Name: Un outil à ultrasons pour la Conduction nerveuse bloquer dans les modèles de Rat diabétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Découvrez le blocage de la conduction nerveuse par ultrasons focalisés de haute intensité chez le rat diabétique Sprague-Dawley. Cette méthode localisée et répétable offre une approche prometteuse pour la gestion de la douleur neuropathique.

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L’étude a été soutenue par le ministère de la Science et technologie (projet plus 105-2221-E-400-001) et les instituts nationaux de recherche santé (projet BN-105-PP-10) à Taiwan.

the Institutional Animal Care et utilisation Comité des instituts nationaux de recherche santé de Taïwan a approuvé tous les protocoles animales.
 1. induction de modèle diabétique en mâles adultes Sprague - Dawley (SD) Rats <ol><li>boulettes rat Retirez la cage à rats SD rapide mâles (300-350 g) pendant 6 h avant l’induction de STZ.</li>
	Tampon <li>Prepare citrate de sodium (0,1 M, pH 4,5).
	<ol><li>Monohydrate de dissoudre 1,05 g d’acide citrique (C 6 H 8 O 7 · H 2 O ; mol en poids 210.14) dans 50 mL d’eau pour faire une solution d’acide citrique 0,1 M distillée.</li>
		<li>Dissoudre 1,47 g citrate trisodique dihydraté (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O ; mol en poids 294.12) dans 50 mL d’eau pour faire une solution de citrate de sodium 0,1 M distillée.</li>
		<li>Ajouter 25 mL de solution de l’acide citrique à 25 mL de solution de citrate de sodium. Surveiller le pH de tampon citrate de sodium (pH 4,5) en utilisant un testeur de pH. 
		Remarque : La mémoire tampon est fait isotonique par addition d’un volume approprié de solution de citrate de sodium 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>STZ dissoudre dans un tampon citrate de sodium 0,1 M à céder un 50 mg/mL solution STZ. 
	Remarque : La solution STZ est sensible à la lumière, par conséquent, couvrir la solution STZ avec du papier aluminium et utiliser dans 15-20 min.</li>
	<li>Dessiner la solution STZ de 50 mg/kg dans une seringue d’insuline ou de tuberculine 1 mL avec aiguille de calibre 26 à 28. nettoyer le site d’injection avec un tampon à l’éthanol et par voie intrapéritonéale injecter la solution STZ dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen pour éviter d’endommager organes abdominaux. </li> <li>Fournir des rats avec de l’eau de 10 % de sucrose comme source unique de l’eau pendant 48 h après l’injection de STZ pour prévenir l’hypoglycémie.</li></ol>
 2. confirmation du diabète chez les Rats par STZ <ol><li>surveiller la concentration de glucose plasmatique jeûne de tous les rats injectés par STZ après 72 h avec un lecteur de glycémie.
	<ol><li>Rapide des rats rendus diabétiques par STZ pendant 15 h avant de mesurer le jeûne sang glycémie.</li>
		<li>Empêcher les rats dans un sac de retenue et d’exposer les queues pour la collecte de sang pendant les mesures glycémiques.</li>
		<li>Utilisez une lancette de sang pour piquer la pointe de la queue pour obtenir une petite goutte de sang. Placez la goutte de sang sur une bandelette de test de glycémie. Enregistrer la glycémie à jeun. 
		Remarque : Le lecteur de glycémie détecte et affiche le niveau de glucose sanguin en unités de mg/dL. Exclure les rats à jeun de la glycémie inférieure à 150 mg/dL après 2 semaines de STZ-induction.</li>
	</ol></li></ol> 3. Évaluation de la neuropathie diabétique périphérique chez les Rats diabétiques <ol><li>évaluer l’allodynie mécanique avec électronique von Frey.
	<ol><li>Habituer par la STZ rats diabétiques dans une cage sur un plancher de treillis métallique de diamètre 1 cm pendant 30 min avant d’évaluer la biche patte réponse retrait.</li>
		<li>Utiliser une sonde électronique de von Frey avec pointe rigide (0,8 mm de diamètre) pour appliquer manuellement une pression sur la surface plantaire de la patte arrière des rats et augmenter progressivement la pression jusqu'à ce qu’on voit une réaction de retrait patte.</li>
		<li>Enregistrer la pression qui indique sur le système et recommencez la mesure 5 fois par rat, avec un intervalle de 30 s entre chaque mesure.</li>
	</ol></li> <li>Évaluer l’hyperalgésie thermique avec une plaque chauffante.
