Name: Utilisation dune méthode immunohistochimique intégrale pour étudier linervation du tractus biliaire dans Suncus murinus (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Découvrez l'immunohistochimie intégrale pour visualiser l'innervation du tractus biliaire chez Suncus murinus. Cette méthode simple et fiable permet d'analyser la distribution nerveuse dans les organes viscéraux de petite taille ou de forme irrégulière.

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Les auteurs n&#39;ont aucune reconnaissance.

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité institutionnel des soins et de l&#39;utilisation des animaux de l&#39;Université métropolitaine de Tokyo (IACUC). Les animaux ont été logés et manipulés conformément au Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire et le Guide pour la prise en charge et l&#39;utilisation des animaux expérimentaux du Conseil canadien sur les soins des animaux. Nous avons utilisé des animaux élevés et entretenus au Laboratoire de morphologie fonctionnelle, Département de sciences de la santé de la frontière, Université métropolitaine de Tokyo, au Japon. 1. Soins des animaux et logement <ol><li> Obtenir 7 S. murinus (3 femelles et 4 mâles pesant 70-90 g) d&#39;une colonie d&#39;élevage fermée. </li><li> Calez le S. murinus individuellement après le sevrage (20 jours après la naissance) dans des cages en plastique équipées d&#39;un nid de bois contenant des bandes de papier. Gardez-les dans une salle d&#39;animaux classiquement conditionnée: 23-27 ° C, pas de contrôle de l&#39;humidité, et une lumière 12:12 h: cycle sombre. Supply commercGranulés de truite et eau ad libitum. </li></ol> 2. Préparation des tissus <ol><li> Pour préparer du paraformaldéhyde (PFA) à 4% (p / v), dissoudre 40 g de PFA dans 1000 ml de solution salée tamponnée au phosphate 0,01 M (PBS, pH 7,4). Dans une hotte aspirante, mélanger en utilisant un vortex jusqu&#39;à ce que la solution soit claire. Conservez le 4% de PFA O / N à 4 ° C. Attention: Portez un équipement de protection individuelle approprié (PPE) lors de la manipulation de PFA. </li><li> Pour perfuser et réparer l&#39;animal, l&#39;anesthésier avec de l&#39;éther et ensuite lui donner une injection intrapéritonéale de somnopentyle (pentobarbital sodium, 0,6 mL / kg de poids corporel). </li><li> Après que l&#39;animal est complètement narcotisé, ouvrez la cavité abdominale avec un scalpel, ce qui crée une incision abdominale de la ligne médiane de 3 cm de long. En incitant la veine cave inférieure à exsanguiner, insérez un cathéter rétrogradé dans l&#39;aorte abdominale au niveau immédiatement supérieur à la bifurcation de cette artère dans les artères iliaques communes. </li><li> Injecter du somnopentyle (pentobarbital soDium, 1,0 mL / kg de poids corporel). Après l&#39;euthanasie complète, perfuser avec du PBS 0,01 M (pH 7,4) puis avec 4% de PFA dans une hotte aspirante. </li><li> Après perfusion, injecter 2-3 ml de latex blanc de néoprène (diluer le latex blanc 3: 2 avec de l&#39;eau distillée (DW)) pour étiqueter les vaisseaux sanguins. </li><li> Extraire les organes abdominaux, y compris le foie, la vésicule biliaire, la voie biliaire, le duodénum et le pancréas en bloc, avec les nerfs et les vaisseaux associés. </li><li> Injecter environ 0,1 ml de latex bleu de néoprène (ajouter une goutte d&#39;encre bleue à 10 ml du latex blanc néoprène dilué) à la vésicule biliaire pour étiqueter le système biliaire. </li><li> Post-fixer pendant une nuit avec 4% de PFA à 4 ° C pour l&#39;immunocoloration intégrale. Attention: le PFA est toxique. Évitez de manipuler PFA directement. Les PFA doivent être utilisés dans une hotte aspirante. </li></ol> 3. Immunohistochimie intégrale Remarque: Tout au long du protocole, y compris pendant le lavage, l&#39;incubation d&#39;anticorps et la coloration, thLe spécimen doit rester sur le mouchoir, basculer doucement à la température ambiante ou à 4 ° C. <ol><li> Jour 