Name: Une méthode pour tester leffet des cotes environnementales sur le comportement daccouplement dans Drosophila melanogaster (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Découvrez une méthode pour tester l'effet des signaux chimiques environnementaux sur les comportements de reproduction chez Drosophila melanogaster. Cette technique permet d'évaluer l'influence des odeurs de levure et des acides sur la fréquence d'accouplement.

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Nous remercions le Bloomington Drosophila Stock Center pour les stocks de mouches; C. Gahr, JT Alkema et S. van Hasselt pour leur tentative initiale de développer le dosage de l&#39;air sous pression; Jasper Bosman pour les conseils sur la culture de la levure; Et Rezza Azanchi et Joel Levine pour l&#39;origine du développement de la surveillance de la durée du comportement d&#39;accouplement de Drosophila . JA Gorter a été soutenu par une bourse de programme d&#39;études supérieures BCN / NWO de recherche en neurosciences. Ce travail a été soutenu en partie par l&#39;organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (NWO) (référence: 821.02.020) à JC Billeter.

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Les auteurs n&#39;ont aucun intérêt concurrentiel à divulguer.

Ce protocole décrit un dosage pour tester le comportement d&#39;accouplement sur 24 h tout en contrôlant en permanence les indices environnementaux qu&#39;un couple d&#39;accouplement a l&#39;hypothèse d&#39;utiliser pour déterminer la fréquence d&#39;accouplement. Il est possible d&#39;augmenter la fréquence d&#39;accouplement en réponse à l&#39;air de levure délivré par un système d&#39;air sous pression lorsque le milieu contient également de la levure ( figure 2B ). En outre, une réponse similaire e...

