Name: Mesure de lactivité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Découvrez la mesure de l'activité des muscles respiratoires et de la ventilation chez la souris ALS par pléthysmographie et électromyographie. Cette technique permet de suivre la progression de la maladie et les mécanismes compensatoires.

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Soutien à ce travail a été fourni par un centre médical de l&#39;hôpital Cincinnati Children Award de fiduciaire de SAC et une subvention de formation NIH (T32NS007453) à VNJ

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<li>Pilla, R., Landon, C. S., Dean, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potential+early+physiological+marker+for+CNS+oxygen+toxicity%3A+hyperoxic+hyperpnea+precedes+seizure+in+unanesthetized+rats+breathing+hyperbaric+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">A potential early physiological marker for CNS oxygen toxicity: hyperoxic hyperpnea precedes seizure in unanesthetized rats breathing hyperbaric oxygen.</a> J Appl Physiol. 114 (1985), 1009-1020 (1985).</li>
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<li>Tscharner, V., Eskofier, B., Federolf, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+the+electrocardiogram+signal+from+surface+EMG+recordings+using+non-linearly+scaled+wavelets%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Removal of the electrocardiogram signal from surface EMG recordings using non-linearly scaled wavelets).</a> J Electromyogr Kinesiol. 21 (4), 683-688 (2011).</li>
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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

La procédure démontrée ici permet la mesure non invasive (après l&#39;implantation chirurgicale initiale de l&#39;émetteur) de l&#39;activité des muscles respiratoires et la ventilation sur plusieurs mois dans le même animal. Cette technique présente plusieurs avantages par rapport aux techniques classiques EMG chez les souris anesthésiés: 1) les expériences nécessitent moins de souris et offrent la possibilité d&#39;enregistrer des données sur le même site dans une souris unique à travers les étapes de la maladie (au l...

Accessoires muscles respiratoires (ARMs) augmentent la ventilation pendant les périodes de forte demande (par exemple, exercice) et aident à maintenir une bonne ventilation lorsque la fonction de diaphragme est compromise suite à une blessure ou d&#39;une maladie 1, 2. Bien que les modifications de la fonction de la membrane ont été bien décrites dans les patients de la sclérose latérale amyotrophique (SLA) et des modèles de souris 3, 4, 5, 6, on sait beaucoup moins sur l&#39;activité ou la fonction de bras dans la SLA. Cependant, une étude a suggéré que les patients atteints de SLA qui recrutent ARMs ont un meilleur pronostic que ceux qui ont un dysfonctionnement de la membrane similaire qui ne le font pas 7. En outre, l&#39; activité de bras est suffisante pour la respiration en cas de paralysie du diaphragme 8. Ces études indiquent que les stratégies pour augmenter la fonction ARM peut améliorer breathing chez les patients souffrant d&#39;une maladie neuro-musculaire, une lésion de la moelle épinière, ou d&#39;autres conditions dans lesquelles la fonction de la membrane est altérée. Cependant, les mécanismes qui régissent le recrutement ARM pour la respiration sont largement inconnus. Les méthodes pour mesurer la fonction respiratoire et des changements dans l&#39;activité ARM au fil du temps dans les modèles animaux de maladie ou d&#39;une blessure sont nécessaires pour étudier la façon dont ARMs sont recrutés, ainsi que pour évaluer les thérapies pour améliorer le recrutement ARM et de ventilation. De plus, l&#39;augmentation de l&#39; activité des bras coïncidant avec la perte progressive de la fonction de la membrane peut être un biomarqueur utile pour la progression de la maladie dans les maladies neuromusculaires comme la SLA 7, 9, 10. Ce protocole décrit un procédé de non-invasive (après la chirurgie initiale) et mesurer de manière répétée l&#39;activité des muscles respiratoires et la ventilation en éveil, les souris se comportent. enregistrements synchronisés de electromyography (EMG), pléthysmographie corps entier (WBP) et vidéo permettent à l&#39;enquêteur d&#39;évaluer comment les changements dans la ventilation de l&#39;impact de l&#39;activité ARM et de déterminer quand le sujet est au repos ou en mouvement. Un avantage majeur de cette méthode est qu&#39;elle peut être effectuée dans des souris éveillé, se comportant, alors que d&#39;autres méthodes pour mesurer l&#39; EMG nécessite une anesthésie et / ou sont des procédures terminales 11, 12, 13. L&#39;enregistrement de l&#39; activité EMG chez les souris éveillé au fil du temps peut également être réalisée par l&#39;implantation chronique d&#39;EMG conduit, où la souris est attaché par des fils au système d&#39;acquisition 14, 15. Du fait d&#39;attacher une souris pourrait interférer avec le mouvement normal ou le comportement et peut ne pas être compatible avec une chambre standard pléthysmographie, le procédé décrit utilise des dispositifs de télémétrie pour transmettre sans fil le signal EMG au système d&#39;acquisition. L&#39;émetteur peutêtre activée ou désactivée avec un aimant pour économiser l&#39;énergie de la batterie et permet de répéter les mesures de l&#39;activité EMG pendant plusieurs mois. Ce protocole peut être facilement adapté pour mesurer l&#39;activité des muscles respiratoires ou non respiratoires supplémentaires en insérant l&#39;EMG conduit dans les différents muscles. Alternativement, l&#39; un des deux fils peut être utilisé pour mesurer l&#39; activité EEG pour évaluer l&#39; état de sommeil ou d&#39;identifier l&#39; activité de saisie 16. Cette technique a été utilisée avec succès pour mesurer les changements dans l&#39; activité ARM au repos tout au long de la progression de la maladie dans un modèle de souris de la SLA et d&#39;identifier les neurones clés de conduite activité ARM chez des souris en bonne santé 10.

