Name: À long terme dimagerie en direct de drosophile Disc Eye (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Découvrez l'imagerie en direct de disques imaginaux de Drosophila sur 10 heures pour étudier la différenciation des photorécepteurs et la rotation ommatidiale. Cette méthode permet d'observer les processus cellulaires en temps réel sans équipement coûteux.

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Nous sommes reconnaissants à Chun-lan Hsu et Yang Yu-Chi pour la préparation de la nourriture à la mouche et le maintien des stocks de mouche, et Su-Ping Lee et Core Imaging IMB pour leur aide à la microscopie confocale. Cette étude a été soutenue par des subventions à YHS (NSC 101-2321-B-001 -004, NSC 100-2321-B-001 -012, NSC 102-2321-B-001 -002, PLUS 103-2311-B-001 -035 -MY3) du Conseil national de la science et le Ministère de la science et de la technologie de la République de Chine.

1. Configuration pré-expérimentale <ol><li> Recueillir un oeuf de mouche qui exprime la protéine fluorescente verte nucléaire (GFP) sous mδ0.5-Gal4 et de la culture à 25 ° C pendant 5 jours. </li><li> Four à micro 0,7 g d&#39;agarose bas point de fusion dans 10 ml de solution saline tamponnée au phosphate 1x (PBS) jusqu&#39;à ce que l&#39;agarose soit complètement dissous. Maintenir le gel 0,7% bas point de fusion dans un incubateur à 37 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Stériliser tous les équipements, y compris des pinces, des ciseaux, 42 mm x 0,17 mm lamelles, une plaque de verre 9 spot de puits, et une chambre de culture magnétique, éthanol à 70% pendant plus de 12 h. </li><li> Préparer le milieu de culture 3: milieu Drosophila de Schneider additionné de 2% de sérum bovin fœtal (FBS), 0,5% de pénicilline-streptomycine, et 1,25 mg / ml d&#39; insuline. Pour éviter toute contamination, préparer le milieu dans une hotte de culture cellulaire. Conserver le milieu de culture préparé à 4 ° C et utilisé dans un mois. </li><li> Nettoyer la plate-forme de dissection et l&#39;expérimentateur »s mains avec 70% d&#39;éthanol avant de commencer la dissection. </li></ol> 2. Disque Dissection <ol><li> Sécher à l&#39;air tout l&#39;équipement de 70% d&#39;éthanol. </li><li> Sélectionnez une larve du troisième stade larvaire d&#39;un flacon de mouche. Pour éviter toute contamination du flacon de mouche, laver la larve dans PBS 1x 3x pour éliminer les déchets. </li><li> Disséquer la larve nettoyé dans 1 ml de milieu de culture (à température ambiante) dans la plaque de verre 9 place puits sous un microscope à dissection. </li><li> Saisir la larve avec une paire de pinces à environ un tiers de la distance entre l&#39;extrémité postérieure et une autre pince à crochet de la bouche. Tirer les deux pinces en sens inverse pour libérer les tissus internes. <ol><li> Retirer les glandes salivaires, la graisse corporelle, et cuticule du complexe oeil-cerveau attaché à l&#39;hameçon de la bouche. Si le cordon nerveux ventral est encore attaché, couper avec des ciseaux. </li></ol></li><li> Utiliser une paire de pinces pour saisir le crochet de la bouche et une paire de pinces pour enlever un morceau de tissu qui connects les cerveaux et les disques d&#39;oeil dans la partie dorsale. NOTE: Si ce tissu n&#39;est pas supprimé, les deux disques de l&#39;œil-antennaire seront proches les uns des autres et le cerveau. Les disques oculaires seront alors pas à plat sur la lamelle parce que ce tissu, le cerveau, et le disque des yeux-antennaire formeront un triangle. </li><li> Tourner l&#39;ensemble du complexe à une position ventrale vers le haut. Retirez le fil qui relie le crochet ou d&#39;un disque au cerveau. NOTE: Si le filament est pas retiré, le disque des yeux-antennaire sera divisé en deux pièces lorsqu&#39;on enlève le crochet de la bouche. <ol><li> Retirez le crochet de la bouche. Prenez soin de ne pas endommager le disque oculaire au cours du processus. REMARQUE: Le disque de l&#39;oeil est maintenant libre dans le milieu et seulement relié au cerveau par la tige optique. </li></ol></li></ol> 3. Montage <ol><li> Sécher à l&#39;air et à assembler les composants de la chambre avec une 42 mm x 0,17 mm lamelle. Attacher une double couche de joints toriques par rapport au centre de la lamelle couvre-objet pour tenir the agarose. </li><li> Monter la chambre avec lamelle. Mettez 42 mm x 0,17 mm sur l&#39;accepteur lamelle de scène. Placer le joint torique silicium sur la lamelle. Placez la base. Verrouiller le casier d&#39;étanchéité et placer le couvercle (figure 1). </li><li> Transférer délicatement le complexe oeil-cerveau disséqué au centre de joint torique en utilisant une micropipette 20 pi avec une pointe 10-200 ul. </li><li> Éliminer la majeure partie du milieu et ajouter 12 ul de 0,7% d&#39; agarose bas point de fusion (à 37 ° C) à l&#39;échantillon. NOTE: La position du disque oculaire peut être modifié avec une pince avant la solidification de l&#39;agarose. L&#39;agarose se solidifie en 5 minutes. <ol><li> Ajouter 1 mL de milieu de culture à température ambiante au centre du joint torique; chaque joint torique peut charger jusqu&#39;à 4 échantillons. Assurez-vous que l&#39;agarose est collée sur le joint torique afin d&#39;éviter la dérive de l&#39;échantillon. REMARQUE: Pas d&#39;aération ou la circulation du milieu est nécessaire. </li></ol></li></ol>4. Microscopie confocale <ol><li> Placer la chambre sur la platine d&#39;un microscope confocal inversé pendant 30 minutes pour équilibrer la température. Cela peut empêcher la dérive de l&#39;axe Z lors de l&#39;imagerie. </li><li> Avant l&#39;imagerie en direct à long terme, vérifier si le tissu est intact par microscopie de contraste d&#39;interférence différentielle. </li><li> Pour éviter la phototoxicité, utilisez une puissance laser en dessous de 2 mW. Utilisez un objectif 40x pour l&#39;imagerie. </li><li> Acquérir 62 um images Z-stack à 12 min à un intervalle optique de 1 um. Acquérir 40 cycles de balayages sur un total de 10 h. Assurez-vous que chaque cycle contient 12 min de l&#39;imagerie et 3 min de repos. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont pas d&#39;intérêts financiers concurrents.

