Name: Une nouvelle méthode pour modéliser lencéphalopathie traumatique chronique dans Drosophila (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Découvrez une méthode d'impact contrôlé pour modéliser l'encéphalopathie traumatique chronique chez Drosophila melanogaster. Cette technique permet d'étudier la dégénérescence neuronale induite par les traumatismes répétitifs.

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Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

1. Assemblage du dispositif de frappe ( Figure 1 ) <ol><li> Retirez le piston d&#39;une seringue de tuberculine de 1 ml. Couper le canon à la marque de 1 mL. </li><li> Retirez une barrière aérosol (3 mm de hauteur x 4 mm de diamètre) à partir d&#39;une pointe de pipette de 200 μL et utilisez-la comme élément de frappe. Placez l&#39;élément de frappe dans le cylindre de la seringue. Appuyez doucement sur le canon pour déplacer l&#39;élément de frappe à l&#39;extrémité de la pointe, le côté plat recouvrant l&#39;ouverture de la buse. </li><li> Fixez l&#39;extrémité de la pointe du cylindre à un tube en plastique qui est connecté au régulateur de débit de dioxyde de carbone (CO 2 ) d&#39;une station d&#39;anesthésie de Drosophila . </li><li> Tenez le canon verticalement et serrez-le sur un support de support de serrage standard de sorte que l&#39;élément de frappe reste au bas du barillet. </li><li> Modifiez une pointe de pipette de 200 μL pour fabriquer le porte-mouches. <ol><li> Coupez 4 mm de la pointe pour créer une ouverture de 0,8 mm de diamètre, ce qui permet à la tête de mouche d&#39;être exposée. REMARQUE: le thoRax et toutes les autres parties du corps de mouche resteront à l&#39;intérieur de la pointe de la pipette. </li></ol></li><li> Modifiez une pointe de pipette de 1000 μL et une bouchon d&#39;aiguille de seringue de 1 mL pour créer le connecteur. <ol><li> Coupez 44 mm de l&#39;ouverture de la pointe. Prenez une longueur de 6 mm d&#39;un bouchon d&#39;aiguille de seringue de 1 mL et poussez-le bien dans le segment restant de la pointe de pipette de 1000 μL. </li></ol></li></ol> 2. Fonctionnement du dispositif de grève <ol><li> Anesthésier une seule mouche femelle adulte de 2 jours utilisant du CO 2 sur une coque. </li><li> Transformez-le doucement sur le porte-mouches à l&#39;aide d&#39;une brosse fine. Tapotez délicatement le support afin que la tête de mouche soit vue en dehors de la pointe. Si le proboscope de la mouche est exposé à l&#39;extérieur de la pointe, retirez-la délicatement à l&#39;intérieur de la pointe avec une aiguille de seringues à 1 mL émoussée. REMARQUE: Assurez-vous de garder les proboscis de la mouche à l&#39;intérieur du support. Sinon, la mouche peut mourir d&#39;une blessure par proboscis d&#39;aspiration. </li><li> Serrez la mouche hoLève le cylindre de la seringue avec le connecteur pour que la tête de la mouche soit orientée vers le bas. </li><li> Réglez la pression du gaz à 100 kPa. Réglez le débit en fonction de la conception de l&#39;expérience. </li><li> Tournez rapidement et à nouveau le bouton-poussoir du régulateur de débit pour que l&#39;élément de frappe frappe la tête de mouche une fois. </li><li> Soulevez le porte-mouche et déplacez-le sur une coque. Inverser le porte-mouches et frapper doucement le côté pour laisser tomber la mouche. Laisse la mouche dans un flacon vide pour récupérer. </li></ol> 3. Suivi des mouvements assisté par vidéo <ol><li> Remplissez une boîte de Petri de 6 cm de diamètre avec un élastomère de silicium transparent pour faire l&#39;arène de suivi. Laissez un espace de 3 mm entre le silicium et le couvercle du plat pour permettre aux mouches de marcher librement mais pas de voler. </li><li> Anesthésier les quatre mouches à partir du sham ou du groupe traité à chaque fois et les placer dans l&#39;arène. Laissez les mouches à 22 ° C pendant 1 h. </li><li> Positionnez une caméra de type Charge-Coupled Device (CCD) au-dessus des arènes et enregistrez pendant 5 min.</li><li> Analyser les trajectoires de mouvement enregistrées à l&#39;aide du logiciel Ctrax (disponible gratuitement dans Caltech) 16 . Exportez les données suivies dans un format compatible avec le langage de programmation (par exemple, Matlab) et analysez les données en fonction de la distance parcourue par trame 17 . Calculez la distance de marche moyenne pour chaque vol et combinez-le avec toutes les autres mouches / groupes enregistrés pour obtenir une distance cumulative moyenne parcourue par la population de fichiers dans le même groupe. </li></ol>

