Name: Linfusion de neurotrophine sous-cutanée sous-cutanée à laide de pompes osmotiques ou dinjection directe par voie musculaire améliore le vieillissement des muscles du larynx du rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 50 s
Description: Découvrez l'administration de Neurotrophine 4 pour remodeler les muscles laryngés vieillissants chez le rat. Cette technique améliore la fonction vocale et peut être adaptée aux applications cliniques humaines.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de l&#39;Institut national sur la surdité et autres troubles de la communication (R21DC010806 à CAM et JCS et R01DC011285 à CAM).

Utilisez les rats mâles Fischer 344-Brown Norway à 6 et 30 mois pour ce protocole. Les rats ont été obtenus auprès de la colonie de rongeurs de l&#39;Institut national de vieillissement. Nous avons utilisé des rats pour cette étude parce que la structure du larynx de rat est similaire à celle de l&#39;humain, servant fonctionnellement pour la protection des voies respiratoires et les vocalisations spécifiques aux espèces. Cette étude a été réalisée conformément à la Politique de PHS sur les soins de santé et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire, Le Guide NIH pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire et la Loi sur le bien-être animal (7 USC et suivants); Le protocole d&#39;utilisation des animaux a été approuvé par le Comité institutionnel pour les soins et l&#39;utilisation des animaux (IACUC) de l&#39;Université du Kentucky. 1. Anesthésie des rats <ol><li> Préparer les anesthésiques en mélangeant du chlorhydrate de kétamine (anesthésie dissociative) et du chlorhydrate de xylazine (sédatif et analgésique) dans une solution saline tamponnée. Les concentrations de kétamine et de xylazine dans la solution finale sont de 100 mg / 8 mg par kgPoids corporel respectivement. </li><li> Injecter les anesthésiques dans le rat par administration intrapéritonéale en utilisant une seringue à l&#39;aiguille de 25 G. </li><li> Déterminer que le rat est suffisamment anesthésié en pinçant l&#39;orteil ou le pied avec une pince. Si le rat ne réagit pas au pincement, la chirurgie peut commencer. Si le rat réagit à la pincée de l&#39;orteil avec des contractions réflexes ou musculaires, attendez 1-2 minutes et répétez le test de pincement. Si le rat réagit à nouveau, remplacez le rat par un nouvel animal et répétez la procédure à partir de l&#39;étape 1.2. </li><li> Appliquer une pommade ophtalmique aux yeux du rat, après que le rat est immobile, pour éviter que les cornées ne se dessèchent. </li></ol> 2. Implantation de pompe osmotique <ol><li> Placez le ventral du rat sur la zone chirurgicale aseptique. Administrer le meloxicam comme médicament pré-anesthésique. Administrer par voie intrapéritonéale à une dose de 1 à 4 mg / kg de poids corporel à l&#39;aide d&#39;une seringue à l&#39;aiguille de 25 G. </li><li> Utilisez des tondeuses pour enlever une approximationUn carré de fourrure de 1 &quot;x 1&quot; du dos du cou et environ 1 &quot;d&#39;espace caudal entre les épaules. Raser le plus près possible de la peau. </li><li> Mouiller le dos et le cou avec de l&#39;éthanol désinfectant (70%). </li><li> Après le rasage, frottez l&#39;aspect dorsal du cou avec 3 gommages en succession d&#39;alcool iodé avec de l&#39;alcool. </li><li> Maintenir la température corporelle du rat en le plaçant sur un coussin chauffant réglé à 34 ° C. </li><li> Remplissez les pompes osmotiques préparées de manière aseptique avec 50 μL de NTF4 ou solution saline pour le traitement NTF4 systémique ( Figure 1 ). <ol><li> Utilisez un scalpel pour faire une incision horizontale d&#39;environ 2 cm de large dans la peau, juste crânienne dans l&#39;espace entre l&#39;omoplate. Soulevez le bord postérieur de l&#39;incision avec une pince avec une seule main tout en insérant la pointe des hémostats et en poussant doucement à la suite de l&#39;incision. </li><li> Après que la pointe des hémostats soit d&#39;environ 2 cm cCourants à l&#39;incision, ouvrez les poignées sur les hémostats, élargissant les pointes pour former une &quot;poche&quot; creuse sous-cutanée sur le site de l&#39;incision. Ce sera le site de placement de la pompe. </li></ol></li><li> Orientez le portail de livraison de la pompe avant d&#39;être inséré pour minimiser toute interaction du NTF4 et la guérison du site d&#39;incision de poche. </li><li> Livrer 50 μL de solution saline NTF4 pendant 7 14 jours. Le groupe de 7 jours a reçu 6,72 mg / jour de NTF4 pour une dose totale de 47,04 mg. Le groupe de 14 jours a reçu 6,72 mg / jour pour une dose totale de 94,08 mg de NTF4 25 . </li><li> Utilisez un fil de suture en nylon 5-0, des hémastes et des pinces pour fermer l&#39;incision pour le placement de la pompe. </li><li> Observez les rats pendant au moins 30 minutes à mesure qu&#39;ils se remettent de l&#39;anesthésie. Les critères d&#39;achèvement de la surveillance incluent l&#39;animal en train de devenir actif, le déplacement de la cage, l&#39;eau potable et le début d&#39;autres activités normales telles que le toilettage. </li><li> Surveiller les animaux tous les joursPendant la première semaine en observant la cicatrisation du site chirurgical, la consommation normale d&#39;alimentation et d&#39;eau, le passage d&#39;urine / excréments et tout signe de comportement