Dans cette étude, nous fournissons un protocole détaillé pour une expérience d&#39;imagerie en direct à long terme sur les disques imaginaux drosophile. Nous avons passé beaucoup de temps à pratiquer la dissection minutieuse pour éviter d&#39;endommager le disque et pour permettre la fixation du disque à proximité des lamelles. Nous avons essayé de Poly-L-Lysine (PLL) et d&#39;agarose à bas point de fusion pour maintenir le tissu; à la fin, l&#39;agarose à bas point de fusion a montré une meilleure capacité de maintien du tissu. Bien que seul le disque de l&#39;oeil a été utilisé dans le présent document pour démontrer la présence normale de la différenciation des photorécepteurs et rotation ommatidial pendant la période de formation d&#39;image en direct 10 h, cette méthode peut également être appliquée à au moins un autre disque, le disque de l&#39;aile, tel que démontré dans un étude 3 précédente. De plus, la préparation du milieu de culture et la configuration de l&#39;imagerie en direct sont simples et ne nécessitent pas l&#39;aération ou la circulation moyenne. imagerie en temps réel continu peut fournir une séquence temporelle précise de veille biologiquents. Dans notre précédent rapport de la différenciation gliale et de la migration dans le disque des yeux, nous avons fourni une preuve directe que glie emballage différencier de la glie existante après la migration vers la partie antérieure du disque des yeux 3. À long terme la culture ex vivo permet le marquage spécifique activé par laser des cellules, telles que la photo-conversion de la protéine fluorescente KAEDE, de suivre leurs comportements 3. Il peut également accueillir les essais de produits chimiques qui sont ajoutés directement au milieu de culture; Ainsi, il peut être utilisé comme une plate-forme de criblage de médicaments. Depuis un processus dynamique se produit en quelques minutes ou secondes, haute résolution temporelle est nécessaire. Pour améliorer la résolution temporelle, la microscopie nappe de lumière 15, 16 ou d&#39;un disque tournant au microscope 17 peut être une bonne option. La condition de la culture actuelle n&#39;est pas parfait. Il ne supporte pas la croissance du disque. p Cellroliferation est uniquement supporté pour un maximum de 12 h 3. Après 12 h de culture ex vivo, le taux de différenciation des photorécepteurs commence à diminuer 3. Cela peut être dû à l&#39;absence de certains nutriments ou des hormones. Étant donné que la différence majeure dans ce milieu de culture est la forte concentration de l&#39;insuline, l&#39;insuline de mammifère peut être partiellement mimer la fonction des peptides analogues à l&#39;insuline endogène. L&#39;addition de mouche extrait, le sucre dans le sang des insectes trehalose, et diverses concentrations de l&#39;hormone de mue 20-hydroxyecdysone, étaient pas bénéfique 3. Cependant, la période de culture 12-18 h est suffisante pour étudier de nombreux processus de développement. Méthodes alternatives de culture pour la culture de disques imaginales larves ont été comparés 3, et notre condition de culture et de l&#39; imagerie fournit la fenêtre de temps la plus longue et la clarté pour l&#39; imagerie en direct. Bien que les disques dans les larves vivantes et pupes peuvent être directement imagés18, 19, 20, 21, 22, la résolution et la fenêtre de temps pour les observations sont limitées. Des larves et des pupes disques tardifs peuvent être cultivés pendant longtemps 23, 24, mais les disques subissent morphogenèse importants. Pour tirer parti des disques plats, des larves 2D, notre procédé de culture et d&#39;imagerie est la meilleure solution à ce jour.