	<ol><li>S’habituer les rats rendus diabétiques par STZ sur la plaque chauffante (24 ± 0,5 ° C) pendant 10 min avant d’évaluer la réponse de douleur.</li>
		<li>Enlever et remettre les rats dans leurs cages après accoutumance, faire chauffer la plaque chauffante et maintenir la plaque de cuisson &#39; s température à 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Placer le rat sur la plaque de cuisson chauffée tout en démarrant simultanément le minuteur.</li>
		<li>Lorsque le rat présente des comportements distincts, tels que lécher la biche patte ou anormalement pichenette la hind patte, arrête la minuterie et enregistre le temps de latence retrait. 
		Remarque : Si un rat n’exprime pas de comportements distincts après 20 s (temps de coupure 20 s), mettre fin à l’essai de plaque de cuisson et retirez le rat de la plaque chauffante.</li>
	</ol></li></ol> 4. In Vivo Blocage de la Conduction avec la sonde HIFU de nerf Remarque : l’expérience in vivo commence sur semaine 5 après injection de STZ de 50 mg/kg.
<ol><li>Perform animaux procédures avant que le blocage des CMAPs avec sonication HIFU.
	<ol><li>Stériliser les instruments chirurgicaux (bistouri, ciseaux, pinces et verre crochet) dans un autoclave avant la chirurgie.</li>
		<li>Anesthésier les rats avec une injection intrapéritonéale de tiletamine/zolazepam mélange (40 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) ou par inhalation de 1,75 % d’isoflurane via vaporisateur isoflurane. Placez les rats sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle.</li>
		<li>Placer les rats pour la chirurgie en décubitus ventral. Appliquer la pommade ophtalmique. Étendez la jambe du rat et pincer la surface plantaire du pied avec vos ongles pour vérifier la profondeur de l’anesthésie. Si les rats montrent des réponses de retrait, appliquer une anesthésie supplémentaire.</li>
		<li>Enlever les poils de la cuisse et abaisser l’arrière de rats avec une tondeuse électrique. Appliquer l’iode liquide avec une gaze propre au site chirurgical et déplacer circulairement la gaze à l’extérieur du site chirurgical. Utilisez un tampon d’alcool pour essuyer l’iode liquide avec le même mouvement circulaire. Cette expérience est réalisée sur le site gauche et droite chirurgical. Répétez la procédure à l’autre site chirurgical quand effectuer l’étape suivante de la procédure.</li>
		<li>Utiliser un ciseaux chirurgicaux stériles ou scalpel à pratiquer une incision de la peau à la dorsale de la cuisse. Utiliser des ciseaux chirurgicaux émoussés soigneusement séparer les tissus sous la peau et garantir la peau avec peau crochets. fémur peut être vus dans les muscles.</li>
		<li>Utiliser les ciseaux pour séparer soigneusement les muscles parallèles au fémur jusqu'à ce que les fibres de nerf sciatique mi-cuisse qui sont incorporés dans les muscles sont visibles. Soigneusement utiliser un crochet de verre pour séparer le nerf sciatique de la mi-cuisse des tissus conjonctifs environnants et muscles.</li>
	</ol></li> <li>Positionner le nerf sciatique dans la zone focale HIFU à l’aide d’un fixateur de nerf sur mesure ( Figure 1 et Figure 3). 