Les comportements reproductifs ont généralement des coûts énergétiques élevés, en particulier pour les femmes, qui produisent des gamètes plus grands que les mâles et doivent soigneusement choisir les conditions pour élever leur progéniture en développement. En raison du coût de l&#39;énergie, il n&#39;est pas surprenant que la reproduction soit liée aux conditions nutritionnelles. Cela est vrai dans la plupart des animaux, y compris les animaux, y compris les mammifères, dont la puberté peut être retardée par la malnutrition et dont le comportement sexuel peut être affecté négativement par la restriction alimentaire 1 . La reproduction de l&#39;organisme modèle génétique Drosophila melanogaster est également affectée par des conditions nutritionnelles. Le tribunal masculin à un niveau supérieur en présence de substances volatiles alimentaires 2 , et les femelles sont plus sexuellement réceptives en présence de levure, un nutriment majeur pour la production d&#39;œufs et la survie de la progéniture 3 , 4 , 5 . CeLa réponse reproductive reproductive évolutive aux aliments offre la possibilité d&#39;étudier des mécanismes qui relient la disponibilité alimentaire environnementale à la reproduction sexuelle dans un organisme génétiquement traitable et efficace dans le temps. En effet, le travail dans D. melanogaster a impliqué la voie de l&#39;insuline comme un régulateur important de la connexion entre la nourriture et le comportement d&#39;accouplement 6 . Il a également montré que l&#39;acte d&#39;accouplement change la préférence alimentaire des femelles ainsi que les neurones chimiosensibles associés 7 , 8 , 9 . Il est clair que les indices alimentaires affectent les comportements reproductifs chez D. melanogaster . Ces effets semblent affecter principalement les femmes, en particulier celles qui ont déjà accouplé 5 . Cependant, pour tester ces effets aigus des conditions environnementales, le dosage classiquement utilisé pour le comportement d&#39;accouplement féminin pourraitNe pas être très approprié en raison des longues interruptions entre les épisodes d&#39;accouplement. Dans l&#39;essai de remix classique, une femelle vierge s&#39;accouple avec un homme et est immédiatement isolée et présente un nouveau mâle de 24 à 48 h plus tard. Cet essai classique a été utilisé avec beaucoup de succès pour identifier les composants de l&#39;éjaculation masculin qui modifient le comportement féminin et la réponse féminine 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . L&#39;essai d&#39;accouplement continu démontré ici, est donc un ajout aux essais d&#39;accouplement classiques qui peuvent être utilisés pour étudier l&#39;effet aigu des conditions environnementales sur les comportements reproductifs. En utilisant l&#39;analyse continue du comportement d&#39;accouplement qui est expliqué ici, nous avons précédemment montré qu&#39;une paire de mouches exposées à la levure remettait sChaque fois sur une période d&#39;observation de 24 h 5 , 19 , 20 , 21 , alors que les mouches ne sont pas exposées à la nourriture ne seront remises qu&#39;une fois 5 . Cette découverte peut être troublante à la lumière d&#39;une grande partie de la littérature de D. melanogaster indiquant que les femelles ne se remèment pas pendant plusieurs jours après un accouplement initial (examiné dans les références 10 , 11 ). Cependant, cette divergence s&#39;explique facilement par des conditions de dosage, où une femme est isolée pendant un à plusieurs jours avant qu&#39;une nouvelle opportunité d&#39;accouplement ne soit fournie. Si la paire ne s&#39;accroche pas dans cette période d&#39;observation d&#39;une heure, la femelle est caractérisée comme non réceptive. En outre, la fréquence d&#39;accouplement élevée ne devrait pas être surprenante étant donné que les données provenant de mouches sauvages montrent que les femelles contiennent des spermatozoïdes de 4 à 6 mâles dans leurs organes de stockage; Donc dansDisant que les femelles se remètent naturellement à plusieurs reprises 22 , 23 . Ici, nous démontrons l&#39;utilisation de cet essai d&#39;accouplement continu pour décrire comment les mouches se rassemblent et combinent des informations sur les conditions environnementales pour moduler la fréquence d&#39;accouplement. Ce test permet de tester un nombre relativement élevé de couples d&#39;accouplement pour des études génétiques et de tester l&#39;influence de signaux environnementaux volatiles et non volatiles. Le dosage fonctionne généralement pendant 24 h, mais peut être prolongé jusqu&#39;à 48 h, ce qui permet de tester les signaux environnementaux cycliques tels que le cycle lumière-sombre (LD). Nous démontrons ce dosage en testant l&#39;influence des indices volatiles d&#39;une culture de levure dans un système d&#39;air sous pression en combinaison avec la disponibilité de nutriments de levure non volatiles dans le substrat alimentaire. Le système d&#39;air sous pression pompe continuellement des signaux volatiles dans une arène d&#39;accouplement qui contientUn substrat alimentaire et un couple de test (dont le comportement d&#39;accouplement est surveillé). Pour déterminer davantage les spécificités par lesquelles la levure influence l&#39;accouplement, nous testons un composé volatil majeur de levure, à savoir l&#39;acide acétique 24 , en combinaison avec une teneur en acides aminés qui correspond à celle de la levure dans le substrat alimentaire, sous forme de peptone (amino Acides dérivés de la digestion enzymatique des protéines animales). Ensemble, ces expériences démontrent comment l&#39;effet des indices environnementaux sur le comportement d&#39;accouplement de D. melanogaster peut être testé avec ce dosage.