<table><tbody><tr><td>B6.Cg-Tg (SOD1*G93A)1 Gur/J</td><td>Jackson Laboratory</td><td>4435</td><td></td></tr><tr><td>Chambre de pléthysmographie</td><td>Buxco Respiratory Products/ Data Sciences International</td><td>601-1425-001</td><td></td></tr><tr><td>Récepteurs de télémétrie (modèle RPC-1)</td><td>Data Sciences International</td><td>272-6001-001</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à débit de polarisation (modèle BFL0500)</td><td>Data Sciences International</td><td>601-2201-001</td><td></td></tr><tr><td>ACQ-7000 USB</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-7002XS</td><td></td></tr><tr><td>Dataquest A.R.T. Data Exchange Matrix</td><td>Data Sciences</td><td>International 271-0117-001</td><td></td></tr><tr><td>Nouveau système d’analyse Ponemah</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-POST-CFG</td><td></td></tr><tr><td>Ponemah Physiology Platform Logiciel d’acquisition v5.20</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-520</td><td></td></tr><tr><td>Ponemah Unrestrained Whole Breath Plethysmography analysis package v5.20</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-URP100W</td><td></td></tr><tr><td>Configuré Ponemah Software System</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-P3P-CFG</td><td></td></tr><tr><td>Analysis Module (URP)</td><td>Data Sciences International</td><td>PNM-URP100W</td><td></td></tr><tr><td>Universal Amplifier</td><td>Data Sciences International</td><td>13-7715-59</td><td></td></tr><tr><td>Sync Board</td><td>Data Sciences International</td><td>271-0401-001</td><td></td></tr><tr><td>Câble de synchronisation</td><td>Data Sciences International</td><td>274-0030-001</td><td></td></tr><tr><td>Transducer-Pressure Buxco</td><td>Data Sciences International</td><td>600-1114-001</td><td></td></tr><tr><td>Débitmètre</td><td>Data Sciences International</td><td>600-1260-001</td><td></td></tr><tr><td>Aimant et radio inclus dans le kit</td> <td>de démarrage F20-EETData Sciences International</td><td>276-0400-001</td><td></td></tr><tr><td>Caméra vidéo Axis P1363&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Data Sciences International</td><td>275-0201-001</td><td></td></tr><tr><td>Terg-A-Zyme</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-821-785</td><td>Détergent enzymatique</td></tr><tr><td>Actril</td><td>Minntech Corporation</td><td>78337-000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection stéréo stérilisant chimique (modèle MEB126)</td><td>Leica</td><td>10-450-508</td><td></td></tr><tr><td>Humidificateur/incubateur pour nourrissons</td><td>servocommandé OHMEDA Ohio Care Plus</td><td>6600-0506-803</td><td></td></tr><tr><td>TL11M2-F20-EET Transmetteurs</td><td>Data Sciences International</td><td>270-0124-001</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #2 Pince à laminectomie - Pointes standard/Droite/12 cm (x2)&nbsp ;</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>11223-20</td><td>Pour la manipulation des fils</td></tr><tr><td>Dumont #2 Pince à laminectomie - Pointes standard/Droite/12 cm (x2)</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>11223-20</td><td>Pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Pince à motif étroit - Dentelée/Courbée/12 cm</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>17003-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort - Coupe dure/Droite/Tranchante/12,5 cm/6 mm