anormal du stress, de la douleur ou d&#39;autres complications post-opératoires. </li><li> Si le rat semble souffrir ou détresse, fournir au rat une injection sous-cutanée de 5 mg / kg de carprofène une fois toutes les 24 h pendant 5 jours pour soulager la douleur. </li><li> S&#39;il semble y avoir une infection, consultez un vétérinaire afin de s&#39;assurer que la plaie se guérit correctement. </li><li> Selon le groupe expérimental sur lequel le rat est entré, enlever la suture de nylon 5-0 7-10 jours après la chirurgie pour éviter l&#39;irritation du fil. </li></ol> 3. Anesthésie des rats pour injection directe <ol><li> Retenir les aliments des rats la veille de la procédure. Cela garantit qu&#39;il n&#39;y a pas de nourriture pour bloquer l&#39;endoscope ou l&#39;aiguille d&#39;injection. </li><li> Peser les rats et préparer l&#39;accepromazine 1-2 mg / kg de poids corporel. Injecter par voie intramusculaire (l&#39;emplacement IM est leMuscle thyroaryténoïde gauche). </li><li> Placez le rat dans la boîte d&#39;induction. Induire l&#39;anesthésie dans la boîte d&#39;induction avec 5% d&#39;isoflurane et 1 LO 2 . </li><li> Déplacez le rat à un cône de nez avec 2% d&#39;isoflurane et 600 ml de O 2 . </li><li> Déterminer que le rat est suffisamment anesthésié en pinçant l&#39;orteil ou le pied avec une pince. Si le rat ne réagit pas au pincement, le protocole d&#39;injection peut commencer. Si le rat réagit à la pincée de l&#39;orteil avec des contractions réflexes ou musculaires, attendez 1-2 minutes et répétez le test de pincement. Si le rat réagit à nouveau, remplacez le rat par un nouvel animal et répétez la procédure à partir de l&#39;étape 3.4. </li></ol> 4. Injection directe et visualisation <ol><li> Placer des doses de 50 μL préparées de manière aseptique contenant du NTF4 ou une solution saline dans un bain de H 2 O réglé à 25 ° C pendant 30 minutes avant l&#39;injection. </li><li> Placez le rat en position couchée et couchée sur une plate-forme en plexiglas ( figure 2 ). SusPendent le rat dans la position inclinée à partir de leurs incisives supérieures frontales par un fil de guidage accroché sur le dessus de la plate-forme. </li><li> Fixez une seringue de 50 mm, 30 jauges, 100 μL à un endoscope sinusal de 1,9 mm, 30 ° ( Figure 3 ). REMARQUE: L&#39;ensemble de la seringue est fixé par un gabarit qui maintient fermement la canule à la paroi externe de l&#39;endoscope. L&#39;endoscope permet de visualiser les plis vocaux et le guidage de la seringue par voie intra-orale. La position de la pointe de la canule est ajustée avant chaque animal pour s&#39;assurer que la pointe est complètement et clairement visible via la vue endoscopique ( Figure 4 ). </li><li> Utilisez une pince à pointe en caoutchouc pour étendre la langue et la déplacer latéralement. Ensuite, insérez un spéculum en plastique pour maintenir la perméabilité par voie orale. Faire le spéculum d&#39;un cylindre de seringue plastique de 5 mL qui est coupé sur une longueur de 1,5 à 2 cm, les bords découpés étant ébavurés et polis lisses. </li><li> Éteignez les lumières dans le rooM et attacher une source de lumière halogène à l&#39;endoscope. Activez le magnétoscope pour capturer la procédure. </li><li> Immergez l&#39;extrémité distale de l&#39;endoscope dans de l&#39;eau tiède pendant quelques secondes pour minimiser le développement de la condensation sur la pointe du verre lorsqu&#39;il est inséré dans la bouche du rat. </li><li> En utilisant le retour visuel du moniteur, orientez soigneusement l&#39;aiguille vers la zone du pli vocal gauche. </li><li> Temps d&#39;injection de la solution avec la phase inspiratoire du cycle de respiration des animaux pour accéder pleinement au pli vocal. Pendant la phase inspiratoire de la respiration, le pli vocal est pleinement exposé. <ol><li> Une fois que le pli vocal est complètement visible, insérez l&#39;aiguille dans le thyroarythénoïde gauche, qui se trouve latéralement au bord médian blanc du pli vocal. Avec l&#39;aiguille en place, transmettre l&#39;injecte par dépression de la seringue. </li></ol></li><li> Éteignez la source de lumière halogène sur l&#39;endoscope et le lecteur vidéo, et tournez-vous sur le roOm lights. </li><li> Retournez le rat à sa cage de maison et placez-le sur un coussin chauffant. </li><li> Laisser le rat se rétablir avant de le retirer du coussin chauffant. Remplacez les aliments et l&#39;eau dans la cage. </li><li> Surveiller les rats pendant 7 jours après l&#39;injection puis l&#39;euthanasier. Supprimer les larynges pour la cryotypie 24 . </li></ol> 5. Euthanisation des rats <ol><li> Anesthésier les rats avec du chlorhydrate de kétamine et du chlorhydrate de xylazine (100 mg / 8 mg par kg d&#39;injection intrapéritonéale injectée par le poids corporel). </li><li> Éuthaniser par une exsanguination suite à une thoracotomie médiale. </li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Les muscles laryngés sont vulnérables aux effets défavorables du vieillissement. Des études antérieures ont démontré des changements dans les muscles laryngés vieillissants qui incluent des changements dans la taille de la fibre, le nombre total de fibres, la capacité de régénération, la taille NMJ et les changements de quantité, en plus des variations de la fonction contractile et des changements d&#39;isoforme de myosine 4 , 11 , 2...