Les disques imaginales larves de drosophile ont été un système expérimental privilégié pour l&#39;étude d&#39;une grande variété de mécanismes biologiques. Ces disques invaginent de l&#39;épithélium embryonnaire et deviennent des structures de type sac constituées par deux couches epitheliales, Peripodial Epithelium (PE) et du disque approprié (DP) 1, 2. Les cellules du disque imaginal prolifèrent et se différencient progressivement au cours des stades larvaires et de pupe et finissent par développer dans les structures du corps adulte. En raison de la structure à deux couches plate et simple des disques imaginales, ils sont faciles à observer quand disséqué des larves. Cependant, en dépit de plusieurs efforts déployés par de nombreux groupes, les méthodes actuelles de la culture à long terme des disques imaginaux ne sont pas satisfaisants. Nous avons récemment mis au point une méthode de culture qui peut soutenir le développement normal de plusieurs disques imaginales jusqu&#39;à 18 h et qui permet l&#39; imagerie en direct 3 </sup&gt;. La méthode de culture peut soutenir la différenciation cellulaire et la migration, mais il peut prendre en charge la prolifération cellulaire seulement 7-12 h et ne peut soutenir la croissance du disque. La principale différence dans le milieu de culture est la forte concentration de l&#39; insuline 3. La méthode est simple, et pas d&#39;aération spéciale ou la circulation moyenne est nécessaire. L&#39;un des disques imaginaux mieux étudiés est le disque de l&#39;oeil-antennaire. L&#39;œil drosophile est construit d&#39;environ 800 ommatidia. Chaque ommatidium comprend huit cellules photoréceptrices (R1-R8). Dans le disque de l&#39; oeil larvaire, les cellules photoréceptrices différencient suivant le passage du morphogénétique sillon (MF), qui balaye le disque de l&#39; oeil d&#39;arrière en avant 4, 5. Les photorécepteurs dans un ommatidium se différencient en séquence, en commençant par R8, suivie par R2 / R5, R3 / R4, R1 / R6, R7 et 6. Le ommatidia dans la dorsale et ventral moitiés du disque de l&#39; oeil soumis à une rotation de 90 ° dans des directions opposées, entraînant une chiralité opposée 7, 8. Le processus de rotation se produit en deux étapes: d&#39;abord, une rotation de 45 ° et commence à se termine à la sixième rangée de ommatidia derrière le MF; la deuxième rotation de 45 ° est terminée à environ 16 ligne 9, 10. Cette étude a utilisé la rotation ommatidial, marquée par la mδ0.5-ana 4 11 spécifiques à 4 R3 /, pour démontrer la différenciation cellulaire normale et la dynamique qui peut être observée à travers cette méthode pour la culture et l&#39; image en direct le disque des yeux.