	Remarque : Le fixateur de nerf sur mesure se compose de 3 éléments ( Figure 3). Tous les composants sont faits de transparent polyméthacrylate de méthyle (PMMA). Le filet extérieur de la structure supérieure du composant I est de 2,5 mm de hauteur et M10XP0.7 ( Figure 4 a). Le puits central est un 4,0 mm de diamètre trou grâce à composante je. L’ouverture inférieure du puits est scellé par une feuille de ruban. Le diamètre de la rainure est de 1,2 mm et la distance entre le plan médian de la fente et la surface supérieure du composant I est 3,1 mm. volet II se compose d’un corps principal, quatre pattes et la structure du fond ( Figure 4 b). Le taraudage de la structure du fond est de 2,5 mm de hauteur et M10XP0.7 pour tenir le filet extérieur de composant j’ai. Le diamètre du trou central est la même que la loge centrale du composant j’ai. Les dimensions du corps principal sont de 32 mm de diamètre et 5,4 mm d’épaisseur. Quatre pattes sont déployés symétriquement. Deux pattes courtes identiques sont conçus pour l’alignement et deux longues jambes identiques fonctionnent pour accrocher sur le volet III. Le diamètre extérieur et la hauteur du volet III sont de 41 mm et 9,2 mm. Le taraudage est M36XP1.0 et le trou est de 27,5 mm de diamètre (< forte classe = « xfig »> Figure 4). Le cône est un cône creux avec l’ouverture de 84 mm de diamètre et l’ouverture inférieure de 27,5 mm de diamètre. La hauteur est de 57,5 mm ( Figure 5 a).
	<ol><li>Avant l’expérience, faire tremper le fixateur de nerf acrylique sur mesure dans l’eau de Javel-solution pendant 30 à 60 min, suivie par trempage dans l’eau stérile.</li>
		<li>À l’aide d’un crochet de verre, soulevez le nerf soigneusement et le mettre dans la fente du composant I.</li>
		<li>Composant de vis II à composante I. remplissage central ainsi du composant I sonnerie &#39; solution s à ultrasons préservation de propagation et du système nerveux.</li>
		<li>Vis volet III au cône de logement de l’HIFU. La composante III de quai avec composante II à travers les quatre pieds du volet II. 
		Remarque : Le centre géométrique de trois composantes et le capteur sont alignés. La distance entre le nerf et le transducteur est égale à la distance focale, ce qui garantit le nerf à l’intérieur de la zone focale HIFU.</li>
	</ol></li> <li>Insérez une paire d’aiguilles d’acupuncture dans l’origine du nerf sciatique et l’autre paire dans le muscle gastrocnémien. Connectez chaque paire d’aiguilles au système d’acquisition électrophysiologie grâce à un câble électrique coaxial ( Figure 1). 
	Remarque : Sur une des extrémités du câble sont deux pinces crocodiles pour écrêter les deux aiguilles séparément et sur l’autre extrémité du câble est un connecteur BNC pour relier le système. Les paires d’aiguilles d’acupuncture travaillent comme électrodes stimulants le nerf sciatique et les électrodes d’enregistrement dans le muscle gastrocnémien.
	<ol><li>Définie la fréquence d’échantillonnage et la bande passante du système d’acquisition de l’électrophysiologie de 50 et 70 Hz à 3 kHz, respectivement. Appliquer un stimulus précité maximale avec une largeur d’impulsion de 0,1 ms aux électrodes stimulants à l’origine du nerf sciatique.</li>
		<li>Enregistrer les CMAPs des électrodes enregistrement et amplifier les CMAPs avec l’amplificateur intégré dans le système d’acquisition de l’électrophysiologie. 
		Remarque : Utilisez l’amplificateur intégré dans le système d’acquisition électrophysiologie pour amplifier les signaux de nerf et d’enregistrer les CMAPs depuis les électrodes d’enregistrement avec le système d’acquisition de l’électrophysiologie.</li>
	</ol></li> <li>Utiliser un transducteur HIFU 2,68 MHz commercial afin de supprimer les CMAPs chez les rats diabétiques neuropathiques. 
	Remarque : Les spécifications du capteur sont décrites comme suit : un seul élément bol sphérique avec diamètre d’ouverture de 6 cm et la longueur focale de 5 cm et une zone focale ellipsoïde de 4 mm de profondeur et 0. 8 mm de largeur en champ libre.
	<ol><li>Plonger le cône sphérique, la sonde HIFU et le cône couvert dans le réservoir rempli d’eau dégazée. Mettre la sonde HIFU dans le cône sphérique et fixer le couvercle du cône à l’ouverture supérieure du cône sphérique par 6 vis à tête ( Figure 5 b). Après que les bulles dans le cône sphérique sont expulsés naturellement en raison de la faible densité de bulles comparé à l’eau, fermer l’ouverture frontal du cône par un ruban épais transparent de 0,03 mm. La composante III de vis sur le cône sphérique.</li>
		<li>Sortir la sonde HIFU avec le cône sphérique et le volet III du réservoir d’eau dégazée. 