Les muscles laryngés se contractent rapidement et constamment, et sont vulnérables aux effets néfastes du vieillissement. On pense que cette activité constante contribue aux problèmes de la voix ou à la dysphagie chez les personnes de plus de 65 ans 1 , 2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 . Plusieurs mécanismes moléculaires et pathophysiologiques contribuent à ce dysfonctionnement lié à l&#39;âge. Ces mécanismes peuvent inclure le remodelage de la muqueuse laryngée, l&#39;atrophie ou la perte de fibres musculaires, le manque de régénération ou d&#39;atrophie des fibres musculaires, ce qui entraîne l&#39;inclinaison des plis vocaux et l&#39;incapacité de la fermeture des glottes 8 , 9 , 10 , 11 . Il n&#39;y a pas de thérapie médicale prouvée à ce moment qui peut comPrévenir ou réhabiliter complètement ces changements liés à l&#39;âge dans ces muscles. La modulation de l&#39;efficacité de la transmission neuromusculaire peut influencer grandement la performance neuromoteuse. La famille des neurotrophines comprend le facteur de croissance nerveuse (NGF), le facteur de croissance du nerf dérivé du cerveau (BDNF), la neurotrophine 3 (NTF3) et le NTF4 12 , 13 . Les neurotrophines ont montré qu&#39;ils modulent l&#39;efficacité synaptique 1 , 4 . Le facteur de croissance des hépatocytes, le facteur de croissance transformant bêta et le facteur de croissance des fibroblastes ont récemment été utilisés chez les humains pour le traitement des cicatrices de plomb vocal de 15 à 17 ans . NTF4 régule également l&#39;efficacité NMJ; Les souris dépourvues de NTF4 montrent des NMJ désassemblés 11 , 18 , 19 . Ces études conduisent à des effets prometteurs du traitementT des troubles du muscle laryngien vieillissant et la dénervation avec des facteurs de croissance. La thérapie par injection directe aux tissus des plis vocaux n&#39;est pas sans précédent chez les humains. Par exemple, les injections locales de toxine botulique sont actuellement utilisées comme traitement efficace pour les troubles du mouvement neurologique qui affectent les muscles du larynx, tels que la dysphonie spasmodique et la paralysie bilatérale du nerf laryngé récurrent 20 , 21 . L&#39;hydrogel d&#39;acide hyaluronique est un autre injectable, qui est utilisé pour traiter l&#39;affection des plis vocaux et l&#39;insuffisance glotale 22 , 23 . La laryngoplastie par injection peut être utilisée pour traiter une variété de troubles de la communication 24 . Ces méthodes d&#39;injection directe sont prometteuses pour améliorer la fonction vocale et la déglutition dans les populations vieillissantes.