<table><tbody><tr><td>Agarose à bas point de fusion</td><td>AMRESCO&nbsp ;</td><td>0815-25G</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate (PBS)</td><td>AMRESCO</td><td>0780-2PK</td><td></td></tr><tr><td>Lamelles de protection de 42 mm x 0,17 mm&nbsp ;</td><td>PST</td><td>G401-42</td><td></td></tr><tr><td>Schneider' s Drosophila medium&nbsp ;</td><td>Thermo</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal de veau (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F9665</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine&nbsp ;</td><td>GIBCO</td><td>759</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma</td><td>I9278</td><td></td></tr><tr><td>Chambre de culture&nbsp ;</td><td>PECON</td><td></td><td>POC-R2 Cell Cultivation System</td></tr><tr><td>40X objectif</td><td></td><td></td><td>C-Apochromat 40X/1.2W Objectif Korr&nbsp ;</td></tr><tr><td>Souche de mouche : nls. GFP</td><td>Bloominggton</td><td>4775</td><td></td></tr></tbody></table>

À long terme d&#39;imagerie en direct de<em&gt; drosophile</em&gt; disc eye

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

imagerie en temps réel permet de suivre en permanence les processus cellulaires et de développement dynamiques en temps réel. Drosophile disques imaginales larves ont été utilisés pour étudier de nombreux processus biologiques, tels que la prolifération cellulaire, la différenciation, la croissance, la migration, l&#39; apoptose, la concurrence, la signalisation cellule-cellule et la formation limite compartimentée. Cependant, les méthodes de culture ex vivo à long terme et de l&#39; imagerie en direct des disques imaginaux ne sont pas satisfaisants, en dépit de nombreux efforts. Récemment, nous avons mis au point une méthode pour la culture ex vivo à long terme et de l&#39; imagerie en direct des disques imaginaux jusqu&#39;à 18 h. En plus d&#39;utiliser une forte concentration d&#39;insuline dans le milieu de culture, un agarose à bas point de fusion a également été utilisé pour incorporer le disque pour l&#39;empêcher de la dérive au cours de la période de formation d&#39;image. Ce rapport utilise les disques eye-antennaire comme exemple. Photorécepteur R3 / expression mδ0.5-GA4 4-spécifique a été suivi pour démontrer que photorécepteur différenciation et la rotation ommatidial peuvent être observées au cours d&#39;une période de formation d&#39;image en direct 10 h. Ceci est un protocole détaillé décrivant cette méthode simple.