1: traitement enzymatique et inactivation de la peroxydase endogène potentielle <ol><li> Laver l&#39;échantillon préparé avec DW 4x pendant 1 h à la RT dans un flacon en verre de taille appropriée. Faites pivoter le spécimen délicatement sur le mouchoir pour enlever le PFA. Évitez d&#39;endommager l&#39;échantillon lors de l&#39;échange de solutions. </li><li> Pour préparer 1% (p / v) d&#39;acide orthopériodique, dissolvez 1 g d&#39;acide orthopériodique dans 100 mL de DW. </li><li> Incuber l&#39;échantillon dans 1% d&#39;acide orthopériodique pendant 20 min à la RT pour éviter toute réaction intrinsèque de peroxydase. </li><li> Préparer 0,004% (p / v) de papaïne en dissolvant 0,004 g de papaïne dans 100 ml de tampon Tris-HCl 0,025 mol / L (pH 7,6). </li><li> Laver l&#39;échantillon avec du DW pendant 10 min à la température ambiante. </li><li> Incuber l&#39;échantillon dans 0,004% de papaïne fraîchement préparée pendant 2 h à 37 ° C dans un bain à température constante avec un basculement doux. </li><li> Laver l&#39;échantillon avec DW pendant 50-60 min à la RT. </li><li> Conservez l&#39;échantillon dans 4% de PFA à 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Jour 2: traitement enzymatique <ol><li> Laver l&#39;échantillon stocké avec DW 4 fois pendant 1 h à la RT. </li><li> Incuber l&#39;échantillon dans 0,004% de papaïne fraîchement préparée pendant 2 h à 37 ° C dans un bain à température constante avec un basculement doux. </li><li> Laver l&#39;échantillon avec du DW pendant 50 à 60 minutes à la température ambiante. Conservez l&#39;échantillon dans 4% de PFA à 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Jour 3: traitement de congélation <ol><li> Laver l&#39;échantillon stocké avec DW 4x pendant 1 h à la RT, comme ci-dessus. </li><li> Préparer 2,5% (p / v), 5% (p / v) et 10% (p / v) de saccharose en dissolvant respectivement 2,5 g, 5 g et 10 g de saccharose dans 100 ml de PBS 0,01 M ( PH 7,4). </li><li> Immergez le spécimen dans 2,5% (p / v), 5% (p / v) et 10% (p / v) de saccharose pendant 30 minutes chacun. </li><li> Geler l&#39;échantillon à -20 ° C pendant 30 à 60 min, puis dégraisser complètement à la RT; Répétez le cycle 3x. </li><li> HautRépare 2% de Triton X-100 (v / v), ajoutez 2 ml de Triton X-100 à 100 ml de PBS 0,01 M (pH 7,4). </li><li> Conserver l&#39;échantillon dans 2% de Triton X-100 à 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Jour 4: incubation primaire d&#39;anticorps <ol><li> Préparer la solution de dilution de l&#39;anticorps primaire en dissolvant 0,2 g d&#39;albumine de sérum bovin (BSA), 0,3 ml de Triton X-100 et 0,1 g d&#39;azoture de sodium dans 100 ml de PBS 0,01 M (pH 7,4). Attention: L&#39;azide de sodium est extrêmement toxique. L&#39;inhalation et le contact doivent être évités. Portez un EPI approprié. </li><li> Diluer l&#39;anticorps primaire (NFP) 1: 600 dans le tampon de dilution ci-dessus (étape 3.4.1). Incuber l&#39;échantillon avec un anticorps NFP à 4 ° C pendant 3 à 6 jours, en gardant le spécimen doucement basculant sur le mouchoir. Des échantillons plus importants nécessiteront des temps d&#39;incubation accrus. </li></ol></li><li> Incubation secondaire d&#39;anticorps <ol><li> Laver l&#39;échantillon dans PBS 4x pendant 1 h à la RT pour éliminer l&#39;anticorps primaire non lié. </lI&gt; <li> Préparer la solution de dilution pour l&#39;anticorps secondaire en dissolvant 0,2 g de BSA et 0,3 ml de Triton X-100 dans 100 ml de PBS 0,01 M (pH 7,4). </li><li> Diluer l&#39;anticorps secondaire (IgG-HRP anti-souris anti-souris purifié par épidémie par conjugaison de peroxydase) 1: 600 dans le tampon de dilution (étape 3.5.2). Incuber l&#39;échantillon avec l&#39;anticorps secondaire à 4 ° C pendant 3 jours et garder l&#39;échantillon bascule doucement sur le mouchoir. </li></ol></li><li> Coloration <ol><li> Préparer une solution de coloration DAB en ajoutant 0,002 g de tétrahydrochlorure de 3,3&#39;-diaminobenzidine (DAB) à 100 ml de tampon Tris-HCl 0,05 mol / L (pH 7,6) sous une hotte, en maintenant la solution dans l&#39;obscurité. </li><li> Laver les spécimens à la RT dans PBS 4x pendant 1 h chacun. </li><li> Ajouter 10 μL de 30% de H 2 O 2 dans une solution de coloration DAB fraîchement préparée et incuber avec la solution à 4 ° CO / N ou pendant 3 jours tout en basculant doucement sur le nutator. </li><li> Arrêtez la réaction par plaCing l&#39;échantillon dans PBS avec 0,04% d&#39;azide de sodium lorsque l&#39;intensité de coloration optimale est atteinte. REMARQUE: Évitez l&#39;utilisation d&#39;azoture de sodium jusqu&#39;à cette étape, car elle inhibe la peroxydase de raifort. </li></ol></li><li> Imagerie au tissu coloré <ol><li> Transférer soigneusement le spécimen dans un plat de verre Petri (5 cm de haut, 10 cm de diamètre) contenant du PBS. Capturez des images intégrales à l&#39;aide d&#39;une caméra montée sur un stéréomicroscope. REMARQUE: Des tissus colorés entièrement montés doivent être imagés tout en immergés complètement dans du PBS sur un plat en verre transparent. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kuratani, S., Tanaka, S., Ishikawa, Y., Zukeran, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+development+of+the+hypoglossal+nerve+in+the+chick+embryo+as+observed+by+the+whole-mount+nerve+staining+method%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Anat%22%5BJournal%5D)">Early development of the hypoglossal nerve in the chick embryo as observed by the whole-mount nerve staining method.</a> Am. J. Anat. 182 (2), 155-168 (1988).</li>
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<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurofilament+proteins+in+axonal+regeneration+and+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regen.+Res%22%5BJournal%5D)">Neurofilament proteins in axonal regeneration and neurodegenerative diseases.</a> Neural Regen. Res. 7 (8), 620-626 (2012).</li>
<li>Wyatt, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+of+the+sphincter+of+Oddi+to+the+stomach%2C+duodenum+and+gall-bladder%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The relationship of the sphincter of Oddi to the stomach, duodenum and gall-bladder.</a> J. Physiol. 193 (2), 225-243 (1967).</li>
<li>Mawe, G. M., Kennedy, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duodenal+neurons+provide+nicotinic+fast+synaptic+input+to+sphincter+of+Oddi+neurons+in+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Duodenal neurons provide nicotinic fast synaptic input to sphincter of Oddi neurons in guinea pig.</a> Am. J. Physiol. 277, G226-G234 (1999).</li>
<li>Seo, J. H., Cho, S. S., Lee, I. S., Lee, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+and+neuropeptidergic+properties+of+the+duodenal+neurons+projecting+to+the+gallbladder+in+the+golden+hamster%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Histol.+Cytol%22%5BJournal%5D)">Anatomical and neuropeptidergic properties of the duodenal neurons projecting to the gallbladder in the golden hamster.</a> Arch. Histol. Cytol. 65 (4), 317-321 (2002).</li>
<li>Padbury, R. T., Furness, J. B., Baker, R. A., Toouli, J., Messenger, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projections+of+nerve+cells+from+the+duodenum+to+the+sphincter+of+Oddi+and+gallbladder+of+the+Australian+possum%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Projections of nerve cells from the duodenum to the sphincter of Oddi and gallbladder of the Australian possum.</a> Gastroenterology. 104 (1), 130-136 (1993).</li>
<li>White, J. J., Reeber, S. L., Hawkes, R., Sillitoe, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wholemount+immunohistochemistry+for+revealing+complex+brain+topography%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Wholemount immunohistochemistry for revealing complex brain topography.</a> J. Vis. Exp. (62), e4042(2012).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d&#39;intérêts.