<table><tbody><tr><td>Neurotrophine 4</td><td>Pepro Tech</td><td>450-04</td><td>200 ng en 50 &mu ; L</td></tr><tr><td>Alzet Pompe osmotique</td><td>DURECT Corporation</td><td>2001D</td><td></td></tr><tr><td>30 &deg ; endoscope</td><td>Stoltz</td><td>61029D</td><td></td></tr><tr><td>50 mm 30 gauge 100-&mu ; Seringue L</td><td>Hamilton</td><td>84850 et solution</td> saline 201812 <td></td></tr><tr><td>(solution de chlorure de sodium)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8776</td><td></td></tr><tr><td>chlorhydrate de kétamine</td><td>Henry Schein</td><td>56344</td><td></td></tr><tr><td>chlorhydrate de xylazine</td><td>Henry Schein</td><td>33198</td><td></td></tr><tr><td>25 G aiguille 5/8</td><td>Becton-Dickinson</td><td>305901</td><td></td></tr><tr><td>seringue de 1 mL</td><td>Becton-Dickinson</td><td></td><td></td>309659</tr><tr><td>pommade ophtalmique</td><td>Henry Schein</td><td>8897</td><td></td></tr><tr><td>tondeuses</td><td>Oster</td><td>44-018</td><td></td></tr><tr><td>éthanol</td><td>Decon</td><td>2716</td><td></td></tr><tr><td>iode (Betadine)</td><td>Purdue Pharma L.P.</td><td></td><td></td>606404</tr><tr><td>coussin chauffant</td><td>Sunbeam</td><td>731-5</td><td></td></tr><tr><td>5-0 fil de suture en nylon</td><td>AD Chirurgical</td><td>PMN-518R6</td><td></td></tr><tr><td>crile hémostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13005-14</td><td></td></tr> pince <tr><td>à suture délicate</td><td>Fine Science Tools</td><td>11063-07</td><td></td></tr><tr><td>meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>49756</td><td></td></tr><tr><td>carprofène</td><td>Merritt Veterinary Supplies</td><td>148700</td><td></td></tr><tr><td>pommade antibiotique</td><td>Henry Schein</td><td>57110</td><td></td></tr><tr><td>acépromizine Aceproject</td><td>Henry Schein</td><td>3845</td><td></td></tr><tr><td>isoflurane Isothesia</td><td>Henry Schein</td><td>50033</td><td></td></tr><tr><td>boîte d’induction (boîte d’anesthésie)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>50-0116</td><td></td></tr><tr><td>réservoir d’oxygène</td><td>comprimé Scott Gross</td><td>UN1072</td><td></td></tr><tr><td>plate-forme en plexiglas</td><td>Small Parts Inc (Amazon)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pince à pointe en caoutchouc</td><td>Outils scientifiques fins caoutchouc</td><td>11075-00</td><td></td></tr><tr><td>caoutchouc liquide pour pinces au-dessus</td><td>de Lowe’s</td><td>42518</td><td></td></tr><tr><td>spectula en plastique (seringue BD coupée à longueur)</td><td>Becton-Dickinson</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>source lumineuse halogène rhino-laryngé stroboscope</td><td>Kay-Pentax</td><td>RLS 9100 B</td><td></td></tr><tr><td>magnétoscope</td><td>Kay-Pentax</td><td></td><td></td></tr><tr><td>saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0389-500G</td><td></td></tr><tr><td>solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>cryostat Mictotom HM525</td><td>Thermo Scientific</td><td>HM 525</td><td></td></tr><tr><td>Gill 1 hématoxyline</td><td>VWR</td><td>10143-142</td><td></td></tr><tr><td>Shandon eosin-Y alcoolique</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>6766007</td><td></td></tr><tr><td>canal anti-sodique Nav1.5 anticorps produit chez le lapin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0819</td><td></td></tr><tr><td>Texas red-X phalloidin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T7471</td><td></td></tr><tr><td>alpha-bungarotoxine alexa fluor 488 conjugué</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>B-13422</td><td></td></tr><tr><td>Anesthésie des petits animaux machine</td><td>Smiths Medical</td><td>CDS 9000</td><td></td></tr></tbody></table>

l&#39;infusion de neurotrophine sous-cutanée sous-cutanée à l&#39;aide de pompes osmotiques ou d&#39;injection directe par voie musculaire améliore le vieillissement des muscles du larynx du rat