Tranchant</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>15124-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de séparation des tissus - Droits/Émoussés-Émoussés/11,5 cm</td><td>Instruments scientifiques fins</td><td>14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins - Coupe dure/Courbe/Tranchant-Tranchant/9 cm&nbsp ;</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>14058-11</td><td>Pour couper les fils et couper les ongles</td></tr><tr><td>Manche de scalpel #3</td><td>World Precision Instruments</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Lame de scalpel</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>10010-00</td><td>Pour la préparation des capuchons de plomb</td></tr><tr><td>Polysorb Tressé Suture résorbable</td><td>Coviden</td><td>D4G1532X</td><td>Pour enrouler les fils de l’émetteur</td></tr><tr><td>Gluture&nbsp ;</td><td>Zoetis Inc.</td><td>6606-65-1</td><td>Adhésif cyanoacrylate</td></tr><tr><td>3 mL Insert Tip pour seringue - Soft</td><td>Vitality Medical</td><td>118030055</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille 25 G (x2)</td><td>Becton Dickinson and Co.</td><td>305-145</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à pointe de coton</td><td>Henry Schein Santé animale</td><td>100-9175</td><td></td></tr><tr><td>Andis Easy Cut Hair Clipper Set</td><td>Andis</td><td>049-06-0271</td><td>Rasoir électrique vendu chez Target</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Santé animale</td><td>29404</td><td>Anesthésique&nbsp ;</td></tr><tr><td>Alcool isopropylique 70 %</td><td>Soin prioritaire 1</td><td>MS070PC</td><td></td></tr><tr><td>Dermachlor 2 % Gommage médical (chlorohexidine 2 %)</td><td>Butler Schein</td><td>55482</td><td></td></tr><tr><td>Larmes artificielles</td><td>Henry Schein Santé animale</td><td>48272</td><td>Lubrifiant Pommade ophtalmique</td></tr><tr><td>Graisse sous vide</td><td>Dow Corning Corporation</td><td>1597418</td><td></td></tr><tr><td>Couverture d’eau</td><td>JorVet</td><td>JOR784BN</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de l&#39;activité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessoires muscles respiratoires aident à maintenir une bonne ventilation lorsque la fonction de la membrane est altérée. Le protocole suivant décrit une méthode pour les mesures répétées pendant des semaines ou des mois d&#39;activité des muscles respiratoires accessoires tout en mesurant la ventilation dans un non-anesthésié, se comportant librement souris. La technique comprend l&#39;implantation chirurgicale d&#39;un émetteur radio et l&#39;insertion de conducteurs d&#39;électrode dans les muscles trapèzes scalènes et à mesurer l&#39;activité électromyographique des muscles inspiratoires. La ventilation est mesurée par pléthysmographie du corps entier, et le déplacement des animaux est évaluée par vidéo et est synchronisé avec l&#39;activité électromyographique. Les mesures de l&#39;activité musculaire et la ventilation dans un modèle de souris de la sclérose latérale amyotrophique sont présentés pour montrer comment cet outil peut être utilisé pour étudier comment les changements respiratoires de l&#39;activité musculaire au fil du temps et d&#39;évaluer l&#39;impact de l&#39;activité musculaire sur la ventilation. Les méthodes décrites peuvent easily être adapté pour mesurer l&#39;activité d&#39;autres muscles ou d&#39;évaluer l&#39;activité des muscles respiratoires accessoires dans les modèles de souris supplémentaires de maladie ou d&#39;une blessure.