Ce travail décrit la procédure expérimentale pour la visualisation de l&#39;innervation du tractus biliaire extra-hépatique en utilisant un anticorps contre la protéine neurofilamentaire. Ce protocole a été adapté du protocole décrit par Kuratani et Tanaka 1 , 2 , 3 . Pour cette expérience, planifiez le calendrier pour chacune des expériences, car l&#39;approche de coloration intégrale se poursuit p...

La maison muske shrew, Suncus murinus , appartient à l&#39;ordre Insectivora et à la famille Soricidae. Ce petit mammifère est distribué dans tout le sud-est asiatique et habite des maisons et des zones herbeuses situées à proximité d&#39;habitations humaines ou de enclos pour bétail 4 . Cette espèce présente des caractéristiques morphologiques générales plus semblables aux humains que les autres animaux de laboratoire, comme la souris, le rat et le lapin 5 . Auparavant, on utilisait l&#39;immunocoloration totale avec un marqueur de neurone périphérique pour la protéine de neurofilament de S. murinus (NFP) pour étiqueter les nerfs périphériques dans le pancréas 6 , la papille duodénale majeure 7 , le pylore 8 , la vésicule biliaire 5 et les voies biliaires extrahépatiques 9 . Le PFN est un complexe macromoléculaire qui fait partie du cytosquelette neuronal mature. Protéine liée au neurofilamentS intermédiaires les interactions entre le NFP et le zygosome. La fonction enzymatique et la structure des protéines de liaison sont régulées par NFP 10 . Le complexe NFP est constitué de trois polypeptides: NF-L (70 kDa), NF-M (150-160 kDa) et NF-H (200 kDa). Les PFN peuvent être trouvés dans les axones neuronaux dans le système nerveux central et périphérique. L&#39;anticorps anti-NFP humain a été montré pour étiqueter les axones du système nerveux central et périphérique. Des études anatomiques et électrophysiologiques ont démontré que le sphincter, la vésicule biliaire et le tractus gastro-intestinal proximal sont reliés 11 , 12 , 13 , 14 . Cependant, les caractéristiques morphologiques de leurs connexions neuronales n&#39;ont pas encore été définies. Ce travail démontre l&#39;utilisation d&#39;une méthode de coloration immunohistochimique à l&#39;ensemble de la matière pour étiqueter l&#39;innervation des S. murinus bilAvec un anticorps NFP.

<table><tbody><tr><td>acide orthopériodique</td><td>Wako</td><td>162-00732</td><td></td></tr><tr><td>papaïne</td><td>Wako</td><td>164-00172</td><td></td></tr><tr><td>albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Wako</td><td>010-15131</td><td></td></tr><tr><td>azoture de sodium</td><td>Nacalai Tesque</td><td>312-33</td><td></td></tr><tr><td>anticorps anti-protéine de neurofilament (NFP)</td><td>Dako</td><td>M0762, lot 089, clone : 2F11</td><td></td></tr><tr><td>conjugué à la peroxydase mouton purifié par affinité anti-souris IgG-HRP</td><td>MBL</td><td>Code 330</td><td></td></tr><tr><td>3,3'-diaminobenzidine tétrachlorhydrate (DAB)</td><td>Wako</td><td>349-00903</td><td></td></tr><tr><td>imidazole</td><td>Sigma</td><td>I-0125</td><td></td></tr></tbody></table>

utilisation d&#39;une méthode immunohistochimique intégrale pour étudier l&#39;inervation du tractus biliaire dans<em&gt; suncus murinus</em

Using a Whole-mount Immunohistochemical Method to Study the Innervation of the Biliary Tract in Suncus murinus