Subcutaneous Neurotrophin 4 Infusion Using Osmotic Pumps or Direct Muscular Injection Enhances Aging Rat Laryngeal Muscles

Le dysfonctionnement du larynx chez les personnes âgées est une cause majeure d&#39;invalidité, des troubles de la voix à la dysphagie et à la perte de réflexes protecteurs des voies aériennes. Peu de thérapies, le cas échéant, existent qui visent le dysfonctionnement du muscle laryngien lié à l&#39;âge. Les neurotrophines sont impliquées dans l&#39;innervation musculaire et la différenciation des jonctions neuromusculaires (NMJ). On pense que les neurotrophines augmentent la transmission neuromusculaire en augmentant la libération des neurotransmetteurs. Les jonctions neuromusculaires (NMJ) deviennent plus petites et moins abondantes dans le vieillissement des muscles laryngés du rat, avec des signes de dénervation fonctionnelle. Nous avons exploré les effets du NTF4 pour une utilisation clinique future en tant que thérapeutique pour améliorer la fonction dans le vieillissement des muscles laryngés humains. Ici, nous fournissons le protocole détaillé pour l&#39;application systémique et l&#39;injection directe de NTF4 pour étudier la capacité du vieillissement du muscle laryngé du rat à remodeler en réponse à l&#39;application NTF4. Dans cette méthode, les rats ont soit reçu NTF4 soit systémiquement via oPompe smotique ou par injection directe à travers les plis vocaux. Les muscles laryngés ont ensuite été disséqués et utilisés pour l&#39;examen histologique de la morphologie et la dénervation liée à l&#39;âge.

Les rats ont été euthanasiés après 2 semaines de perfusion de pompe osmotique ou 1 semaine après injection directe de NTF4. Les larynges ont été récoltés, placés en cryoprotecteur (30% de saccharose et 70% de solution salée tamponnée au phosphate), puis séchés en série sur 10 μm de large avec un cryostat. Le vieillissement des muscles laryngés est affecté par l&#39;administration de NTF4 25 . En plus du rat jeune et ancien, nous avons comparé le côté injecté et no...

Ici, nous présentons un protocole pour décrire l&#39;utilisation de la neurotrophine 4 (NTF4) systémique et directement pour remodeler les muscles laryngés du rat.

L&#39;infusion de neurotrophine sous-cutanée sous-cutanée à l&#39;aide de pompes osmotiques ou d&#39;injection directe par voie musculaire améliore le vieillissement des muscles du larynx du rat

Laryngeal dysfunction in the elderly is a major cause of disability, from voice disorders to dysphagia and loss of airway protective reflexes. Few, if ...