<table><tbody><tr><td>Cabinet</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Armoire de cuisine en acier inoxydable</td><td>Horecaworld</td><td>7412.0105</td><td></td></tr><tr><td>LED blanches</td><td>Lucky Light</td><td>ll-583wc2c-001</td><td>Blanc froid, 20 mAmp et 2 V</td></tr><tr><td>LED rouges</td><td>Lucky Ligt</td><td>ll-583vc2c-v1-4da</td><td>Longueur d’onde entre 625 nm, 20 mAmp et 6 V</td></tr><tr><td>Résistance</td><td>Royal Ohm</td><td>CFR0W4J0561A50</td><td>560 ohms, 0,25 W, 250 V et tolérance de 5 %</td></tr><tr><td>Application de posemètre pour smartphone</td><td>Patrick Giudicelli</td><td></td><td>Light/Lux Meter FREE, version 1.1.1</td></tr><tr><td>Minuterie d’alimentation</td><td>Alecto</td><td>TS-121</td><td></td></tr><tr><td>Supports métalliques Angle</td><td></td><td></td><td>aigu 5 x 5 mm, 2 x 5450 et 1 x 1100 mm de long</td></tr><tr><td>Plaque</td><td></td><td></td> en verre dépoli <td>1190 x 545 x 5 mm</td></tr><tr><td>Papier filtre feuilles</td><td>Filtres LEE</td><td>220</td><td>White frost</td></tr><tr><td>Petit ventilateur</td><td>Nanoxia Silence profond</td><td>4260285292828</td><td>80 mm Ventilateur PC ultra-silencieux, 1200 tr/min</td></tr><tr><td>Grand ventilateur</td><td>Nanoxia Silence profond</td><td>4260285292910</td><td>120 mm Ventilateur PC ultra-silencieux, 650-1500 tr/min</td></tr><tr><td>Caméra webcam</td><td>Logitech</td><td>950270</td><td>B910 HD WEBCAM OEM, Angle : 78 degrés, résolution : 5 millions de pixels&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Logiciel de caméra</td><td>DeskShare</td><td></td><td>Moniteur de sécurité pro</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Élevage de mouches</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bouteilles d’élevage de mouches</td><td>Flystuff</td><td>32-130</td><td>6oz Stock de drosophile bouteille</td></tr><tr><td>Flypad</td><td>Flystuff</td><td>59-114</td><td></td></tr><tr><td>Mouches</td><td></td><td></td> sauvages <td>Canton-S</td></tr><tr><td>Flacons d’élevage de mouches Dominique</td><td>Dutscher</td><td>789008</td><td>Tubes de drosophile étroit 25x95 mm</td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>Sanyo</td><td>MIR-154</td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante magnétique</td><td>Heidolph</td><td>505-20000-00</td><td>MR Hei-Standard</td></tr><tr><td>Agar Caldic</td><td> Ingrédients B.V.</td><td>010001.26.0</td><td></td></tr><tr><td>Gézon de glucose</td><td>& wel</td><td>1019155</td><td>Dextrose/Druivensuiker</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Van Gilse</td><td></td><td>Sucre cristallisé</td></tr><tr><td>Semoule de maïs</td><td>Flystuff</td><td>62-100</td><td></td></tr><tr><td>Germe de blé</td><td>Gezond& wel</td><td>1017683</td><td></td></tr><tr><td>Farine de soja</td><td>Flystuff</td><td>62-115</td><td></td></tr><tr><td>Mélasse</td><td>Flystuff</td><td>62-117</td><td></td></tr><tr><td>Levure sèche active</td><td>Red Star</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Flystuff</td><td>20-258</td><td>100 %</td></tr><tr><td>Peptone (bacto)</td><td>BD</td><td>211677</td><td></td></tr><tr><td>Acide acétique</td><td>Merck</td><td>1000631000</td><td>Glacial, 100 % </td></tr><tr><td>Petit pétride</td><td>Greiner bio-one</td><td>627102</td><td>35 x 10 mm avec</td></tr><tr><td>évents Film de paraffine</td><td>Bemis NA</td><td></td><td>Parafilm</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Yeast and pressure air set-up</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Big pétride</td><td>Gosselin</td><td>BP140-01</td><td>140 x 20,6 mm</td></tr><tr><td>Eau ultrapure</td><td>Millipore corporation</td><td></td><td>MiliQ</td></tr><tr><td>Extrait de levure</td><td>BD</td><td>212750</td><td></td></tr><tr><td>Agar (pur)</td><td>BD</td><td>214530</td><td>bacto</td></tr><tr><td>Glucose (0(+)-glucose monohydraté)&nbsp ;</td><td>Merck</td><td>18270000004</td><td></td></tr><tr><td>Open caps</td><td>Schott</td><td>29 240 28&nbsp ;</td><td>GL45</td></tr><tr><td>Septum en silicone</td><td>VWR</td><td>548-0662</td><td></td></tr><tr><td>Raccords de cloison cannelés</td><td>Nalgene</td><td>6149-0002</td><td></td></tr><tr><td>Grand tube en</td><td></td><td></td> PVC <td>Diamètre : extérieur 1,2 cm et intérieur 0,9 cm</td></tr><tr><td>Petits diamètres du</td><td></td><td></td> tube en PVC <td>: extérieur 0,8 cm et intérieur 0,5 cm</td></tr><tr><td>Tube de 15 ml</td><td></td> Falcon <td></td><td></td></tr><tr><td>Pompe d’aquarium</td><td>Sera precision</td><td></td><td>Sera air 110 plus, AC 220-240 V, 50/60 Hz, 3 W et pression >100 mbar</td></tr><tr><td>Charbon actif</td><td>Superfish</td><td>A8040400</td><td>Charbon actif Norit</td></tr><tr><td>Unité de filtration jetable</td><td>Whatman</td><td>10462100</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes sérologiques</td><td>VWR</td><td>612-1600</td><td></td></tr><tr><td>Seringue</td><td>BD Plastipak</td><td>300013</td><td></td></tr><tr><td>Colle chaude</td><td>Pattex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtre à seringue</td><td>Whatman</td><td></td><td>FP 30/taille des pores 0,45 mm CA-S</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Analysis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Statistics software</td><td>R</td><td></td><td>lme4 package</td></tr></tbody></table>