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</ol>

Ce travail a été soutenu par le fonds de démarrage de la faculté de médecine de l&#39;Université Johns Hopkins à LC

Les modèles animaux qui font fidèlement les caractéristiques du CTE, y compris les altérations neurophysiologiques, les caractéristiques neuropathologiques et les déficits neuro-comportementaux, sont essentiels pour découvrir les mécanismes de la maladie et pour développer des cibles diagnostiques et thérapeutiques. Il est compréhensible qu&#39;aucun modèle animal d&#39;une maladie humaine ne soit parfait pour imiter tous les paramètres finaux cliniquement pertinents. Cependant, nous croyons qu&#39;un modèle CTE robuste...

L&#39;encéphalopathie traumatique chronique (CTE) a récemment été reconnue comme un trouble neurodégénératif distinct, séparé des autres tauopathies telles que la maladie d&#39;Alzheimer 1 . Contrairement à la maladie d&#39;Alzheimer et à d&#39;autres tauopathies communes, dont les facteurs de risque les plus importants font avancer l&#39;âge et les antécédents familiaux de démence, le CTE, comme l&#39;indique son nom, implique une étroite association avec une histoire de traumatisme cérébral, très probablement observé chez les sportifs de sport de contact, Tels que les boxeurs et les joueurs de football, ainsi que dans les anciens combattants militaires 2 , 3 , 4 , 5 . On pense qu&#39;il est initié par des coups répétés de concussion et de subconcussion à la tête. Les patients peuvent présenter des symptômes et des signes tels que les déficits cognitifs, les changements de l&#39;humeur et du comportement et le dysfonctionnement du mouvement, qui se chevauchent de manière significative avec la maladie d&#39;Alzheimer, frontotemporalLa démence, la démence du corps de Lewy et la maladie de Parkinson 6 . En revanche, les examens post-mortem du tissu cérébral révèlent un modèle distinct d&#39;accumulation de tau hyperphosphorylée entourant de petits vaisseaux sanguins au fond des sondes corticales, une caractéristique pathognomonique non observée dans les autres affections dégénératives 7 . Cependant, jusqu&#39;à présent, on sait très peu de choses sur la pathogenèse menant à la manifestation de la maladie. Ceci est en grande partie dû à l&#39;absence d&#39;un modèle animal fidèle - récemment, des modèles de rongeurs ont été générés 5 , 8 . Ces organismes modèles ont les inconvénients des soins intensifs en coûts et une durée de vie relativement longue, qui ne sont pas bien adaptées aux études sur les maladies neurodégénératives. Par rapport aux homologues de mammifères, les animaux invertébrés tels que Drosophila sont une excellente alternative, avec leur maintenance rentable,Des outils étendus pour dissécher les déterminants génétiques et une durée de vie relativement courte 9 . Remarquablement, la volée et les cerveaux humains partagent des voies moléculaires et cellulaires évolutives conservées, ainsi que des similitudes anatomiques 10 , 11 , 12 . Deux modèles ingénieux de Drosophila pour étudier une lésion cérébrale traumatique ont déjà été rapportés 13 , 14 . Le premier dispositif &quot;High Impact Trauma&quot; (HIT) conçu par Katzenberger et ses collègues contenait des mouches à mouvement libre dans un flacon en plastique qui était lié à l&#39;extrémité libre d&#39;un ressort métallique 13 , 15 . Lorsque le flacon en plastique a été incliné verticalement et relâché, il a frappé un tampon en polyuréthane et a transmis un traumatisme aux mouches alors qu&#39;ils remontent vers le mur du flacon et se sont rétablis. En revanche, Barekat et ses collègues ont conçu une méthode de livraison différente.La plate-forme Omni Bead Ruptor-24 14 . Les mouches ont été incapacités avec du CO 2 et ont été placées dans un tube à vis de 2 mL qui a été fixé à l&#39;homogénéisateur et soumis à des conditions de secousse préprogrammées. L&#39;un des avantages de l&#39;utilisation du système d&#39;homogénéisation des tissus est que l&#39;expérimentateur pourrait moduler l&#39;intensité des blessures, la durée de la blessure et le nombre de blessures. Cependant, les deux régimes souffrent du même inconvénient: les blessures primaires de la tête sont infligées au hasard en termes d&#39;impact sur le lieu et la force. En outre, les deux méthodes ont entraîné une mortalité considérable, causée par des dommages collatéraux inévitables à d&#39;autres parties du corps et des organes internes. Ici, nous décrivons une nouvelle méthode pour induire le mTBI dans les mouches des fruits. Notre appareil se compose d&#39;un pistoque balistique à propulsion gazeuse. Par rapport aux modèles Drosophila existants 14 , 15 , notre méthode présente l&#39;avantage unique de fournir des mesuresL&#39;impact urable, dirigé uniquement sur la tête de mouche en mouvement libre, permettant ainsi le contrôle précis de divers facteurs, tels que la gravité de l&#39;impact, l&#39;intervalle de temps entre les impacts et le nombre total d&#39;impacts subis.