Le protocole décrit a été utilisé pour implanter un dispositif de télémétrie et d&#39;enregistrer scalène et trapèzes EMG, WBP et vidéo d&#39;un SOD1 (G93A) la souris modèle SLA. Les périodes où l&#39;animal est inactif (par exemple, ne se déplace pas) ont été identifiés à l&#39; aide de l&#39;enregistrement vidéo et confirmé par l&#39;absence d&#39;activité liée au mouvement dans la trace WBP (figure 3A). Les périodes inactives comprennent le temps passé dans l...

Cet article présente un procédé pour des mesures répétées de la ventilation et de l&#39;activité des muscles respiratoires dans un comportement librement modèle de souris de la sclérose latérale (ALS) amyotrophique tout au long de la progression de la maladie avec la pléthysmographie du corps entier et électromyographie via un dispositif de télémétrie implanté.

Mesure de l&#39;activité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer de façon répétée l'activité musculaire respiratoire et la ventilation tout au long de la progression de la maladie. Après l'implantation chirurgicale d'un dispositif de télémétrie équipé de fils d'électromyographie insérés dans des muscles sélectionnés, cette méthode permet de répondre à des questions essentielles sur la manière dont les muscles respiratoires accessoires compensent un dysfonctionnement du diaphragme suite à une maladie ou une lésion.Le principal avantage de cette technique est que la ventilation et l'activité des muscles respiratoires peuvent être mesurées sur la même souris libre de tout entrave tout au long de l'évolution de la maladie. Cette méthode peut fournir des informations sur le diagnostic et le traitement de la SLA, mais peut également être appliquée à d'autres modèles de maladies neuromusculaires ou de lésions de la moelle épinière. Commencez par préparer les électrodes EMG.Utilisez des ciseaux réservés à la manipulation des fils pour couper les extrémités distales, de manière à laisser environ trois centimètres de fil pour atteindre le muscle cible. Ensuite, utilisez un scalpel pour retirer 0,5 centimètre du revêtement plastique sans couper le fil lui-même. Puis, utilisez des outils de manipulation des fils pour étirer les extrémités des conducteurs à quatre ou cinq fois leur longueur initiale.Rabaissez le fil exposé des électrodes afin qu'elles mesurent 0,5 centimètre de longueur. Préparez ensuite des embouts pour recouvrir les extrémités des fils en découpant des tubes de 0,25 centimètre à partir de la gaine plastique préalablement retirée. Après avoir anesthésié la souris, effectuez une pression sur l'orteil et une pression sur la queue afin de vous assurer que la souris est complètement anesthésiée par l'absence de réaction.Ensuite, transférez la souris vers le dispositif chirurgical et placez le cône nasal pour maintenir l'anesthésie pendant l'intervention. Appliquez une pommade ophtalmique lubrifiante afin d'empêcher les yeux de se dessécher pendant la chirurgie. Coupez les ongles des orteils du côté ipsilatéral au site opératoire afin de réduire le risque que la souris arrache les électrodes ou provoque des plaies en se grattant durant le processus de cicatrisation.Rasez la souris pour exposer un site chirurgical entre l'oreille et l'épaule. Alternez ensuite les applications sur le site chirurgical, d'abord avec un désinfectant, puis avec de l'isopropanol. Pour commencer l'implantation, tirez le membre antérieur vers le pied controlatéral afin de déplacer caudalement l'omoplate, permettant ainsi un accès chirurgical aux muscles scalènes et trapèze.Utilisez une pince courbe émoussée pour maintenir en arrière la patte antérieure du côté controlatéral au site chirurgical, et fixez la patte en place à l’aide de ruban adhésif. Après avoir mis une nouvelle paire de gants chirurgicaux, utilisez le bistouri pour pratiquer une incision oblique de deux centimètres entre l’épaule et l’oreille. Ensuite, à l’aide d’une pince à laminectomie dans chaque main, écartez le bourrelet adipeux et séparez les muscles trapèze et platysme afin d’exposer l’aponévrose recouvrant les muscles sterno-cléido-mastoïdien et scalènes.Utilisez le muscle sterno-cléido-mastoïdien pâle et le nerf phrénique comme repères pour identifier les muscles scalènes. Notez que le nerf phrénique suit une trajectoire parallèle aux muscles scalènes, tandis que le sterno-cléido-mastoïdien se situe en position inférieure. Les muscles scalènes s'étendent obliquement des vertèbres cervicales aux côtes, sous le muscle trapèze.Des électrodes biopotentialles seront insérées dans le muscle scalène antérieur, que l'on peut identifier comme le muscle qui longe le nerf phrénique. Ensuite, créez une poche pour l'émetteur en insérant les pointes de ciseaux séparateurs de tissus sous la peau de la souris et en les