Mesure de l'activité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires

L’objectif global de cette procédure est de mesurer à plusieurs reprises l’activité des muscles respiratoires et la ventilation tout au long de la progression de la maladie. Suite à l’implantation chirurgicale d’un dispositif de télémétrie avec électromyographie insérée dans des muscles sélectionnés. Cette méthode peut être utilisée pour répondre à des questions clés sur la façon dont les muscles respiratoires accessoires compensent l’altération de la fonction du diaphragme à la suite d’une maladie ou d’une blessure.

Le principal avantage de cette technique est que la ventilation et l’activité des muscles respiratoires peuvent être mesurées sur la même souris se comportant librement tout au long de la progression de la maladie. Cette méthode peut donner un aperçu du diagnostic et du traitement de la SLA, mais peut également être appliquée à d’autres modèles de maladies neuromusculaires ou de lésions de la moelle épinière. Commencez par préparer les électrofils EMG.

Utilisez des ciseaux réservés à la manipulation des fils pour couper les fils distals, de sorte qu’il y ait environ trois centimètres de plomb pour atteindre le muscle cible. Ensuite, utilisez un scalpel pour éteindre 0,5 centimètre du revêtement en plastique sans couper le fil lui-même. Ensuite, utilisez des outils de manipulation de fils pour étirer les extrémités des fils à quatre ou cinq fois leur longueur d’origine.

Coupez le fil exposé des fils de manière à ce qu’ils mesurent 0,5 centimètre de long. Préparez ensuite des capuchons en plomb pour couvrir les extrémités des fils en coupant des tubes de 0,25 centimètre du boîtier en plastique précédemment retiré. Après avoir anesthésié la souris, effectuez un pincement des orteils et un pincement de la queue pour vous assurer que la souris est complètement anesthésiée par l’absence de réaction.

Transférez ensuite la souris dans la configuration chirurgicale et placez le cône nasal pour maintenir l’anesthésie pendant la chirurgie. Appliquez une pommade ophtalmique lubrifiante pour éviter que les yeux ne se dessèchent pendant la chirurgie. Coupez les ongles des orteils de manière ipsilatérale au site chirurgical pour réduire le risque que la souris retire les fils ou cause des blessures en se grattant pendant le processus de guérison.

Rasez la souris pour exposer un site chirurgical entre l’oreille et l’épaule. Ensuite, alternez l’écouvillonnage du site chirurgical, d’abord avec un désinfectant, puis avec de l’isopropanol. Pour commencer l’implantation, tirez le membre antérieur vers le pied ipsilatéral pour déplacer caudalement l’omoplate, fournissant un accès chirurgical aux muscles scalène et trapèze.

Utilisez une pince incurvée pour retenir la patte avant ipsilatéralement au site chirurgical et collez la patte en place. Après avoir mis une nouvelle paire de gants chirurgicaux, utilisez le scalpel pour faire une incision oblique de deux centimètres entre l’épaule et l’oreille. Ensuite, avec 2 pinces de laminectomie dans chaque main, tirez le coussinet adipeux vers l’arrière et écartez les muscles trapèze et platysma pour exposer le fascia recouvrant les muscles sterno-cléidomastoïdien et scalène.

Utilisez le muscle sterno-cléido-mastoïdien pâle et le nerf phrénique comme points de repère pour identifier les muscles scalènes. Notez que le nerf phrénique est parallèle aux muscles scalènes, tandis que le sterno-cléidomastoïdien est inférieur. Les muscles scalènes s’étendent obliquement des vertèbres cervicales aux côtes sous le muscle trapèze.

Des sondes biopotentielles seront insérées dans le muscle scalène antérieur, qui peut être identifié comme le muscle adjacent au nerf phrénique. Ensuite, faites une poche pour l’émetteur en insérant les pointes des ciseaux de séparation de tissu sous la peau de la souris et en les étalant jusqu’à ce qu’une poche légèrement plus grande que la largeur de l’émetteur se forme. Rincez la poche avec une solution saline stérile chaude.

Insérez ensuite l’émetteur avec le côté le plus plat contre le muscle. Positionnez l’émetteur de manière à ce qu’il repose à plat et que les fils sortent de la poche, parallèlement les uns aux autres plutôt que tordus. Faites passer les fils de l’émetteur aux muscles scalène et trapèze, de sorte que les deux ensembles de fils de biopotentiel soient plats et parallèles l’un à l’autre.