<table><tbody><tr><td>Barrière anti-aérosol</td><td>USA Scientific</td><td>1120-8810</td><td>Utilisé comme impacteur</td></tr><tr><td>200 &#956 ; L Pointe de pipette</td><td>USA Scientific</td><td>1111-0706</td><td>Utilisé comme support de tête de mouche</td></tr><tr><td>1000 &#956 ; L Pointe de pipette</td><td>USA Scientific</td><td>1122-1830</td><td>Utilisé comme connecteur</td></tr><tr><td>1 mL Seringue à tuberculine</td><td>Becton Dickinson</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>60 mm Boîtes de Pétri</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td>Utilisé comme arènes de suivi</td></tr><tr><td>Régulateur de débit</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-122WC</td><td></td></tr><tr><td>Standard Clamp Support/support</td><td>EISCO Scientific</td><td>CH0688</td><td></td></tr><tr><td>Brosse fine</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-204</td><td></td></tr><tr><td>Flypad</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-114</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard Silicone Elastomer</td><td>Dow Corning</td><td>4019862</td><td></td></tr><tr><td>CCD</td><td>Camera Microsoft&nbsp ;</td><td>HD-5000</td><td></td></tr><tr><td>Ctrax Walking Fly Tracker</td><td>Caltech</td><td>Ctrax 0.2.11</td><td></td></tr><tr><td>Boîte à outils MATLAB pour le traitement d’images</td><td>MATLAB</td><td>R2015b</td><td></td></tr></tbody></table>

une nouvelle méthode pour modéliser l&#39;encéphalopathie traumatique chronique dans<em&gt; drosophila</em

A Novel Method to Model Chronic Traumatic Encephalopathy in Drosophila

L&#39;encéphalopathie chronique traumatique (CTE) est une maladie neurodégénérative établie qui est étroitement associée à une exposition à une lésion cérébrale traumatique répétitive légère (mTBI). Les mécanismes responsables de ses changements pathologiques complexes restent largement insaisissables, malgré un consensus récent pour définir les critères neuropathologiques. Ici, nous décrivons une nouvelle méthode pour développer un modèle de CTE dans Drosophila melanogaster ( Drosophila ) dans une tentative d&#39;identifier les gènes et les voies clés qui conduisent à l&#39;accumulation caractéristique de tau hyperphosphorylée et à la mort neuronale dans le cerveau. Les effets de résistance réglables pour infliger des blessures légères et fermées sont livrés directement à la tête de mouche, en soumettant la tête à une accélération et une décélération rapides. Notre méthode élimine les problèmes potentiels inhérents à d&#39;autres modèles mTBI de Drosophila ( par exemple, la mort d&#39;un animal peut être induite par un dommage àD&#39;autres parties du corps ou des organes internes). Les soins infantiles moins coûteux et coûteux, la durée de vie courte et les outils génétiques étendus rendent la mouche des fruits idéale pour étudier la pathogenèse du CTE et permettre d&#39;effectuer des écrans génétiques et pharmacologiques avancés à l&#39;échelle du génome. Nous prévoyons que la caractérisation en cours du modèle générera des connaissances mécanistiques importantes sur la prévention des maladies et les approches thérapeutiques.