		Remarque : L’eau d’osmose inverse utilisée dans l’étude est de l’eau purifiée par le procédé d’osmose inverse. L’eau par osmose inverse est bouillie pour expulser les gaz. Après refroidissement, l’eau dégazée est obtenue dans une cuve scellée individuelle.</li>
	</ol></li> <li>Mettre composant j’ai dans l’espace entre le nerf et le muscle avec soin et positionner le nerf à l’écart des étapes d’i. effectuer composant 4.2.3 et 4.2.4 pour s’assurer que le nerf est à l’intérieur de la zone focale de l’HIFU ( Figure 3 < / forte >).</li>
	<li>Link un générateur de fonction et un amplificateur de puissance de radiofréquence. Connectez l’amplificateur de puissance à la sonde HIFU pour la génération du faisceau HIFU. Définissez manuellement la tension nominale de l’appareil à l’HIFU transducteur via l’amplificateur de puissance. Une fois que le temps d’exposition HIFU est terminé, éteindre manuellement le générateur de fonctions. Observer le temps à l’aide d’une minuterie. 
	Remarque : L’intensité et l’énergie du faisceau HIFU utilisée dans cette étude sont 2 810 W/cm 2 et 84 J/mm 2, respectivement.</li>
	<li>Livrer en même temps, la stimulation via le système d’acquisition de l’électrophysiologie (étape 4.3) et le faisceau HIFU via système HIFU (étape 4.6) du nerf sciatique alors qu’il enregistrait les CMAPs. Augmentez l’exposition HIFU sur le nerf sciatique de 3 s, 5 s à 8 s jusqu'à ce que la diminution ou l’inhibition de l’amplitude des CMAPs est observée.
	<ol><li>Enregistrement des CMAPs une fois par seconde lors de la livraison de l’HIFU faisceau. Après avoir observé la variation de l’amplitude des CMAPs, éteignez le système HIFU et manuellement, cliquez sur l’icône Enregistrer sur le logiciel d’acquisition électrophysiologie à enregistrement CMAPs toutes les 2 min dans le début 10 min, toutes les 5 min dans les 30 minutes consécutives et toutes les 10 min dans la dernière phase de la durée d’enregistrement jusqu'à 2 h.</li>
	</ol></li> <li>Composant séparé II et III du fixateur nerf ( Figure 3) pour retirer la sonde HIFU provenant du site d’incision. Composant séparé II et j’ai pour libérer le nerf sciatique sécurisé. Suture opératoire du rat diabétique par des sutures de catgut chromique de 4-0 après avoir enregistré les CMAPs. Appliquez iode liquide sur le site chirurgical pour prévenir l’infection.
	<ol><li>Placer des cages sur le coussin chauffant et laisser les rats récupérer dans leurs cages avant de les retourner à l’animalerie. Fournir les rats avec l’ibuprofène dans l’eau potable pour 3 jours ou par injection intrapéritonéale de la buprénorphine (0,05 - 0,1 mg/kg).</li>
	</ol></li> <li>Insérer des électrodes stimulants et d’enregistrement à l’origine du nerf sciatique et les muscles gastrocnémiens de rats anesthésiés de neuropathiques diabétiques comme décrit aux points 4.1.2 et 4.3 7, 14 et 28 jours après la sonication HIFU initiale. Répétez les étapes 4.3.1 à 4.3.2.