écartant jusqu'à former une poche légèrement plus grande que la largeur de l'émetteur. Rincez la poche avec du sérum physiologique stérile tiède.Insérez ensuite l'émetteur en plaçant le côté le plus plat contre le muscle. Positionnez l'émetteur de manière à ce qu'il soit bien à plat et que les fils sortent de la poche parallèlement l'un à l'autre, sans être torsadés. Acheminez les électrodes depuis l'émetteur vers les muscles scalènes et trapèzes, de sorte que les deux paires d'électrodes biopotentielles soient à plat et parallèles entre elles.Ensuite, utiliser la pince à laminectomie pour séparer le muscle scalène antérieur des muscles environnants. Puis insérer une aiguille de calibre 25 à travers le muscle scalène perpendiculairement aux fibres musculaires. Insérer une électrode à l'extrémité de l'aiguille, puis retirer l'aiguille du muscle en laissant derrière l'électrode insérée dans le muscle jusqu'à l'isolation du fil.Noter quelle couleur de câble est insérée dans quel muscle. Appliquer une goutte d'adhésif cyanoacrylate sur une aiguille de calibre 21 pour faciliter l'application de la colle sur les câbles. Ensuite, déposer l'adhésif sur l'extrémité exposée du fil, près du muscle où le câble est inséré.Faites glisser rapidement le capuchon du fil de manière à ce qu'aucun fil ne soit exposé entre le capuchon et le muscle. Coupez l'excès de fil situé distalement par rapport au capuchon et appliquez une goutte d'adhésif cyanoacrylate sur l'extrémité du capuchon et du fil. Laissez le temps à la colle de polymériser avant de relâcher.Insérez ensuite l'électrode de polarité opposée parallèlement à la première, dans le même muscle et de la même manière. Cette électrode doit être située à un ou deux millimètres de la première. Répétez la procédure pour insérer des électrodes dans le muscle trapèze, situé juste en avant du muscle scalène, comme illustré ici.Vérifiez ensuite que les fils conducteurs sont bien fixés en place et qu'il y a suffisamment de jeu dans les fils pour permettre à l'animal d'effectuer des mouvements corporels sans tirer sur les fils. Retirez ensuite délicatement le ruban adhésif maintenant le membre antérieur. Repliez la couche graisseuse sur le muscle et utilisez-la pour recouvrir les fils insérés.Ensuite, ramener délicatement les lambeaux de peau ensemble afin que l'incision soit bien alignée. Pincer une partie des lambeaux de peau ensemble à l’aide de pinces courbes et appliquer une fine ligne de colle de cyanoacrylate le long de cette ligne. Injecter 0,1 millilitre de carprofène par voie sous-cutanée pour soulager la douleur postopératoire pendant que l’animal est encore sous anesthésie.Retirer l'animal du cône nasal et le placer dans une cage propre située dans l'incubateur préchauffé jusqu'à ce que l'animal soit réveillé et se déplace volontairement dans la cage. Placer la souris dans la chambre de pléthysmographie pendant au moins une heure afin de l'habituer avant l'enregistrement de l'EMG et de la pléthysmographie. Avant l'enregistrement mais après l'étalonnage, allumer l'émetteur en plaçant un aimant puissant à moins de 2,5 cm de l'animal implanté.Une lumière rouge à l'avant du récepteur indiquera quand l'émetteur est allumé. Commencez l'acquisition à l'aide du menu déroulant intitulé Acquisition et sélectionnez Démarrer l'acquisition. Bien que la durée de l'enregistrement puisse varier selon l'expérience, un enregistrement typique de pléthysmographie et d'EMG dure de une à trois heures.Une fois l'acquisition terminée, éteignez l'émetteur à l'aide d'un aimant et remettez l'animal dans sa cage d'origine. Les tracés suivants montrent la PPO et les signaux EMG des muscles scalènes et trapèzes d'une souris SOD-1(G93A) pré-symptomatique au 98e jour postnatale. Les périodes pendant lesquelles l'animal est au repos sont utilisées pour l'analyse.La boîte rouge montre des tracés d'EMG au repos sans épisodes d'EMG, caractéristiques d'une souris pré-symptomatique. Les tracés situés à l'extérieur de la boîte rouge présentent des pics importants et irréguliers dans les tracés de pléthysmographie ainsi que dans l'activité musculaire et les tracés d'EMG, typiques lorsque l'animal est en mouvement. Cette image montre les tracés de PPO et d'EMG du muscle trapèze d'une souris SOD-1(G93A) symptomatique au 126e jour postnatal, lorsqu'un épisode d'EMG est présent pendant que la souris est au repos.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 35 minutes si elle est effectuée correctement. Après cette procédure, les animaux implantés peuvent être utilisés pour évaluer l'efficacité de produits pharmaceutiques visant à renforcer l'activité des muscles respiratoires accessoires dans des modèles de maladie ou de lésion.

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