Pour établir un modèle CTE à l&#39;aide de Drosophila adulte, nous avons déterminé l&#39;efficacité de notre appareil pour infliger une blessure à tête fermée. Pour éliminer les variations relatives au génotype, au sexe ou à l&#39;âge, nous avons utilisé des mouches femelles Canton-S WT de 2 jours dans l&#39;expérience. Nous pourrions facilement contrôler la résistance de l&#39;élément de frappe en régulant le débit de CO 2 à une pression de gaz constante de 100 kPa. ...

Ici, nous décrivons une nouvelle approche pour infliger une lésion cérébrale traumatique à tête fermée chez Drosophila melanogaster . Notre méthode présente l&#39;avantage de fournir directement des impacts répétitifs avec une force réglable sur la tête seule. Une exploration plus poussée du système invertébré aidera à éclairer la pathogenèse de l&#39;encéphalopathie traumatique chronique.

Une nouvelle méthode pour modéliser l&#39;encéphalopathie traumatique chronique dans<em&gt; Drosophila</em

Chronic Traumatic Encephalopathy (CTE) is an established neurodegenerative disease that is closely associated with exposure to repetitive mild Traumatic ...

L'objectif général de cette nouvelle procédure est d'induire des traumatismes crâniens fermés chez la drosophile, Drosophila, afin de créer un nouveau modèle de l'encéphalopathie traumatique chronique. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l'encéphalopathie traumatique chronique, telles que la manière dont les traumatismes répétés provoquent la dégénérescence neuronale. Le principal avantage de cette technique est qu'elle applique directement sur la tête de la drosophile des chocs répétés dont l'intensité est réglable, sans endommager d'autres parties du corps de l'animal.La démonstration de cette méthode dans des conditions réelles est essentielle, car l'assemblage du dispositif et les étapes de chargement des mouches sont difficiles à maîtriser, étant donné la petite taille de la tête de Drosophila et le fait qu'il est crucial d'appliquer l'impact uniquement sur la tête. Pour fabriquer l'appareil utilisé pour provoquer la commotion ou frapper les mouches à fruits, commencez par réaliser la partie impacteur de l'appareil. Retirez le piston d'une seringue tuberculinique en polycarbonate d'un millilitre, puis coupez le corps de la seringue à la graduation d'un millilitre.Pour un impacteur, utilisez la barrière d'aérosol présente sur une pointe de pipette de 200 microlitres. Cet impacteur doit mesurer trois millimètres de long et quatre millimètres de diamètre. Ensuite, insérez l'impacteur dans le corps de la seringue, le côté plat orienté vers la buse.Pour fournir une force, fixez le corps de la seringue à un régulateur de débit de dioxyde de carbone. Le régulateur doit être équipé d'un interrupteur marche/arrêt et permettre un bon contrôle du débit de gaz. Ensuite, serrez le corps verticalement sur un support en fer, de sorte que l'impacteur tombe au fond du corps.Ensuite, préparez le support pour mouche. Prenez une pipette de 200 microlitres. Coupez l'extrémité de la pipette à cinq millimètres de l'extrémité la plus fine afin d'obtenir une ouverture de 8 millimètres de diamètre.La tête d'une mouche passera par ce trou, mais le thorax n'y passera pas. Enfin, fabriquez le support pour la mouche et le dispositif d'impact. Commencez par couper la pointe d'une pipette d'un millilitre à 44 millimètres de l'orifice petit.Deuxièmement, découpez un morceau de six millimètres de longueur dans le capuchon d’aiguille destiné à une seringue d’un millilitre. Ensuite, poussez-les ensemble. Anesthésiez une seule mouche femelle adulte âgée de deux jours à l’aide de dioxyde de carbone.À partir du coussin de dioxyde de carbone, utilisez un pinceau fin pour transférer délicatement la drosophile dans le porte-échantillon. Ensuite, tapez doucement sur le porte-échantillon jusqu'à ce que la tête dépasse de l'extrémité. Si le proboscis est exposé, utilisez une aiguille de seringue de un millilitre émoussée pour le replier délicatement à l'intérieur de l'extrémité.Il est essentiel de maintenir le corps du drosophile, en particulier la partie buccale, à l’intérieur du support. Sinon, la drosophile pourrait mourir en raison de lésions aux organes internes ou d’une incapacité à ingérer de la nourriture. Ensuite, régler la pression du gaz à 100 kilopascals et ajuster le débit selon les besoins.Une fois la mouche chargée, fixez fermement le support au corps de la seringue à l’aide du connecteur, de sorte que la tête de la mouche soit orientée vers le