Name: Tuning dans la bande Hippocampal Theta In Vitro: Méthodologies pour lenregistrement à partir du circuit de Septohippocampal de Rongeur isolé (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 37 s
Description: Découvrez l'enregistrement des oscillations theta hippocampiques in vitro chez le rongeur. Cette méthode combine dissection, patch-clamp et optogénétique pour étudier les mécanismes cellulaires de la mémoire.

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Ce travail a été soutenu par les Instituts de recherche en santé et sciences naturelles du Canada.

<ol><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theta+rhythm+of+navigation%3A+link+between+path+integration+and+landmark+navigation%2C+episodic+and+semantic+memory%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory.</a> Hippocampus. 15 (7), 827-840 (2005).</li>
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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt commercial ou financier concurrent.

Bien que les enregistrements électrophysiologiques à partir de tranches d&#39;hippocampe aiguë constituent une technique standard in vitro , les méthodes présentées ici diffèrent sensiblement de l&#39;approche classique. Contrairement aux préparations en tranche mince où des couches cellulaires spécifiques sont visibles à la surface et peuvent être examinées directement, les préparations intactes d&#39;hippocampe sont plus proches des configurations in vivo où les électrodes sont abaissées dan...

Les oscillations de l&#39;hippocampal theta (4 à 12 Hz) sont parmi les formes les plus prédominantes d&#39;activité rythmique chez le cerveau mammalien et sont censés jouer un rôle clé dans les fonctions cognitives telles que le traitement de l&#39;information spatio-temporelle et la formation de souvenirs épisodiques 1 , 2 , 3 . Alors que plusieurs études in vivo qui mettent en évidence la relation des cellules place-modulées avec des études de navigation spatiale et des lésions, ainsi que des preuves cliniques, étayent la vision selon laquelle les oscillations de theta de l&#39;hippocampe sont impliquées dans la formation de mémoire 4 , 5 , 6 , les mécanismes associés Avec la génération des oscillations de theta de l&#39;hippocampe sont encore pas complètement compris. Les premières études in vivo ont suggéré que l&#39;activité theta dépendait principalement des oscillateurs extrinsèques, en particulier de l&#39;entrée rythmiqueÀ partir de structures cérébrales afférentes telles que le septum et le cortex entorhinal 7 , 8 , 9 , 10 . Un rôle pour les facteurs intrinsèques - la connectivité interne des réseaux de neurones de l&#39;hippocampe avec les propriétés des neurones de l&#39;hippocampe - a également été postulé sur la base d&#39;observations in vitro 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . Cependant, en dehors de quelques études marquantes 19 , 20 , 21 , des difficultés dans l&#39;élaboration d&#39;approches qui pourraient reproduire des activités de population physiologiquement réalistes dans une préparation simple de tranche in vitroS ont, depuis longtemps, retardé un examen expérimental plus détaillé des capacités intrinsèques de l&#39;hippocampe et des zones apparentées à l&#39;auto-génération des oscillations theta. Un inconvénient important de la configuration expérimentale standard de la coupe mince in vitro est que l&#39;organisation cellulaire et synaptique 3D des structures cérébrales est habituellement compromise. Cela signifie que de nombreuses formes d&#39;activités de réseau concertées basées sur des assemblages cellulaires distribués spatialement, allant des groupes localisés (rayon ≤ 1 mm) aux populations de neurones réparties sur une ou plusieurs zones cérébrales (&gt; 1 mm), ne peuvent pas être supportées. Compte tenu de ces considérations, un autre type d&#39;approche était nécessaire pour étudier la façon dont les oscillations theta apparaissent dans l&#39;hippocampe et se propagent à des structures de sortie corticales et subcorticales apparentées. Au cours des dernières années, le développement initial de la préparation «sépto-hippocampique complète» pour examiner les interiraux bidirectionnelsLes cisions des deux structures 22 et l&#39;évolution qui en a résulté de la préparation du «hippocampe isolé» ont révélé que les oscillations intrinsèques de theta se produisent spontanément dans l&#39;hippocampe dépourvue d&#39;entrée rythmique externe 23 . La valeur de ces approches repose sur l&#39;idée initiale selon laquelle toute la structure fonctionnelle de ces régions devait être préservée afin de fonctionner comme un générateur de rythme theta in vitro 22 .