Ce travail décrit en détail la méthode de coloration de l&#39;immunohistochimie à l&#39;aide d&#39;anticorps protéiniques de neurofilaments pour étiqueter l&#39;innervation du tractus biliaire chez Suncus murinus ( S. murinus &#160; ). Tout d&#39;abord, l&#39;échantillon a été disséqué à partir de S. murinus et fixé dans du paraformaldéhyde à 4% (PFA). Deuxièmement, un traitement enzymatique et une inactivation potentielle de la peroxydase endogène ont été effectués. L&#39;échantillon a ensuite été exposé à l&#39;anticorps primaire, anticorps anti-protéines anti-neurofilament, pendant 3 à 6 jours. Il a ensuite été incubé avec l&#39;anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort. La réaction de couleur a été révélée en faisant réagir l&#39;échantillon avec un substrat de 3,3&#39;-diaminobenzidine (DAB). Cette méthode peut être appliquée pour analyser l&#39;innervation de tous les organes viscéraux. En outre, ce protocole peut également être adapté pour tester d&#39;autres anticorps neuronaux, mais l&#39;optimisation de l&#39;anticorpsEs devrait être fait en premier. Cette méthode a été initialement introduite par Kuratani et Tanaka 1 , 2 , 3 .

Les figures 1 à 4 montrent des résultats typiques pour les fibres nerveuses NFP positives dans le tractus biliaire extra-hépatique de S. murinus . L&#39;anticorps contre le NFP a reproduit de façon reproductible l&#39;innervation dans l&#39;image entière du tractus biliaire extra-hépatique ( Figure 1 ), de la vésicule biliaire ( Figure 2 ), de la voie biliaire supérieure ( <strong class...

Une approche immunohistochimique intégrale, pour visualiser l&#39;expression de la protéine de neurofilament dans le tractus biliaire extrahépatique chez Suncus murinus. Est présenté ici. Ce protocole peut être utilisé pour analyser l&#39;innervation de tous les organes viscéraux dans S. murinus ou d&#39;autres espèces.

Utilisation d&#39;une méthode immunohistochimique intégrale pour étudier l&#39;inervation du tractus biliaire dans<em&gt; Suncus murinus</em

This work describes the whole-mount immunohistochemistry staining method in detail, using neurofilament protein antibody to label the innervation of the ...

L'objectif général de cette procédure est d'utiliser une coloration immunohistochimique sur coupe entière pour visualiser la distribution des nerfs dans le tractus biliaire de Suncus murinus. Cette méthode peut être utilisée pour analyser la distribution nerveuse des organes viscéraux de nombreuses espèces, en particulier des organes irréguliers ou de petite taille difficiles à évaluer par des méthodes classiques. Les principaux avantages de cette technique sont la simplicité de l'opération.Elle ne nécessite pas de procédures compliquées et présente un taux de réussite élevé. Yidan Dai, étudiante diplômée, et Shuang-Qin Yi, chercheuse associée, tous deux de mon laboratoire, vont démontrer la procédure avec moi. Commencez par perfuser l'animal avec du PBS individuel et du paraformaldéhyde à 4 % dans une hotte aspirante.Ensuite, injecter deux à trois millilitres de latex de néoprène blanc par le cathéter de perfusion dans l'aorte abdominale afin de marquer les vaisseaux sanguins. Une fois que tous les tissus d'intérêt ont été marqués, extraire les organes abdominaux ainsi que les nerfs et vaisseaux associés. Puis, injecter environ 0,1 millilitre de latex de néoprène bleu dans la vési

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Nous décrivons une méthode pour visualiser gFP-étiquetée IELs utilisant l'imagerie intravitale de l'intestin grêle murine par microscopie confocale de disque de rotation inversée. Cette technique permet le suivi des cellules vivantes dans la muqueuse jusqu'à 4 h et peut être utilisée pour étudier une variété d'interactions intestinales immunisées-épithéliales.

Imagerie intravitale des lymphocytes intraépithéliales dans l'intestin grêle de Murine

Découvrez l'immunohistochimie intégrale pour visualiser l'innervation du tractus biliaire chez Suncus murinus. Cette méthode simple et fiable permet d'analyser la distribution nerveuse dans les organes viscéraux de petite taille ou de forme irrégulière.

Utilisation d'une méthode immunohistochimique intégrale pour étudier l'inervation du tractus biliaire dans

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