bas. Ensuite, à l’aide de l’interrupteur à bascule, envoyez une impulsion de gaz qui fait avancer l’impacteur afin qu’il frappe la mouche une fois et une seule. Détachez maintenant le support de la mouche et remettez-la sur le tampon de dioxyde de carbone.Brosser la mouche dans un flacon vide jusqu'à ce qu'elle récupère. Garder une mouche par flacon. La récupération ne prend que quelques minutes.Répétez le processus afin de tester quatre mouches par groupe expérimental. Le traitement de deux groupes, un groupe test et un groupe témoin, ne devrait prendre que de 20 à 30 minutes. Traitez les groupes témoins exactement comme les animaux testés, sauf qu’il ne faut pas inclure de barrière aérosol dans le tube de l’impacteur.Pour suivre les déplacements des mouches dans une boîte de Pétri, commencez par remplir une boîte de six centimètres de diamètre avec un élastomère de silicone transparent afin de créer l'arène de suivi. Laissez un espace de trois millimètres entre le silicone et le couvercle afin que les mouches puissent se déplacer librement dans cet espace, mais sans pouvoir s'envoler. Sous l'arène de suivi, placez un fond blanc.Ensuite, anesthésiez quatre mouches provenant du même groupe de traitement et placez-les dans l'arène. Laissez les mouches s'acclimater pendant une heure à l'arène, qui doit être entièrement éclairée et à environ 22 degrés Celsius. Pas plus chaude que la température ambiante.Après une heure, utilisez une caméra à transfert de charge placée au-dessus de l'arène pour enregistrer l'activité des mouches pendant cinq minutes. À l'issue de l'enregistrement de cinq minutes, anesthésiez les mouches dans l'arène et remettez-les dans un nouveau tube d'élevage. Ensuite, jetez l'arène.Ultérieurement, analyser les enregistrements à l'aide du logiciel Ctrax, disponible gratuitement. Ce logiciel génère des données de suivi qui peuvent être exportées dans un format compatible avec un langage programmable, tel que le format MATLAB. À partir de ces données, calculer la distance parcourue par image, la distance moyenne de marche pour chaque mouche, ainsi que la distance moyenne parcourue par mouche.Pour obtenir une signification statistique, prévoir de tester environ 100 mouches par groupe de traitement. Afin de mettre en place un modèle de traumatisme crânien chronique, l'efficacité d'une seule lésion fermée du crâne provoquée par l'appareil d'impact à différentes vitesses a été analysée en utilisant des femelles Canton-S âgées de deux jours. La pression du gaz était maintenue à 100 kilopascals.Les mouches exposées à une seule impulsion au débit maximal testé présentaient des défauts externes minimes. Malgré l'absence de preuves manifestes de dommages externes, les lésions provoquées par un débit de 15 litres par minute se sont révélées rapidement mortelles, entraînant une survie inférieure à 10 % dans les 24 heures suivant l'exposition. La survie augmentait avec des débits plus faibles.Une survie de cent pour cent a été obtenue à cinq litres par minute ou moins, aussi cinq litres par minute a-t-il été choisi comme norme pour le modèle. Juste après avoir été frappées, les mouches ont progressivement retrouvé leur mobilité en quatre minutes. La récupération chez les témoins était d'environ une minute plus rapide.Après l'impact, un suivi du mouvement assisté par vidéo a été utilisé pour mesurer la fonction locomotrice. Au cours des deux jours suivant l'impact, la locomotion est progressivement revenue à la normale. Ces preuves de récupération progressive sont conformes à la récupération observée dans l'ETC chez l'homme.Pour évaluer les effets à long terme, un protocole de lésion cérébrale traumatique répétée composé de cinq impacts sur cinq jours a été appliqué. Vingt jours après le traitement, la locomotion des survivants de chaque groupe a été comparée et le groupe traité marchait clairement moins. La durée de vie du groupe traité a également été nettement réduite, avec une médiane à 26 jours contre 37 jours pour les témoins.Après son développement, cette technique ouvre la voie aux chercheurs dans le domaine des traumatismes crâniens répétitifs légers pour explorer les mécanismes pathogènes dans le modèle animal classique Drosophila melanogaster. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de protéger le proboscis, le thorax et l'abdomen des impacts directs du barrage d'aérosol.

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Comportement des dosages pour mesurer des fonctions locomotrices, l'apprentissage et les capacités de...