une méthode pour tester l&#39;effet des cotes environnementales sur le comportement d&#39;accouplement dans<em&gt; drosophila melanogaster</em

A Method to Test the Effect of Environmental Cues on Mating Behavior in Drosophila melanogaster

Le comportement sexuel d&#39;un individu est influencé par le génotype, l&#39;expérience et les conditions environnementales. La façon dont ces facteurs interagissent pour moduler les comportements sexuels reste mal comprise. Dans Drosophila melanogaster , les indices environnementaux, tels que la disponibilité alimentaire, affectent l&#39;activité d&#39;accouplement, offrant un système de traçabilité permettant d&#39;étudier les mécanismes qui modulent les comportements sexuels. Dans D. melanogaster , les signaux environnementaux sont souvent détectés via les systèmes gustatifs chemosensoriels et olfactifs. Ici, nous présentons une méthode pour tester l&#39;effet des indices chimiques environnementaux sur le comportement d&#39;accouplement. Le dosage consiste en une petite arène d&#39;accouplement contenant du milieu alimentaire et un couple d&#39;accouplement. La fréquence d&#39;accouplement pour chaque couple est surveillée en permanence pendant 24 h. Nous présentons ici l&#39;applicabilité de ce dosage pour tester les composés environnementaux à partir d&#39;une source externe à travers un système d&#39;air sous pression ainsi que la manipulation des composants environnementaux directement dans l&#39;arène d&#39;accouplement. VousLa présence d&#39;un système d&#39;air sous pression est particulièrement utile pour tester l&#39;effet de composés très volatils, tout en manipulant des composants directement dans l&#39;arène d&#39;accouplement peut être utile pour déterminer la présence d&#39;un composé. Ce dosage peut être adapté pour répondre aux questions sur l&#39;influence des indices génétiques et environnementaux sur le comportement d&#39;accouplement et la fécondité ainsi que sur d&#39;autres comportements reproducteurs masculins et féminins.

L&#39;utilisation de cet essai continu, le comportement d&#39;accouplement et la fréquence d&#39;accouplement en particulier peuvent être déterminés dans des conditions environnementales expérimentales. Pour contrôler les conditions environnementales, nous avons transformé une armoire de cuisine en acier inoxydable en une zone d&#39;essai, avec sa propre source de lumière et sa diffusion, ce qui garantit une grande quantité de lumière et une quantité minimale d&#39;éblouissement du somme...

Nous démontrons un dosage pour analyser les indices environnementaux et génétiques qui influent sur le comportement d&#39;accouplement dans la mouche des fruits Drosophila melanogaster .

Une méthode pour tester l&#39;effet des cotes environnementales sur le comportement d&#39;accouplement dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

An individual's sexual drive is influenced by genotype, experience and environmental conditions. How these factors interact to modulate sexual behaviors ...