<table><tbody><tr><td>Réactifs <>forts</forts></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4 - phosphate de sodium monobasique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631-25G</td><td></td></tr><tr><td>Nom </td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Dissecting Ciseaux</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-951-25</td><td>Extraction du cerveau</td></tr><tr><td>Scalpel Manche #4, 14 cm</td><td>WPI</td><td>500237</td><td>extraction du cerveau</td></tr><tr><td>Filter pinces, mâchoires plates, droites (11 cm)</td><td>WPI</td><td>500456</td><td>extraction de cerveau</td></tr><tr><td>Paragon Lames de scalpel en acier inoxydable #20</td><td>Ultident</td><td>02-90010-20</td><td>extraction de cerveau</td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection incurvés à pointe fine</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>711999</td> extraction <td>de cerveau</td></tr><tr><td>Téflon (PTFE) -spatule fine recouverte de téflon VWR</td><td></td><td>82027-534</td><td>préparation de l’hippocampe</td></tr><tr><td>Hayman Style Microspatule</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-401-25A</td><td>préparation hippocampique</td></tr><tr><td>Cuillère de laboratoire</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-375-20</td><td>préparation hippocampique</td></tr><tr><td>Verre borosilicaté Pasteur Pipets</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>préparation hippocampique</td></tr><tr><td>Droper</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>préparation hippocampique</td></tr><tr><td>Lames de rasoir à simple tranchant</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td>préparation de l’hippocampe</td></tr><tr><td>Papier pour lentilles (4 x 6")</td><td>VWR</td><td>52846-001</td><td>préparation de l’hippocampe</td></tr><tr><td>Boîtes de Pétri en verre (100 x 20 mm)</td><td>VWR</td><td>25354-080</td><td>préparation de l’hippocampe</td></tr><tr><td>Plateau en plastique pour la glace ; taille 30 x 20 x 5 cm</td><td>n.a.n.a.préparation</td><td></td> de <td>l’hippocampe</td></tr><tr><td>Solution unique en ligne Chauffage</td><td>Warner Instruments</td><td>Système de perfusion SH-27B</td><td></td></tr><tr><td>Pierres à air d’aquarium pour bouillonnement</td><td>n.a.n.a.système</td><td></td> <td>de perfusion</td></tr><tr><td>Tygon E-3603 tube (ID 1/16 OD 1/8)</td><td>Fisherbrand</td><td>14-171-129</td><td>système de perfusion</td></tr><tr><td>poêle électrique</td><td>Noir & Système</td> de <td>perfusion</td>Decker <td>n.a.</td></tr> <tr><td>95 % O2/5 % CO2 mélange gazeux (carbogène)&nbsp ;</td><td>Système de perfusion</td> <td>Vitalaire</td><td>SG466204A</td></tr><tr><td>Flacons/flacons en verre (4 x 1 L)</td><td>n.a.n.a.système</td> <td>de</td> <td>perfusion</td></tr><tr><td>Chambre d’enregistrement immergée</td><td>conception personnalisée (FM)</td><td>n.a.Une</td> <td>alternative commerciale peut être utilisée</td></tr><tr><td>Pipettes en verre (1,5/0,84 OD/ID (mm) )</td><td>WPI</td><td>1B150F-4</td><td>électrophysiologie</td></tr><tr><td>Hum Bug 50/60 Hz Éliminateur de bruit</td><td>Quest Scientific</td><td>Q-Humbug</td><td>électrophysiologie</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B amplificateur patch-clamp</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>Électrophysiologie</td><td>MULTICLAMP</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B Commander Program</td><td>Appareils moléculaires</td><td>MULTICLAMP</td><td>électrophysiologie</td></tr><tr><td>Convertisseur numérique/analogique Dispositifs</td><td>moléculaires</td><td>DDI440</td><td>électrophysiologie</td></tr><tr><td>PCLAMP10</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>PCLAMP10</td><td>électrophysiologie</td></tr><tr><td>Table d’isolation des vibrations&nbsp ;</td><td>Newport</td><td>n.a.electrophysiologie</td><td></td></tr> <tr><td>Micromanipulateurs (à commande manuelle)</td><td>Siskiyou&nbsp ;</td><td>MX130</td><td>électrophysiologie (LFP)</td></tr><tr><td>Micromanipulateurs (automatisés)</td><td>Siskiyou&nbsp ;</td><td>MC1000e</td><td>électrophysiologie (patch)</td></tr><tr><td>Moniteur audio&nbsp ;</td><td>A-M Systems</td><td>Modèle 3300</td><td>Électrophysiologie</td></tr><tr><td>Micropipette/Patch Extracteur de pipette</td><td>Sutter</td><td>P-97</td><td>Électrophysiologie</td></tr><tr><td>Microscope à fluorescence vertical sur mesure</td><td>Siskiyou</td><td>n.a.Imaging</td><td></td></tr> <tr><td>Caméra vidéo analogique</td><td>COHU</td><td>4912-2000/0000</td><td>Imagerie</td></tr><tr><td>Acquisition d’images numérique avec logiciel d’imagerie</td><td>EPIX, Inc</td><td>PIXCI-SV7</td><td>Imagerie</td></tr><tr><td>Objectif Olympus 2.5X</td><td>Imagerie</td><td>Olympus MPLFLN</td><td>Imagerie</td></tr><tr><td>Objectif à immersion dans l’eau Olympus 40X Olympus</td><td></td><td>UIS2 LUMPLFLN</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Système de diodes électroluminescentes (LED) sur mesure&nbsp ;</td><td>stimulation</td> optogénétique personnalisée <td>n.a.</td> <td>(Amhilon et al., 2015)</td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Catalog Number</strong</td><td>>Comments</td></tr><tr><td>Animals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PV ::Cre (KI) mice</td><td>Jackson Laboratory</td><td>stock number 008069</td><td>Autoriser&nbsp ; Expression génique dirigée par Cre dans les interneurones PV</td></tr><tr><td>Souris Ai9 constitutive-conditionnelle (R26-lox-stop-lox-tdTomato (KI))Numéro de</td> stock du <td>Jackson Laboratory</td><td>007905</td><td>Express TdTomato après recombinaison médiée par Cre</td></tr><tr><td>Souris Ai32 (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td> Numéro <td>de stock du</td><td>Jackson Laboratory</td> 012569 <td>Exprimer la protéine de fusion channelrhodopsine-2/EYFP améliorée suite à une exposition à Cre souris PVChY recombinase</td></tr><tr><td></td><td>En maison d’élevage</td><td>n.a.Progéniture</td> <td>obtenue par croisement de la lignée PV-Cre avec des souris Ai32 (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td></tr></tbody></table>