<html> Dans cet exemple, les photorécepteurs R3 / R4 ont été marquées avec mδ0.5-GA4 pour contrôler la différenciation des photorécepteurs. mδ0.5-GA4 entraîne une forte expression dans R4 et R3 expression plus faible dans 11, ce qui en fait un excellent marqueur pour R3 et R4, ainsi que pour le processus de rotation ommatidial. Dans Film 1, R3 et R4 ont été marquées avec la GFP. Au début de la 10 h session live-imagerie, il y avait 8 rangées de grappes ommatidial (figure 2A et film 1) et 14 rangées de grappes ommatidial à la fin (figure 2B). Le taux de différenciation ommatidial était de 1,67 h par ligne, ce qui est proche du taux de 1,5 à 2 h / ligne de disques in vivo 7, 8, 9, 10, 11,s = &quot;xref&quot;&gt; 12, 13, 14. Sur la base des positions relatives des R3 et R4, ommatidial rotation est produite dans le disque en culture ex vivo au cours de l&#39; imagerie en temps réel (Figure 2A &#39;A &#39;&#39;, B&#39; et B &#39;&#39;). Un seul groupe R3 / R4 a été marqué avec une sphère blanche dans la première image de film 2. Au début, l&#39;axe R3 / R4 semble être perpendiculaire à l&#39;équateur (figure 2C et film 2). Il apparaît alors de faire tourner de 15 °, 30 ° et 45 ° en 3 (figure 2C), 6 (figure 2C &#39;&#39;) et 9 (figure 2C &#39;&#39; &#39;) h, respectivement. Ces données suggèrent que cette méthode peut soutenir la différenciation des photorécepteurs au cours de l&#39;imagerie en direct 10 h. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig1.jpg" /> FiguRe 1: Diagramme schématique de l&#39;assemblage de la chambre. Diagramme schématique de l&#39;assemblage de la chambre: ( 1 ) Mettez la lamelle coulissante à double couche sur l&#39;accepteur de scène. ( 2 ) Placez le joint torique en silicone sur le patin de recouvrement. ( 3 ) Placez la base. ( 4 ) Verrouiller le casier d&#39;étanchéité. ( 5 ) Chargez l&#39;échantillon au centre du joint torique et placez le couvercle. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig2.jpg" /> Figure 2: Imagerie en direct de la différenciation et de la rotation R3 / R4. R3 / R4 marqué avec mδ0.5-Gal4 exprimant une GFP de forme nucléaire pendant 10 h d&#39;imagerie en direct. Tous les chiffres ont été capturés à partir du film 1 . ( A ) Image prise au début. ( <strong<html> &gt; A&#39;-A ») image agrandie de la zone encadrée à gauche (A ») et à droite (A »). (B) l&#39; image prise à la fin de la période de 10 h. (B&#39;-B ») image agrandie de la zone encadrée à gauche (B ») et à droite (B »). (CC « » « ) Une seule paire R3 / R4 (marqué par une flèche A ») est suivie dans le temps afin de faire apparaître la rotation de la paire R3 / R4. Les barres d&#39;échelle = 15 pm, 10 pm et 5 pm dans A, B et C, respectivement. Tous les chiffres sont des projections intensité maximale z. L&#39;échelle de temps est indiqué en h: min. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a> <img alt="film 1" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov1.jpg" /> Film 1:rce.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_1.avi » target = « _ blank »&gt; S&#39;il vous plaît cliquer ici pour télécharger ce film. <img alt="film 2" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov2.jpg" /> Film 1: <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_2.avi" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour télécharger ce film.</a>

Ce protocole décrit un procédé détaillé pour la culture ex vivo à long terme et de l&#39; imagerie en temps réel d&#39;un disque de Drosophila imagée. Elle démontre la différenciation des photorécepteurs et la rotation ommatidial dans les 10 h de l&#39;imagerie en direct du disque des yeux. Le protocole est simple et ne nécessite pas l&#39;installation coûteuse.