L'objectif général de ce protocole est d'administrer la neurotrophine 4 afin d'induire le remodelage du muscle laryngé chez le rat âgé. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés relatives à la fonction du muscle laryngé. Par exemple, l'atrophie musculaire liée à l'âge peut-elle être inversée afin d'améliorer la fonction vocale ?Le principal avantage de cette technique est qu'elle peut être facilement transposée à des modèles humains de vieillissement vocal. Nous pouvons utiliser des méthodes d'injection habituellement employées par les oto-rhino-laryngologistes chez l'humain pour administrer les solutions nécessaires à l'amélioration de la fonction vocale. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés en raison de la délicatesse des procédures d'implantation et d'injection.La procédure sera démontrée par Tanya Seward, technicienne du département de physiologie, et Richard Andreatta, professeur adjoint en sciences et troubles de la communication, tous deux de l'Université du Kentucky. Pour implanter la pompe, placez d'abord le rat en position ventrale dans un champ opératoire stérile. Humidifiez le dos et le cou avec de l'iode.Ensuite, frictionnez l'aspect dorsal du cou avec de l'éthanol à 70 %. Puis placez l'animal sur un tapis chauffant réglé à 34 degrés Celsius et administrez un médicament préanesthésique. Remplissez les pompes osmotiques préparées de manière aseptique avec 50 microlitres de neurotrophine 4.Et utilisez un scalpel pour pratiquer une incision horizontale de deux centimètres de large à travers la peau, juste en arrière de l'espace entre les omoplates. Soulevez le bord postérieur de l'incision avec une pince et insérez délicatement les extrémités du clamp hémostatique en arrière de l'incision. Lorsque l'extrémité se trouve à environ deux centimètres en arrière de l'incision, ouvrez les poignées du clamp pour créer une poche creuse sous-cutanée au niveau du site d'incision.Insérez la pompe dans la poche, en orientant l'extrémité du port de distribution de manière à minimiser toute interaction supplémentaire entre le traitement et la cicatrisation du site d'incision de la poche. Ensuite, utilisez un fil de suture en nylon 5-0, une pince hémostatique et une pince pour fermer l'incision d'implantation de la pompe, puis surveillez l'animal jusqu'à ce qu'il soit complètement éveillé et capable de se déplacer. 30 minutes avant l'injection, réchauffez dans un bain-marie à 25 degrés Celsius des doses de 50 microlitres de neurotrophine ou de sérum physiologique préparées de manière aseptique.Lorsque les traitements sont prêts, placer un rat anesthésié en position dorsale sur une plateforme en plexiglas et utiliser le fil-guide pour suspendre l'animal par les incisives frontales supérieures. Ensuite, fixer une seringue de 100 microlitres, 30 gauge, 50 millimètres à un endoscope sinusal de 1,9 millimètre à 30 degrés. Puis, attacher l'ensemble seringue à un support sur la paroi externe de l'endoscope.Lorsque la seringue est bien en place, chargez le traitement et fixez l'ensemble de l'endoscope à la caméra. Ensuite, utilisez une pince à extrémité en caoutchouc pour déplacer la langue sur le côté et insérez un spéculum en plastique afin de maintenir la perméabilité buccale. Enfin, allumez la source de lumière halogène de l'endoscope.Avec l'enregistreur vidéo en marche, immergez l'extrémité distale de l'endoscope dans de l'eau tiède pendant quelques secondes afin de minimiser la formation de condensation sur la pointe en verre. Insérez ensuite soigneusement l'aiguille dans la région de la corde vocale gauche, en utilisant les retours visuels provenant du moniteur comme guide. Lorsque la corde vocale est entièrement visible, injectez l'aiguille dans le muscle thyroaryténoïdien gauche, sur le côté latéral du bord médial blanc de la corde vocale.Et appuyez sur le piston pour administrer le traitement. Si l'épiglotte est bloquée en position fermée, empêchant une visualisation claire du larynx, utilisez un mouvement de balayage vers le haut avec l'extrémité de la seringue pour détacher délicatement le tissu. Retirez ensuite l'aiguille et placez l'animal dans sa cage d'origine sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu'il reprenne complètement conscience.Typiquement, un changement de la taille des fibres est observé avec l'âge chez les animaux traités par la neurotrophine 4. Un niveau inférieur de fibrose et de régénération des fibres est également observé chez les animaux âgés traités par la neurotrophine. Bien que la quantité de jonctions neuromusculaires soit augmentée.Une fois maîtrisés, l'implantation de la pompe osmotique et la procédure d'injection peuvent chacune être réalisées en une heure si elles sont effectuées correctement. Lors de l'exécution de cette procédure, il est important de garder à l'esprit d'utiliser l'aiguille lentement et avec douceur afin d'éviter les rayures et les lésions autour de la région laryngée. Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les mécanismes du fonctionnement des cordes vocales au cours du vieillissement, elle peut également être appliquée à d'autres systèmes, tels que le pharynx et les troubles liés à la déglutition.

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Biologie du développement

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Source : Andreatta, R. D. et. al., La perfusion sous-cutanée de neurotrophine 4 à l’aide de pompes osmotiques ou d’une injection musculaire directe améliore les muscles laryngés vieillissants du rat. J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo démontre l’infusion de neurotrophine 4 (NTF4) dans un modèle de rat âgé pour restaurer la fonction musculaire laryngée affectée par la dénervation liée au vieillissement et la réduction des jonctions neuromusculaires. NTF4 déclenche la régénération nerveuse et...

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Linfusion de neurotrophine sous-cutanée sous-cutanée à laide de pompes osmotiques ou dinjection directe par voie musculaire améliore le vieillissement des muscles du larynx du rat (Vidéo) | JoVE Journal

L'infusion de neurotrophine sous-cutanée sous-cutanée à l'aide de pompes osmotiques ou d'injection directe par voie musculaire améliore le vieillissement des muscles du larynx du rat

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