tuning dans la bande hippocampal theta<em&gt; in vitro</em&gt;: méthodologies pour l&#39;enregistrement à partir du circuit de septohippocampal de rongeur isolé

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Ce protocole décrit les procédures de préparation et d&#39;enregistrement de l&#39;hippocampe entier isolé, des souris WT et transgéniques, ainsi que des améliorations récentes des méthodologies et des applications pour l&#39;étude des oscillations theta. Une caractérisation simple de la préparation isolée de l&#39;hippocampe est présentée dans laquelle la relation entre les oscillateurs internes de l&#39;thetape de l&#39;hippocampe est examinée conjointement avec l&#39;activité des cellules pyramidales et les interneurones GABAergiques, des domaines cornu ammonis-1 (CA1) et sous -ulum (SUB). Dans l&#39;ensemble, nous montrons que l&#39;hippocampe isolé est capable de générer des oscillations theta intrinsèques in vitro et que la rythmicité générée dans l&#39;hippocampe peut être manipulée avec précision par la stimulation optogénétique des interneurones positives à la parvalbumine (PV). La préparation in vitro isolée de l&#39;hippocampe offre une occasion unique d&#39;utiliser simultanément des enregistrements de pince-plaie intracellulaires et champêtres à partir d&#39;un neu visuellement identifiéAfin de mieux comprendre les mécanismes qui sous-tendent la génération du rythme theta.