À long terme d&#39;imagerie en direct de<em&gt; drosophile</em&gt; Disc Eye

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

L'objectif général de cette méthode est de montrer l'imagerie en direct de disques imaginaux, qui sont des sujets expérimentaux courants pour l'étude d'une grande variété de phénomènes biologiques, notamment la prolifération cellulaire, la différenciation, l'apoptose et la compétition. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie du développement, telles que la morphologie et la migration cellulaires dans un tissu spécifique. Le principal avantage de cette technique est que l'imagerie continue peut fournir davantage d'informations que l'analyse de tissus fixés, comme la migration cellulaire.En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés, car la dissection et le montage sont délicates. Une démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l'étape de rotation et de transfert est difficile à maîtriser, une dissection incorrecte entraînant une mauvaise résolution. Pour commencer le protocole, désinfectez le matériel avec de l'éthanol à 70 % et laissez-le sécher à l'air libre.Ensuite, sélectionnez une larve de troisième stade larvaire dans un flacon de drosophiles, puis lavez la larve dans une solution saline tamponnée au phosphate 1X, ou PBS, afin d'éviter toute contamination provenant du flacon. Placez la larve nettoyée dans un millilitre de milieu de culture à température ambiante, dans une plaque en verre à neuf alvéoles, sous un microscope stéréo. Saisissez la larve avec une paire de pinces au tiers de sa partie postérieure, puis, à l’aide d’une autre paire de pinces, saisissez le crochet buccal.Tirez les deux pincettes en sens opposés pour libérer les tissus internes. Ensuite, retirez les glandes salivaires, le corps gras et la cuticule du complexe œil-cerveau attaché au crochet buccal. Si la corde nerveuse ventrale est encore attachée, coupez-la avec des ciseaux.Utilisez une paire de pinces pour saisir le crochet buccal. Utilisez l'autre paire de pinces pour enlever le tissu qui relie le cerveau et les disques oculaires dans la région dorsale. Ensuite, faites pivoter l'ensemble du complexe afin que le côté ventral soit orienté vers le haut.Retirez le filament qui relie le crochet ou le disque au cerveau. Ensuite, retirez le crochet buccal en prenant soin de ne pas endommager le disque oculaire au cours de cette opération. Le disque oculaire est désormais libre dans le milieu et n'est plus relié au cerveau que par le pédoncule optique.Fixez une double couche de joints toriques au centre d'un couvre-objet de 42 millimètres par 0,17 millimètre afin de maintenir l'agarose. Ensuite, assemblez la chambre avec le couvre-objet. Placez le couvre-objet sur le réceptacle de la platine.Ensuite, placez l'anneau torique en silicone sur la lamelle. Puis, positionnez la base, verrouillez le système d'étanchéité et placez le couvercle. À l'aide d'une micropipette de 20 microlitres équipée d'une pointe de 10 à 200 microlitres, transférez délicatement le complexe œil-cerveau disséqué au centre de l'anneau torique.Retirer la majeure partie du milieu et ajouter 12 microlitres d'agarose à 0,7 % à bas point de fusion, à 37 degrés Celsius, à l'échantillon. Incliner légèrement l'extrémité de l'agar de manière à maintenir le tissu près d'une lame couvre-objet et éviter que l'échantillon ne se détache. Ajouter un millilitre de milieu de culture à température ambiante au centre de l'anneau O.Veillez à ce que l'agarose soit bien collée à la joint torique afin d'empêcher le déplacement de l'échantillon. Placez la chambre préparée sur la platine d'un microscope confocal inversé pendant 30 minutes afin de stabiliser la température. Avant toute acquisition en direct prolongée, vérifiez l'intégrité du tissu par microscopie à contraste interférentiel.Passer à l'objectif 40x pour l'acquisition d'images. Enfin, acquérir des images en Z-stack de 62 micromètres en 12 minutes avec un intervalle optique d'un micromètre. Réaliser 40 cycles de balayage sur une durée totale de 10 heures, et s'assurer que chaque cycle comprend 12 minutes d'acquisition d'images et 3 minutes de repos.R3 et R4 ont été marqués avec la GFP. Au début de la session d'imagerie en direct de 10 heures, il y avait huit rangées de groupes d'ommatidies, et à la fin, 14 rangées de groupes d'ommatidies. D'après les positions relatives de R3 et R4, une rotation des ommatidies s'est produite dans le disque cultivé ex vivo pendant l'imagerie en direct.Au départ, l'axe R3/R4 semble perpendiculaire à l'équateur. Ensuite, il semble tourner de 15 degrés en trois heures, de 30 degrés en six heures et de 45 degrés en neuf heures, ce qui suggère que cette méthode peut maintenir la différenciation des photorécepteurs pendant 10 heures d'imagerie vivante. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de disséquer correctement le disque oculaire de Drosophila et de réaliser l'imagerie vivante.

