Name: Méthodes fondamentales pour létude de lécologie reproductive du poisson dans les aquariums (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Apprenez à implanter des marqueurs VIE dans des poissons vivants pour étudier leur écologie reproductive en aquarium. Cette méthode permet d'observer les comportements sociaux et reproducteurs sans affecter significativement le bien-être des poissons.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous remercions S. Yokoyama d&#39;avoir assisté à la collecte de poissons. Nous remercions également W. Kawamura pour des conseils utiles sur les méthodes d&#39;élevage. Cette étude a été soutenue par la Japan Society for the Promotion of Science (KAKENHI) par le biais de subventions (n ​​° 24370006 et 16K07507) attribuées à TS

1. Collecte et transport de poissons vivants REMARQUE: Ce protocole décrit comment recueillir des poissons qui possèdent une vessie gazeuse, d&#39;une profondeur ≥ 15 m à la surface. Un transport rapide à la surface induit une expansion de la vessie par un changement de pression, ce qui peut nuire gravement ou tuer le poisson. La prudence est justifiée, car les dommages causés aux poissons au cours de cette première étape affecteront négativement leur survie et leur comportement ultérieur. <ol><li> Avant de plonger avec SCUBA, rassemblez les matériaux suivants: un filet adapté pour capturer les espèces visées sous l&#39;eau; Double sac en polyéthylène assez grand pour les poissons; Bandes en caoutchouc (ø 80 mm x 6 mm); Un cylindre d&#39;oxygène pour gonfler les sacs de collecte à la surface; L&#39;Elbagin, qui est un antimicrobien, comprend 10% de nifurstyrénate de sodium; Une boîte en mousse de polystyrène pour placer les sacs de collecte; Pipettes; Et, si nécessaire (voir l&#39;étape 1.4), une corde avec une longueurÉquivalent à la profondeur de plongée maximale, ainsi qu&#39;un poids d&#39;au moins 2 kg. </li><li> Recueillir les espèces de poissons ciblées à l&#39;aide d&#39;un filet à main lors de la plongée Tout en restant sous l&#39;eau, placez le poisson capturé dans un sac en polyéthylène et attachez la bouche du sac avec une bande de caoutchouc. S&#39;il faudra ≥ 1 jour pour transporter le poisson vers un aquarium, conservez également l&#39;eau de l&#39;habitat naturel dans d&#39;autres sacs, afin d&#39;être utilisé pour renouveler l&#39;eau de poisson. REMARQUE: pour la sécurité, les tâches sous-marines doivent être travaillées par au moins deux personnes. </li><li> Surface du point de collecte avec les sacs de poisson à une vitesse ne dépassant pas 1 m / min: à une profondeur de 10 m ou plus, arrête de monter de 1 à 5 minutes tous les 2 m; Et d&#39;une profondeur de 10 m à la surface, arrêtez pendant 1 à 5 minutes toutes les 1 m. Lorsque les poissons capturés sont incapables de maintenir leur flottabilité dans le sac ( c.-à - d. , S&#39;ils flottent avec une vessie gazeuse dilatée tout en essayant de nager vers le bas), maintenez la même profondeur pendant 1 à 5 min ouScénarise à 1 - 2 m plus profond. Une fois que les poissons semblent récupérer leur flottabilité, reprendre l&#39;ascension vers la surface. REMARQUE: s&#39;il existe une possibilité que l&#39;air dans le réservoir SCUBA s&#39;épuise en montant, fixez une corde au sac en polyéthylène et fixez un poids ≥ 2 kg; Une fois que l&#39;opérateur sous-marin a monté en toute sécurité, tirez-le vers la surface aux mêmes vitesses stipulées ci-dessus. </li><li> À la plage ou au bateau, dissolvez 10 ppm d&#39;Elbagin dans l&#39;eau de chaque