<html> Cette section illustre des exemples de résultats qui peuvent être obtenus en étudiant les oscillations theta dans la préparation d&#39;hippocampe isolée sur la souris in vitro . La procédure de dissection pour extraire l&#39;hippocampe isolé est illustrée à la figure 1 . En utilisant cette préparation, les oscillations theta intrinsèques peuvent être examinées pendant le placement de plusieurs électrodes de champ, enregistrant l&#39;activité g...

Ici, nous présentons un protocole pour l&#39;enregistrement du réseau neuronal rythmique theta et les oscillations gamma à partir d&#39;une préparation isolée de l&#39;hippocampe entier. Nous décrivons les étapes expérimentales de l&#39;extraction de l&#39;hippocampe aux détails des enregistrements de pince à lames, à l&#39;unité et à l&#39;ensemble des cellules, ainsi qu&#39;à la stimulation optogénétique du rythme theta.

Tuning dans la bande Hippocampal Theta<em&gt; In Vitro</em&gt;: Méthodologies pour l&#39;enregistrement à partir du circuit de Septohippocampal de Rongeur isolé

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

L'objectif général de ce protocole est de présenter les procédures d'extraction de la préparation entière de l'hippocampe et d'exploration de la génération de réseaux neuronaux rythmiques à l'aide d'enregistrements extracellulaires, unitaires et en mode « patch-clamp », ainsi que de stimulations optogénétiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences liées à l'apprentissage et à la mémoire, en facilitant grandement l'étude des mécanismes cellulaires et synaptiques sous-jacents aux oscillations rythmiques dans l'hippocampe. Le principal avantage de cette technique réside dans l'utilisation d'une préparation optimisée permettant d'étudier en détail les circuits neuronaux impliqués dans les oscillations, qui jouent un rôle crucial dans le traitement de l'information mnésique dépendant de l'hippocampe.Pour commencer cette procédure, placez le cerveau sur la coupelle de dissection en position verticale, retirez le cervelet à l’aide d’un scalpel, puis sectionnez le cerveau en deux moitiés le long du plan sagittal médian et replacez les deux hémisphères isolés dans la chambre de maintien. Ensuite, placez un hémisphère cérébral unique en position verticale sur la coupelle de dissection. Faites pivoter la coupelle jusqu’à ce que les structures sagittales médianes soient orientées vers l’expérimentateur et que le contour intégré du complexe septal soit visible sous la forme d’une fine couche de tissu en forme de poire située à l’intérieur du thalamus.Ensuite, insérez une spatule enduite sous le septum et déplacez la pointe vers le bas jusqu'à atteindre le plat de dissection, puis sectionnez les fibres qui relient la région septale de manière soigneuse. Répétez maintenant la même opération le long du bord antérieur du septum et coupez les fibres qui se rattachent à la partie frontale du cerveau. Tout en maintenant délicatement avec la spatule la partie interne du cortex juste au-dessus de l'hippocampe en position verticale, utilisez la microspatule pour tirer doucement vers le bas les noyaux thalamiques, hypothalamiques et le reste des noyaux du tronc cérébral.Ensuite, utilisez la spatule pour découper et retirer le tissu écarté. Insérez ensuite la spatule enduite dans le ventricule latéral, sous l'extrémité rostrale de l'hippocampe dorsal. Maintenez la spatule horizontalement, alignée avec le plan médiano-sagittal du cerveau hémisecté, et faites-la glisser le long du contour lisse des parois ventriculaires jusqu'à ce que la pointe émerge de manière franche.Tenez la spatule sous l'hippocampe et appuyez légèrement dessus au niveau des fibres de connexion situées le long de la couche interne où l'hippocampe rejoint le cortex sus-jacent. Ensuite, appliquez la microspatule sur le côté externe de cette couche et pressez-la contre la spatule enduite afin de trancher les fibres de connexion. Pour terminer l'extraction, faites pivoter la boîte de dissection et insérez la spatule enduite sous l'hippocampe ventral. Maintenez