	<ol><li>Placer des cages sur le coussin chauffant et laisser les rats récupérer dans leurs cages avant de déplacer la cage à l’animalerie.</li>
	</ol></li> <li>Euthanasier les rats après l’expérience. Place le rat dans une chambre de dioxyde de carbone. Attendre environ 5 min pour les rats d’arrêter de respirer. Veiller à ce que le cœur a cessé de battre.</li>
</ol>

<ol><li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy%3A+A+long-term+study%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li>
<li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+electrical+nerve+stimulation%3A+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li>
<li>Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/13686380">Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound.</a> J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+high-intensity+focused+ultrasound+for+conduction+block+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves.</a> Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-intensity+focused+ultrasound+attenuates+neural+responses+of+sciatic+nerves+isolated+from+normal+or+neuropathic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats.</a> Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).</li>
<li>Young, R. R., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+block+of+nerve+conduction+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Reversible block of nerve conduction by ultrasound.</a> Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).</li>
<li>Lele, P. P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0014488663900086">Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating.</a> Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).</li>
<li>Hong, C. Z. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1846738">Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage.</a> Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).</li>
<li>Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+magnetic+resonance-guided+focused+ultrasound+treatment+of+uterine+fibroids+in+a+large+Japanese+population%3A+impact+of+the+learning+curve+on+patient+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome.</a> Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).</li>
<li>Huisman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+consensus+on+use+of+focused+ultrasound+for+painful+bone+metastases%3A+current+status+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperthermia%22%5BJournal%5D)">International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions.</a> Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).</li>
<li>Dickinson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medium-term+Outcomes+after+Whole-gland+High-intensity+Focused+Ultrasound+for+the+Treatment+of+Nonmetastatic+Prostate+Cancer+from+a+Multicentre+Registry+Cohort%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort.</a> Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+high-intensity+focused+ultrasound+on+nerve+conduction%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction.</a> Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+conduction+block+in+diabetic+rats+using+high-intensity+focused+ultrasound+for+analgesic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications.</a> Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).</li>
<li>Donoff, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+regeneration%3A+basic+and+applied+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Oral+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Nerve regeneration: basic and applied aspects.</a> Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).</li>
<li>Fawcett, J. W., Keynes, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).</li>
<li>Nightingale, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuropathic+pain+market%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The neuropathic pain market.</a> Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).</li>
<li>Lipton, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-pulse+transcranial+magnetic+stimulation+for+acute+treatment+of+migraine+with+aura%3A+a+randomised%2C+double-blind%2C+parallel-group%2C+sham-controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial.</a> Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Suppression partielle et temporaire de l’action potentials des nerfs de rats diabétiques en vivo neuropathiques et présence instantanée de l’effet de blocage après traitement HIFU, que tous deux ont été observés. L’étude complémentaire de 28 jours sur CMAPs a démontré qu’un blocus sécuritaire de la conduction nerveuse pourrait être effectué dans une exposition HIFU appropriée. En conséquence, le protocole précité du traitement HIFU peut fournir une solution alternative pour le bloc réversible de la conduction de...

Médicaments par voie orale, l’acupuncture1, et de la stimulation nerveuse électrique2 ont été utilisés pour le traitement de polyneuropathie diabétique douloureuse. Cependant, les effets secondaires des médicaments par voie orale, opération invasive de l’acupuncture et la stimulation électrique des nerfs entravent l’efficacité thérapeutique et l’adhérence du patient. Bloc d’échographie des nerfs périphériques dans des modèles animaux a été étudiée pendant des décennies,3,4,5. La conduction de in vitro de nerfs sciatiques de la grande grenouille verte est inhibée de façon réversible après le traitement de 10 à 20 pulsations de l’exposition aux ultrasons pour 0,4 - 1,0 s6. Un facteur de bloquer la conduction nerveuse est l’élévation de température induite par ultrasons7. Pour les patients avec polyneuropathie, la suppression des potentiels d’action composé de muscle (CMAPs) a été effectuée dans le nerf péronier exposé à des ultrasons de faible intensité pour 2 min8. Le temps de récupération complète était moins de 5 min.
Récemment, l’alimentation et la Drug Administration des États-Unis a approuvé HIFU comme un traitement non invasif des fibromes utérins9, palliations des douleurs des os métastases10et11de la cancer de la prostate. Un transducteur HIFU émet des faisceaux acoustiques en dehors du corps, et les poutres transmettront dans divers milieux de tissu et convergent vers la tumeur cible au foyer. La zone focale est immédiatement formée pour générer des effets localisés sur les tumeurs de cible sans endommager les tissus environnants. HIFU a également été appliquée pour inhiber la conduction nerveuse ou provoquer une dénervation du nerf dans des expériences in vivo de normale de rats Sprague-Dawley (SD)12. En outre, les effets à court et à long terme de HIFU neuropathique nerfs ont été étudiés13. Les résultats précédents ont montré que le bloc permanent ou réversible de la conduction nerveuse sensorielle pourrait être atteint par HIFU avec les paramètres appropriés. Outre les applications analgésiques, HIFU peut-être servir comme un outil pour étudier la contribution relative des composants centraux et périphériques au blocage de la conduction nerveuse pour la recherche fondamentale de la neurologie et le développement de médicaments contre la douleur. Donc, il faut une HIFU blocage plate-forme technologique spécifique des nerfs périphériques dans des modèles animaux. Le but de cet article est de démontrer les procédures pour partiellement ou complètement bloquer les potentiels d’action des nerfs périphériques chez les rats diabétiques neuropathiques par HIFU. Modèles de rat diabétique et l’évaluation des symptômes neuropathiques périphériques ont été mis en place. Une plate-forme HIFU et processus expérimentaux spécifiques pour traiter les nerfs sciatiques rat sont présentés.