L'objectif général de ce test comportemental est de quantifier l'effet des files d'attente environnementales sur les comportements reproducteurs, tels que la parade nuptiale et l'accouplement. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie comportementale et de la neurogénétique, telles que l'inférence des facteurs génétiques et environnementaux sur les comportements reproducteurs et les mécanismes qui modulent ces comportements.Cette technique offre une rapidité et une flexibilité accrues pour tester un large éventail de facteurs environnementaux influant sur la reproduction, et ce avec un très grand nombre de réplicats. La procédure sera démontrée par Jenke Gorter, un étudiant diplômé de mon laboratoire.Commencez l'expérience en préparant un litre de milieu riche pour mouches. Versez un litre d'eau du robinet dans un bécher en verre de deux litres contenant un barreau aimanté. Placez ensuite le bécher sur une plaque chauffante magnétique.Ne pas agiter et augmenter la température jusqu'à 300 degrés Celsius, jusqu'à atteindre la température d'ébullition. Mettre en marche l'agitation à 500 tr/min et ajouter les ingrédients à l'eau bouillante. Attendre que la levure mousse vigoureusement.Abaissez ensuite la température du chauffe-ballon à 120 degrés Celsius. Après 10 minutes, réduisez la température du chauffe-ballon à 30 degrés Celsius. Laissez le mélange tourner en agitant jusqu'à ce qu'il refroidisse à 48 degrés Celsius.Surveillez la température en insérant un thermomètre directement dans l'aliment. Dissolvez deux grammes de Tegosept dans 10 millilitres d'éthanol à 96 %. Mélangez la solution et cinq millilitres d'acide propionique un molaire dans le bécher.Agiter pendant trois minutes. Chauffer une aiguille au rouge dans un bec Bunsen. Percer un trou de 0,3 centimètre de diamètre sur le côté supérieur d'une boîte de Pétri en plastique de 3,5 centimètres sur 1,0 centimètre.Lors de la préparation du milieu alimentaire contenant des composés odorants, pipetez d'abord 30 microlitres du composé souhaité dans la boîte pour la moitié des boîtes expérimentales. Laissez l'autre moitié des boîtes vides pour comparaison. À l'aide d'une pipette serologique de cinq millilitres, versez trois millilitres de milieu alimentaire afin de recouvrir le fond de la boîte.Couvrez-le avec un torchon en mousseline pour éviter toute contamination et laissez le milieu durcir pendant une heure à température ambiante. Ensuite, placez un couvercle sur les boîtes et scellez les couvercles avec du ruban adhésif sur deux côtés. Préparez de petits bouchons en film parafilm en roulant des morceaux de film parafilm en rouleaux d'une épaisseur de zéro virgule deux centimètre.Ensuite, les couper en segments de zéro virgule cinq centimètre. Percer deux petits trous dans le septum afin d'insérer fermement des raccords barbelés étanches. Équiper des bouchons de bouteille de quatre virgule cinq centimètres de diamètre avec un septum en silicone d'une épaisseur de zéro virgule trois deux centimètre.Reliez le petit tube en PVC aux deux sorties qui sortent de la bouteille et à une seule des entrées qui pénètrent dans la bouteille. Ensuite, reliez un tube en verre à la sortie de chaque bouteille de culture YPD, en utilisant un petit tube. Remplissez le tube avec de la fibre de verre.Puis stérilisez-le à l'autoclave avant utilisation. Enveloppez les bouchons ajustés et les tubes dans du papier d'aluminium. Puis stérilisez-les à l'autoclave pendant 25 minutes à 120 degrés Celsius et à une pression de un bar.Plongez une pointe de pipette stérile de 100 microlitres dans l'une des colonies de levure provenant de la boîte de gélose YPD et déposez-la dans la bouteille de milieu liquide YPD stérilisé par autoclavage. Bouchonnez cette bouteille de milieu liquide YPD ensemencée avec des levures, ainsi qu'une bouteille témoin de milieu YPD sans levure, à l'aide de bouchons stérilisés par autoclavage, fixés dans une sortie. Pour éviter toute contamination du milieu YPD par des micro-organismes, reliez un petit tube à un filtre stérile pour seringue de 0,45 micromètre, en utilisant un raccord plastique à emboîtement pour tube, orienté vers le filtre.Et un raccord fileté en plastique à passage étanche sortant du filtre. Ensuite, fixez le tube à l'entrée de