Déficits locomoteur Dosage, apprentissage et mémoire dans Drosophile Modèles de la neurodégénérescence

Cette vidéo décrit comment suivre librement les mouches qui marchent pour évaluer leur capacité générale de locomotion. Le protocole présenté démontre la configuration du test et l'analyse des données à l'aide d'un logiciel de suivi vidéo.

Traquer les mouches qui marchent librement : une méthode pour évaluer la locomotion chez la drosophile

Cette vidéo montre une procédure permettant d’infliger une blessure traumatique à la tête fermée à des mouches drosophiles anesthésiées à l’aide d’un dispositif de frappe avec un impacteur propulsé par gaz. La blessure affecte la fonction neuronale et altère la capacité de marche.

Une technique pour infliger un traumatisme crânien fermé chez les mouches drosophiles

La vidéo montre l’utilisation d’un dispositif de traumatisme à fort impact (HIT) pour induire un traumatisme crânien fermé (TCC) chez Drosophila. Les traumatismes crâniens provoquent des traumatismes cérébraux mécaniques qui affectent la fonction neuronale, ce qui, au fil du temps, conduit à la neurodégénérescence et à la mortalité.

Procédé pour infliger une lésion cérébrale traumatique à la tête fermée chez la drosophile

Cette vidéo démontre l’induction d’une lésion cérébrale traumatique pénétrante dans le cerveau de la drosophile. Les mouches nouvellement émergées sont sélectionnées, anesthésiées et positionnées sous un stéréomicroscope équipé d’une fluorescence. Le corps du champignon exprimant la GFP est identifié et une goupille Minutien est insérée pour causer des blessures. Les mouches sont autorisées à se rétablir pour des études plus approfondies.

Induire une lésion cérébrale traumatique pénétrante chez les mouches drosophiles adultes

Nous décrivons ici les modalités de l'extraction et de purification de l'ARNm et de métabolites...

Purification des relevés de notes et de métabolites<em&gt; Drosophila</em&gt; Têtes

Nous décrivons ici deux essais qui ont été mis en place pour étudier la neurodégénérescence liée à l'âge des neurones dopaminergiques (DA)...

Évaluer phénotypes neurodégénératives en<em&gt; Drosophila</em&gt; Neurones dopaminergiques par des tests d&#39;escalade et IMMUNOCOLORATION du cerveau entier

Nous présentons un test de géotaxie négative optimisé, peu coûteux et fiable chez Drosophila melanogaster comme modèle pour les troubles neurodégénératifs. Étant plus sensible aux anomalies locomotrices bénignes, ce test aidera à dépister les interactions génétiques potentielles et les cibles médicamenteuses.

Analyse quantitative des défauts d&#39;escalade dans un modèle drosophile de maladies neurodégénératives

Nous décrivons ici une méthode pour infliger tête fermée cérébrale traumatique blessures (TBI) chez la drosophile. Cette méthode fournit une passerelle pour enquêter sur les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent pathologies TBI en utilisant la vaste gamme d'outils expérimentaux et techniques disponibles pour les mouches.

Une méthode d&#39;infliger Fermé chef Traumatic Brain Injury dans<em&gt; Drosophila</em

Drosophile est largement utilisé en tant que système modèle pour étudier la neurodégénérescence. Ce protocole décrit un procédé par lequel une dégénérescence, comme déterminé par la formation de vacuoles dans le cerveau, peuvent être quantifiés. Il minimise également les effets dus à la procédure expérimentale par le traitement et le contrôle sectionner et les mouches expérimentales comme un échantillon.

Mass histologie à Quantifier neurodégénérescence<em&gt; Drosophila</em

Ce protocole décrit la dissection et immunostaining des adultes Drosophila melanogaster tissus du cerveau. Plus précisément, ce protocole met en évidence l’utilisation de Drosophila champignon corps et photorécepteur neurones comme des sous-ensembles neuronale exemple qui peuvent être utilisés avec précision afin de découvrir les principes généraux de nombreux aspects du développement neuronal.

Dissection et immunofluorescence souillant de champignon corps et photorécepteur de neurones dans le cerveau adulte Drosophila melanogaster

Découvrez une méthode d'impact contrôlé pour modéliser l'encéphalopathie traumatique chronique chez Drosophila melanogaster. Cette technique permet d'étudier la dégénérescence neuronale induite par les traumatismes répétitifs.

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