<table><tbody><tr><td>streptozotocine</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>acide citrique monohydraté</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>citrate trisodique dihydraté</td><td>Glucomètres Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>électronique von Frey appareil</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>plaque chauffante</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac Système d’acquisition MP36</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transducteur HIFU</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>générateur de fonction</td> Amplificateur de puissance <td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Electronique & Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Rats&nbsp ;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube vetur</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane vaporisateur</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sac de contention (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

un outil à ultrasons pour la conduction nerveuse bloquer dans les modèles de rat diabétique

An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Bloc de conduction du nerf avec un transducteur à ultrasons haute d’axés sur l’intensité (HIFU) a été réalisée récemment dans des modèles animaux normaux et diabétiques. HIFU peut bloquer réversible de la conduction des nerfs périphériques sans endommager les nerfs tout en utilisant un paramètre approprié à ultrasons. Bloc temporaire et partiel des potentiels d’action des nerfs montre que HIFU a le potentiel pour être un traitement clinique utile pour soulager la douleur. Ce travail démontre les procédures permettant de supprimer les potentiels d’action des nerfs neuropathiques dans les rats diabétiques in vivo à l’aide d’un transducteur HIFU. La première étape consiste à générer des rats mâles adultes de neuropathiques diabétiques par injection de streptozotocine (STZ). La deuxième étape consiste à évaluer la neuropathie périphérique diabétique chez les rats rendus diabétiques par STZ par une sonde électronique de von Frey et une plaque chauffante. L’étape finale consiste à enregistrer en vivo extracellulaire potentiels d’action du nerf exposés à sonication HIFU. La méthode a montré ici peut-être bénéficier de l’étude des applications analgésique d’ultrasons.

L’étude in vivo a montré que, avec une dose HIFU de sonication de 3 s à une intensité de 2 810 W/cm2, les CMAPs ont été supprimées par 20 % du niveau de référence, mais ils ont été complètement récupérés après 30 min (Figure 2 a, diamants) et étaient presque constante dans la période de 28 jours (Figure 2 b, diamants). Pour l’exposition HIFU 5 s à la même intensité, les CMAPs a diminué à 65,4 % (9,5 %) du nive...

Cet ouvrage présente la méthodologie d’application haute échographie axés sur l’intensité pour bloquer les potentiels d’action des nerfs neuropathiques diabétiques.