délicatement l'hippocampe avec la spatule et sectionnez les connexions endocriniennes à l’aide d’un mouvement de coupe contre la spatule.Une fois l'isolement terminé, maintenez l'hippocampe posé sur la boîte et ajoutez une goutte de solution de saccharose glacée pour le garder au frais. Retirez soigneusement tout cortex ou fibres résiduelles, puis séparez l'hippocampe du septum en appliquant délicatement une lame de rasoir au niveau du fornix. Ensuite, transférez la préparation dans une solution de saccharose à température ambiante et laissez-la se reconstituer pendant 15 à 30 minutes avant de la transférer dans la chambre d'enregistrement.À cette étape, mettez en place le système de perfusion par gravité afin de permettre un débit continu et rapide de ACSF oxygéné. Ensuite, arrêtez l'écoulement du ACSF et transférez l'hippocampe dans la chambre d'enregistrement à l'aide de l'extrémité large d'une pipette en verre. Laissez le prélèvement saturé en saccharose couler et se déposer au fond.Placer le prélèvement au centre de la chambre d'enregistrement, avec la surface lisse du CA1 et du subiculum vers le haut. Stabiliser l'hippocampe à l'aide de petits poids placés aux extrémités septale et temporale, puis redémarrer le flux de ACSF. Dans cette procédure, abaisser l'électrode de potentiel local (LFP) jusqu'à la surface de l'hippocampe.Faire avancer l'électrode LFP à travers la couche paramétrique et observer l'augmentation de l'activité de décharge extracellulaire au fur et à mesure que les potentiels unitaires individuels des neurones sont détectés. Abaisser davantage l'électrode et noter que les décharges commencent à s'estomper à nouveau lorsque la pointe pénètre dans le radiatum. Observer qu'une oscillation réseau clairement visible dans la gamme de fréquence thêta devient apparente et atteint son amplitude maximale lorsque le site d'enregistrement est abaissé à travers le radiatum.Pour tester les propriétés spatiales des oscillations thêta spontanées dans la région CA1, placez une deuxième électrode de PCL dans un site CA1 et observez que les oscillations thêta CA1 se synchronisent sur de grandes distances. Pour étudier les propriétés des oscillations thêta à travers les couches hippocampiques, laissez une électrode de référence de PCL dans un site du stratum radiatum CA1. À partir juste au-dessus du stratum oriens, abaissez une deuxième électrode dans la couche des cellules pyramidales et à travers le stratum radiatum.Observer une inversion progressive du signal du potentiel local de champ à travers la couche paramétrique. Pour tester les oscillations gamma et le couplage thêta-gamma dans l'hippocampe intact, placer une électrode de champ à la frontière entre le CA1 et le subicule, puis l'abaisser jusqu'à ce qu'elle se positionne à l'interface entre les couches paramétrique et moléculaire. À ce niveau, on peut enregistrer un potentiel de champ présentant des oscillations gamma nettes dont l'amplitude varie de manière verrouillée en phase avec le rythme thêta local.Ensuite, ajustez l'échelle pour observer l'échelle de temps lente du couplage thêta-gamma. Notez que les salves gamma apparaissent dans deux bandes de fréquence distinctes, qui peuvent être mises en évidence par bande lors du signal de potentiel local en cours, dans les gammes gamma lente et rapide. Pour l'enregistrement en configuration whole cell en clamp de courant ou de tension pendant des oscillations thêta hippocampiques in vitro, utilisez la microscopie vidéo en fluorescence avec des grossissements faible et élevé afin de visualiser les interneurones positifs pour tdTomato situés près de la surface d'une préparation hippocampique provenant d'une souris PV tom.Sous un grossissement faible de l'hippocampe, placez une électrode LFP dans le CA1 du subicule afin de surveiller les oscillations thêta tout en vous préparant pour les expériences de patch clamp. Ensuite, passez à un grossissement de 40x et immergez l'objectif au-dessus de la région ciblée. Abaissez-le jusqu'à ce que les couches superficielles deviennent visibles, puis, en