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JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Nous décrivons ici un protocole visant à étudier la migration des cellules gliales dans le développement de l'œil de drosophile en utilisant l'analyse microscopique direct couplé à la GFP taggés cellules gliales.

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Un journaliste Roman DP pour faciliter la visualisation du disque Eye Imaginal au Drosophile</em

Hémocytes drosophile se dispersent sur ​​l'ensemble de l'embryon en développement. Ce protocole démontre comment monter et à l'image de ces migrations à partir d'embryons avec les hémocytes marqués par fluorescence.

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Préparation de développement et de l&#39;adulte Drosophile Cerveaux et la rétine d&#39;imagerie en temps réel

Source : Hellerman, M. B., et al. Imagerie en direct de l’œil de la drosophile nymphale. J. Vis. Exp. (2015)La vidéo montre une technique d’imagerie en direct pour étudier les motifs oculaires d’une chrysalide de Drosophila melanogaster. Les marqueurs marqués à la protéine fluorescente verte (GFP) permettent de visualiser l’organisation cellulaire et la différenciation pendant la formation de la structure oculaire en développement.

Imagerie en direct de l’œil de la chrysalide de la drosophile à l’aide de la microscopie à fluorescence

La méthode de tomate / GFP-FLP / FRT implique visualiser les cellules photoréceptrices de la mosaïque à vivre la drosophile. Il peut être utilisé pour suivre le destin des cellules individuelles des photorécepteurs dans la rétine pendant des jours ou des semaines. Ce procédé est idéal pour l'étude de la dégénérescence rétinienne et les maladies neurodégénératives ou le développement des cellules de photorécepteur.

Le / GFP-FLP Méthode tomate / FRT pour l&#39;imagerie en direct de mosaïque adulte<em&gt; Drosophila</em&gt; cellules photoréceptrices

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Imagerie en direct de<em&gt; Drosophila</em&gt; larves Neuroblastes

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Dissection et Immunocoloration Imaginal disques de Drosophila melanogaster

Ce protocole présente une méthode efficace pour l’imagerie du neuroépithélium de l’œil nymphal vivant de la drosophile. Cette méthode compense le mouvement des tissus et la topologie inégale, améliore la visualisation des limites cellulaires grâce à l’utilisation de plusieurs protéines de jonction marquées GFP et utilise un banc d’imagerie facile à assembler.

Live-imagerie de la Drosophila Nymphe yeux

Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour effectuer une imagerie en direct de la division asymétrique des cellules souches germinales (GSC) dans la niche ovarienne de la drosophile. Nous utilisons une lignée transgénique qui exprime de manière ubiquitaire une fusion de la protéine fluorescente verte (GFP) de la protéine du spectrosome Par-1.

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Ici, un protocole est présenté pour l’imagerie en direct à long terme de la patte de la drosophile pendant le stade nymphal, impliquant l’ablation complète du puparium. Ce protocole peut également être appliqué à d’autres tissus.

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Découvrez l'imagerie en direct de disques imaginaux de Drosophila sur 10 heures pour étudier la différenciation des photorécepteurs et la rotation ommatidiale. Cette méthode permet d'observer les processus cellulaires en temps réel sans équipement coûteux.

À long terme d'imagerie en direct de

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