryons de poisson zèbre pour étudier la capacité des nanoparticules fonctionnalisées à cibler les cellules cancéreuses humaines in vivo. Cette méthode permet l’évaluation et la sélection de nanoparticules optimales pour les futurs essais chez les grands animaux et dans les essais cliniques.

In Vivo Ciblage des cellules cancéreuses humaines xénograftées avec des nanoparticules de silice fluorescente fonctionnelles chez le poisson zèbre

Ici, nous fournissons un protocole étape par étape, avec des conseils pour générer des xénogreffes et des directives pour l’analyse du comportement tumoral, l’immunofluorescence de montage entier et la quantification de l’imagerie confocale.

Génération de xénogreffes larvaires de poisson zèbre et analyse du comportement tumoral

Cet article présente la méthode de développement, de caractérisation et de suivi en temps réel des métastases tumorales dans le modèle de poisson zèbre du neuroblastome, en particulier dans la ligne transgénique de poisson-zèbre avec surexpression de MYCN et LMO1, qui développe des métastases spontanément.

Modèle de poisson-zèbre de métastases de neuroblastome

Nous décrivons un protocole de xénotransplantation dans le jaune d’embryons de poisson-zèbre transparent qui est optimisé par une méthode de stadification simple et rapide. Les analyses post-injection comprennent la survie et l’évaluation de la charge de morbidité des cellules xénotransplantées par cytométrie en flux.

Une méthode simple, rapide et efficace pour l’analyse de la xénotransplantation tumorale dans les embryons de poisson-zèbre transparent

Apprenez à étudier le comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans un modèle de xénogreffe de zebrafish embryonnaire. Cette méthode permet d'évaluer le potentiel métastatique et de développer des thérapies anti-métastatiques.

Comportement invasif des cellules cancéreuses du sein humain dans Embryonic Zebrafish

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