microscopie de fluorescence, sélectionnez la cellule PV tom fluorescente et approchez-vous avec une micropipette de patch remplie d'une solution intracellulaire standard.Une fois en configuration de cellule entière, examiner les propriétés physiologiques de la cellule PV identifiée au cours d'oscillations hippocampiques spontanées. Observer l'enregistrement du potentiel membranaire intracellulaire des cellules PV caractérisées par un comportement de décharge rapide et des rafales de potentiels d'action synchronisées au rythme thêta en cours dans la région CA1 du subiculum. Dans cette procédure, placer une électrode de potentiel local (LFP) dans la zone du subiculum CA1 et réaliser un patch sur une cellule paramétrique voisine dans l'hippocampe isolé d'une souris exprimant l'opsine excitatrice sensible à la lumière bleue, CHR2, dans les interneurones PV.Placer un guide de lumière en fibre optique au-dessus de la préparation hippocampique et le centrer sur la région enregistrée. Utiliser une lumière bleue provenant d'une source LED pour la stimulation optogénétique, qui consiste en des impulsions lumineuses de 10 à 20 millisecondes ou en des commandes de tension en onde sinusoïdale délivrées à des fréquences thêta. En mode de blocage de courant, caractériser l'activité de la cellule enregistrée pendant les oscillations thêta spontanées.Ensuite, lancez le protocole de stimulation et enregistrez les réponses à la lumière. Observez que les oscillations du champ, l'activité synaptique et le neurone enregistré deviennent de plus en plus synchronisés pendant la stimulation optogénétique, et qu'un rythme régulier des cellules PV entraîne un contrôle robuste à la fois de la fréquence et de la puissance des oscillations thêta. On observe ici l'activité électrophysiologique enregistrée à partir d'une cellule paramétrique pendant des oscillations thêta.Les enregistrements en mode courant constant montrent une activité spontanée, mais non rythmique au repos, ainsi que des potentiels postsynaptiques inhibiteurs qui ne sont pas clairement synchronisés avec l'oscillation lente du potentiel champ local (LFP). Les enregistrements en mode tension constante montrent que les courants postsynaptiques inhibiteurs correspondants présentent un potentiel de retournement d'environ moins 70 millivolts. Et voici l'activité électrophysiologique enregistrée à partir d'un interneurone fluorescent PV à décharge rapide pendant des oscillations thêta.En mode courant imposé, cette cellule présentait une activité spontanée au repos et était fortement activée par des potentiels postsynaptiques excitateurs rythmiques verrouillés en phase avec l'oscillation stable du potentiel de champ local. Lors des enregistrements en mode tension imposée, le potentiel de retournement du courant postsynaptique excitateur était d'environ zéro millivolt. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux à trois heures ; lors de la mise en œuvre de cette procédure, il est important de bien se rappeler d'oxygéner vigoureusement la solution et d'utiliser un système de perfusion permettant un débit rapide mais stable de la ASCF enrichie sur le prélèvement durant les enregistrements électrophysiologiques.Après avoir suivi cette procédure, d'autres méthodes telles que la stimulation ou la silenciation optogénétiques de populations spécifiques de cellules peuvent être utilisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme l'identification des sous-types cellulaires formant les oscillateurs thêta dans l'hippocampe. Depuis son développement, cette technique a permis aux chercheurs du domaine des neurosciences d'explorer systématiquement la dynamique des oscillations thêta le long de l'axe temporal séptal de l'hippocampe in vitro. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'extraire une préparation complète de l'hippocampe afin d'étudier le fonctionnement des réseaux neuronaux rythmiques à l'aide d'enregistrements de champs, d'unités et de patch-clamp, ainsi que de stimulation optogénétique.

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