Un outil à ultrasons pour la Conduction nerveuse bloquer dans les modèles de Rat diabétique

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

L'objectif général de cette technique échographique est de réaliser un blocage temporaire de la conduction nerveuse périphérique à l'aide d'un effet thermique produit par les ultrasons. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la gestion de la douleur, notamment l'obtention d'une analgésie dans la neuropathie périphérique diabétique. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait que l'exposition aux ultrasons sur le nerf cible est localisée et reproductible.Les implications de cette technique vont vers l'analgésie de la douleur neuropathique humaine, car le traitement par ultrasons est un processus long et très sûr. La démonstration de la procédure sera effectuée par Cheng Jung-Sung et Tan Joo-Shin, ainsi que par des assistants de recherche issus d'un laboratoire. Après avoir mis à jeun des rats mâles Sprague-Dawley ou SD et préparé la solution de STZ selon le protocole indiqué, utiliser une aiguille de calibre 26 ou 28 pour aspirer la solution de STZ à 50 milligrammes par kilogramme dans une seringue d'insuline ou tuberculinique d'un millilitre.Utilisez un tampon d'éthanol pour nettoyer le site d'injection sur les rats et injectez la solution de STZ dans l'abdomen de l'animal. Soixante-douze heures après l'injection, mesurez la concentration plasmatique de glucose à jeun de tous les rats injectés en utilisant un lancette pour piquer l'extrémité de la queue afin d'obtenir une petite goutte de sang. Déposez la goutte de sang sur une bandelette de test de glucose et insérez-la dans un glucomètre avant d'enregistrer les taux de glucose plasmatique à jeun.Pour habituer un rat diabétique induit par la streptozotocine (STZ), transférez-le dans une cage munie d'un plancher en treillis métallique de un centimètre de diamètre pendant 30 minutes. Ensuite, pour évaluer la réponse de retrait de la patte postérieure, utilisez une sonde électronique de Von Frey dotée d'une pointe rigide afin d'appliquer manuellement une pression sur la surface plantaire de la patte postérieure des rats, puis augmentez progressivement la pression jusqu'à l'apparition d'une réponse de retrait de la patte. Enregistrez la pression et attendez 30 secondes avant de répéter la mesure.Cinq semaines après l'injection de STZ, après anesthésie des rats et application d'une pincée sur la surface plantaire du pied selon le protocole décrit dans le texte, utilisez un tondeur électrique pour raser les poils de la cuisse et du bas du dos. Appliquez de l'iode liquide sur la peau au niveau du site chirurgical. Ensuite, utilisez un tampon imbibé d'alcool pour essuyer l'iode liquide.À l’aide d’un scalpel stérile, pratiquer une incision de la peau au niveau de la cuisse dorsale. Utiliser des ciseaux chirurgicaux pour écarter les tissus situés sous la peau et fixer la peau à l’aide de crochets cutanés. Avec les ciseaux, séparer soigneusement les muscles parallèlement au fémur jusqu’à ce que les fibres du nerf sciatique situées au milieu de la cuisse et intégrées aux muscles deviennent visibles.Utilisez soigneusement un crochet en verre pour séparer le nerf sciatique au niveau de la cuisse des tissus conjonctifs et des muscles environnants. Ensuite, afin de positionner le nerf sciatique dans la zone focale de l'ultrason focalisé de haute intensité, ou HIFU, à l'aide d'un fixateur de nerf sur mesure, utilisez un crochet en verre pour soulever délicatement le nerf et le placer dans la fente de la composante un du dispositif. Puis, vissez la composante deux à la composante un.Ensuite, utilisez la solution de Ringer pour remplir le puits central de la composante un destinée à la propagation ultrasonore et à la préservation du nerf. Vissez la composante trois sur le cône du logement HIFU. Puis, à travers les quatre pattes de la composante deux, accouplez la composante trois à la composante deux.Après avoir inséré une paire d'aiguilles d'acupuncture dans l'origine du nerf sciatique et une autre paire dans le muscle gastrocnémien, connectez chaque paire d'aiguilles au système d'acquisition électrophysiologique à l'aide d'un câble coaxial électrique. Réglez la fréquence d'échantillonnage et la bande passante du système d'acquisition électrophysiologique respectivement à 50 kilohertz et à 70 hertz trois kilohertz. Ensuite, à l'origine du nerf sciatique, appliquez un stimulus supramaximal avec une largeur d'impulsion de 0,1 milliseconde aux électrodes de stimulation.Dans le système d'acquisition d'électrophysiologie, enregistrez les potentiels d'action musculaires composés ou CMAP à partir des électrodes d'enregistrement et amplifiez les CMAP à l'aide de l'amplificateur intégré. Pour utiliser un transducteur HIFU commercial de 2,68 millihertz afin de supprimer les CMAP chez des rats présentant une neuropathie