Ensuite, utilisez la pince à laminectomie pour séparer le scalène antérieur des muscles environnants. Insérez ensuite une aiguille de calibre 25 à travers le muscle scalène perpendiculairement aux fibres musculaires. Insérez un fil dans la pointe de l’aiguille, puis retirez l’aiguille du muscle en laissant derrière lui le fil inséré dans le muscle jusqu’à l’isolation du fil.

Notez quelles sondes de couleur sont insérées dans quel muscle. Appliquez une goutte d’adhésif cyanoacrylate sur une aiguille de calibre 21 pour faciliter l’application de la colle sur les fils. Placez ensuite l’adhésif sur l’extrémité exposée du fil, près du muscle où le fil est inséré.

Faites glisser rapidement le capuchon de plomb sur le fil afin qu’aucun fil ne soit exposé entre le capuchon de plomb et le muscle. Coupez l’excédent de fil distal au capuchon et appliquez une goutte d’adhésif cyanoacrylate à l’extrémité du capuchon et du fil en plomb. Laissez le temps à la colle de polymériser avant de la libérer.

Ensuite, insérez le fil de polarité opposée parallèle au premier dans le même muscle de la même manière. Cette sonde doit être à un à deux millimètres de la première sonde. Répétez la procédure pour insérer des fils dans le muscle trapèze, situé juste en avant du muscle scalène, comme illustré ici.

Ensuite, vérifiez que les fils sont fixés en place et qu’il y a juste assez de mou dans les fils pour que l’animal puisse effectuer des mouvements corporels sans tirer sur les laisses. Retirez ensuite délicatement le ruban adhésif qui maintient le membre antérieur. Tirez le coussinet adipeux sur le muscle et utilisez-le pour couvrir les fils insérés.

Ensuite, ramenez les lambeaux de peau de manière à ce que l’incision s’aligne. Pincez une partie des rabats de peau à l’aide d’une pince incurvée et appliquez une petite ligne d’adhésif cyanoacrylate le long de cette ligne. Injectez 0,1 millilitre de carprofène par voie sous-cutanée pour soulager la douleur postopératoire pendant que l’animal est encore sous anesthésie.

Retirez l’animal de la cornet nasale et placez-le dans une cage propre dans l’incubateur préchauffé jusqu’à ce que l’animal soit réveillé et se déplace volontairement dans la cage. Placez la souris dans la chambre de pléthysmographie pendant au moins une heure pour l’acclimater avant d’enregistrer l’EMG et la pléthysmographie. Avant l’enregistrement mais après l’étalonnage, allumez l’émetteur en plaçant un aimant puissant à moins d’un pouce de l’animal implanté.

Une lumière rouge à l’avant du récepteur indiquera lorsque l’émetteur est allumé. Démarrez l’acquisition à l’aide du menu déroulant intitulé Acquisition et choisissez Démarrer l’acquisition. Bien que la durée de l’enregistrement puisse varier d’une expérience à l’autre, un enregistrement typique de pléthysmographie et d’EMG dure de une à trois heures.

Une fois l’acquisition terminée, éteignez l’émetteur à l’aide d’un aimant et remettez l’animal dans la cage de la maison. Ce qui suit sont des traces de WBP et EMG des muscles scalènes et trapèzes d’une souris SOD-1 (G93A) présymptomatique au 98e jour postnatal. Les périodes où l’animal est au repos sont utilisées pour l’analyse.

L’encadré rouge montre des traces EMG au repos sans épisodes EMG, caractéristiques d’une souris présymptomatique. Les traces à l’extérieur de la boîte rouge montrent des pics importants et irréguliers de traces de pléthysmographie et d’activité musculaire et de traces EMG, typiques lorsqu’un animal se déplace. Cette image montre des traces de WBP et d’EMG du muscle trapèze d’une souris SOD-1(G93A) symptomatique au 126e jour postnatal, lorsqu’un épisode d’EMG est présent pendant que la souris est au repos.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 35 minutes si elle est exécutée correctement. À la suite de cette procédure, des animaux implantés peuvent être utilisés pour évaluer l’efficacité des produits pharmaceutiques pour améliorer l’activité des muscles respiratoires accessoires dans des modèles de maladie ou de blessure.