la bouteille de culture YPD. Placez les bouteilles sur des plaques magnétiques séparées.Et agiter la solution à 100 tr/min, à température ambiante, pendant 24 heures avant le début de l'expérience. Relier les entrées des deux bouteilles à un tube raccordé à de l'air comprimé. Veiller à relier la sortie de la bouteille contenant la levure expérimentale à un tube permettant d'évacuer l'odeur de la levure hors de la pièce expérimentale, afin d'éviter toute interférence avec l'expérience.Relier un tube en PVC au côté de sortie du tube en verre, et diriger celui-ci vers les trous inférieurs de la boîte expérimentale. À l’aide d’un raccord en T dont le diamètre extérieur est supérieur ou égal à 0,5 cm, ainsi que de courtes sections de petit tube en PVC, relier deux pipettes sérologiques à chacune des deux sorties situées de chaque côté. Fixer les pipettes à plat sur la feuille de papier blanc située sous les caméras, à l’intérieur de la boîte en acier.Utilisez une pipette buccale pour placer une femelle expérimentale dans une petite boîte de Pétri à ZT six. Laissez la mouche s'acclimater à l'arène d'accouplement pendant une heure. Après une heure, à ZT sept, transférez un mâle de type sauvage dans la boîte de Pétri.Et cliquez sur Démarrer la surveillance pendant 24 heures. Pour l'expérience avec la pompe à air, placez la boîte de telle manière qu'une sortie de pipette soit reliée au trou d'entrée de l'arène d'accouplement. Pour analyser le comportement d'accouplement du couple, sélectionnez toutes les images ouvertes dans un logiciel de visualisation d'images.Et parcourez-les dans l'ordre chronologique. Notez la date, le numéro d'expérience, le numéro de boîte et l'heure de début dans une feuille de calcul, sur la même ligne. Prenez l'heure de début de chaque arène à partir du moment où elle est placée sous la caméra Web.Enregistrez l'horodatage provenant des images. Indiquez l'heure de début de chaque accouplement sur la même ligne dans le tableau. Comptez un accouplement comme un événement lorsque le mâle a grimpé sur la femelle et que le couple reste modérément immobile et dans la même posture pendant au moins cinq images consécutives.L'analyse de l'air contenant des levures, séparé du milieu alimentaire, montre qu'un couple en cours d'accouplement ne réagit pas aux odeurs de levure lorsqu'il n'y a pas de levure présente dans le milieu alimentaire. En revanche, ils augmentent leur fréquence d'accouplement dans l'air contenant des levures lorsque celles-ci sont également ajoutées au milieu alimentaire. La réceptivité femelle augmente en présence d'acide acétique.Mais uniquement lorsque la peptone est présente dans le milieu, ce qui démontre que les mouches doivent détecter simultanément les acides aminés et l'acide acétique pour augmenter leur fréquence d'accouplement. Une fois maîtrisée, cette technique peut être mise en place en six heures. Et l'analyse du comportement peut être réalisée en cinq heures, si elle est effectuée correctement.

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Comportement

Drosophila melanogaster est un système modèle génétiquement et comportemental souple qui a été utilisée pour comprendre la base moléculaire et cellulaire de nombreux processus biologiques importants pour plus d'un siècle 1. Drosophile a été bien exploitée afin de mieux comprendre la base génétique du comportement à la mouche.

Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

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Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l'effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

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Expérimentation<em&gt; Drosophila</em&gt; Olfaction avec un dosage labyrinthe en Y

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Les perturbateurs chimiques endocriniens (CED) représentent un grave problème pour les organismes et pour les milieux naturels. Drosophila melanogaster représente un modèle idéal pour étudier les effets d'EDC in vivo. Ici, nous présentons des méthodes pour étudier la perturbation endocrinienne dans Drosophila, traitant des effets d'EDC sur la fécondité, la fertilité, le moment développemental, et la durée de vie de la mouche.

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