diabétique, immergez le cône sphérique, le transducteur HIFU et le couvercle du cône dans un réservoir rempli d'eau dégazée. Placez le transducteur HIFU dans le cône sphérique et utilisez six vis de fixation pour fixer le couvercle du cône à l'ouverture supérieure du cône sphérique.Après que les bulles présentes dans le cône sphérique se sont échappées naturellement en raison de leur faible densité par rapport à l’eau, utilisez un ruban transparent d’une épaisseur de 0,03 millimètre pour sceller l’ouverture à l’extrémité avant du cône. Vissez ensuite le composant trois sur le cône sphérique et retirez le transducteur HIFU muni du cône sphérique et du composant trois du réservoir d’eau dégazée. Insérez soigneusement le composant un dans l’espace situé entre le nerf et le muscle, puis positionnez le nerf dans l’entaille du composant un.Pour s'assurer que le nerf se trouve dans le foyer du HIFU comme indiqué précédemment, vissez le composant deux sur le composant un. Après avoir vissé le composant trois sur le cône du boîtier HIFU, à travers les quatre pattes du composant deux, accouplez le composant trois au composant deux et utilisez une solution de Ringer pour remplir le puits central du composant un afin de permettre la propagation ultrasonore et la préservation du nerf. Connectez un générateur de fonctions et un amplificateur de puissance radiofréquence.Connectez l'amplificateur de puissance au transducteur HIFU afin de générer le faisceau HIFU. Ensuite, réglez manuellement la tension de sortie du générateur de fonctions vers le transducteur HIFU à l'aide de l'amplificateur de puissance, et réglez un minuteur pour mesurer la durée d'exposition à l'HIFU. Éteignez manuellement le générateur de fonctions une fois la durée d'exposition à l'HIFU écoulée.Appliquez simultanément le stimulus via le système d'acquisition d'électrophysiologie et le faisceau HIFU via le système HIFU au nerf sciatique tout en enregistrant les PAMC. Augmentez progressivement l'exposition au HIFU sur le nerf sciatique, d'abord trois secondes, puis cinq secondes, puis huit secondes, jusqu'à l'observation d'une diminution ou d'une inhibition de l'amplitude des PAMC. Enregistrez les PAMC une fois par seconde pendant l'application du faisceau HIFU.Après avoir observé le changement d'amplitude des PAMC, éteignez le système HIFU et cliquez manuellement sur l'icône Enregistrer dans le logiciel d'acquisition électrophysiologique pour enregistrer les PAMC pendant deux heures. Après avoir retiré les composants du fixateur nerveux, suturé le site chirurgical du rat diabétique et laissé les rats se remettre, aux jours sept, 14 et 28 suivant la première sonication par HIFU, insérez les électrodes de stimulation et d'enregistrement chez les rats neuropathiques diabétiques anesthésiés comme précédemment et enregistrez des PAMC supplémentaires comme démontré plus tôt dans cette vidéo. L'étude in vivo présentée dans cette vidéo a montré qu'avec une dose d'ultrasons focalisés de haute intensité, ou HIFU, de trois secondes de sonication à une intensité de 2810 watts par centimètre carré, les PAMC étaient réduits de 20 pour cent par rapport à la ligne de base, mais qu'ils se sont complètement rétablis après 30 minutes.Pour l'exposition de cinq secondes aux ultrasons focalisés de haute intensité (HIFU) à la même intensité, les PAMC ont diminué à 65,4 pour cent de la valeur de base à quatre minutes et se sont récupérées à 73,7 pour cent de la valeur de base à 120 minutes. Les PAMC n'ont retrouvé les niveaux de base qu'au jour 14. Lorsque la durée de sonication par HIFU a été augmentée à 8 secondes à la même intensité, les PAMC ont été réduites à 26 pour cent de la valeur de base à quatre minutes, mais ont augmenté à 38 pour cent de la valeur de base à 120 minutes, puis ont progressivement augmenté jusqu'à atteindre 74 pour cent de la valeur de base au jour 28.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en une heure si elle est effectuée correctement. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de manipuler le nerf avec beaucoup de précaution. Après cette procédure, d'autres méthodes, comme la détection facile de marque, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, telles que l'interaction sensorielle périphérique.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la gestion de la douleur pour explorer une nouvelle modalité énergétique en vue d'atténuer la douleur dans la neuropathie périphérique. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment représenter graphiquement la conduction des nerfs neuropathiques diabétiques chez un modèle rat par échographie. N’oubliez pas que le travail avec l’amplificateur de puissance peut être extrêmement dangereux et que des précautions, telles que le port de gants de travail isolants, doivent toujours être prises lors de la réalisation de cette procédure.

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