sac en polyéthylène après le revêtement. REMARQUE: Bien que certains poissons puissent ne pas pouvoir maintenir leur dynamitage juste après avoir été amenés à la surface, on peut s&#39;attendre à ce qu&#39;ils récupèrent en une journée. </li><li> Si la densité du poisson dans un sac collecteur est élevée, divisez le poisson parmi plus de sacs pour éviter qu&#39;ils ne se dégagent les uns les autres en se frottant les uns contre les autres lors du transport. Si le poisson est une espèce agressive, divisez-les individuellement entre les sacs. </li><li> Gonflez le sac de collecte avec de l&#39;oxygène et scellez encore la bouche du sac en utilisant rUbberbands. Lors de l&#39;introduction de l&#39;oxygène dans le sac, abaissez la buse dans l&#39;eau du sac pour augmenter la teneur en oxygène dissous; Le sac entièrement expansé devrait être 1/4 plein avec de l&#39;eau. </li><li> Gardez les sacs de collecte avec du poisson dans une boîte en mousse de polystyrène, pour maintenir une température d&#39;eau stable et diminuer le stress du poisson dans des conditions sombres. </li><li> Si il faudra ≥ 1 jour pour transporter le poisson vers un aquarium, une fois par jour échangez 1/4 à 1/3 de l&#39;eau dans chaque sac de maintien de poisson, en utilisant de l&#39;eau retenue dans l&#39;habitat auquel ont été ajoutés 10 ppm Elbagin , Et remballer chacun avec de l&#39;oxygène. Chaque jour, retirez les poissons morts et les excréments sur le fond à la main ou à la pipette. REMARQUE: Si le transport d&#39;avion est impliqué, attendez au moins 1 jour pour activer la pression atmosphérique sur la surface avant le transport, car le changement de pression de deux étapes (de l&#39;eau à la surface et de la surface à l&#39;air supérieur) à court terme peut affecter négativement La survie du poisson. </l<html> I&gt; </ol> 2. Acclimant le poisson dans un aquarium <ol><li> Flotter le sac contenant du poisson dans un aquarium pendant 30 minutes pour égaliser la température de l&#39;eau. </li><li> Sur une période de 10 minutes, échangez progressivement l&#39;eau du sac avec de l&#39;eau d&#39;aquarium, afin d&#39;éviter les chocs causés par une différence soudaine dans la chimie de l&#39;eau ( p . Ex . PH, salinité). NOTE: Un poisson qui se choque par une trop grande différence dans la chimie de l&#39;eau peut afficher un changement anormal de la couleur et / ou du comportement du corps. Surveillez-le attentivement pendant l&#39;acclimatation. </li><li> Dissoudre 10 ppm d&#39;Elbagin dans l&#39;eau de l&#39;aquarium. </li><li> Par la suite, une fois par jour pendant 3 jours, renouvellez 1/3 de l&#39;eau de l&#39;aquarium, en ajoutant 10 ppm d&#39;Elbagin à l&#39;eau de remplacement. </li><li> Enfin, commencez à éliminer l&#39;Elbagin en échangeant la moitié de l&#39;eau de l&#39;aquarium une fois par jour, jusqu&#39;à ce que la couleur disparaisse. </li></ol> 3. Injection d&#39;une étiquette d&#39;élastomère d&#39;implant visible (VIE) pour identifier les poissons individuels T &quot;&gt; NOTE: Dans ce travail, les poissons individuels sont identifiés à l&#39;aide des étiquettes VIE, pour des exemples, se référer à Frederick 10 , Olsen et Vøllestad 11 et Leblanc et Noakes 12. En outre, si l&#39;espèce d&#39;étude est assez grande pour tenir la main , La table chirurgicale utilisée à l&#39;étape 3.2 ne sera pas nécessaire. <ol><li> Déterminer la position de l&#39;injection et la couleur de l&#39;étiquette pour chaque individu. L&#39;option la plus sûre est de choisir un point d&#39;injection dans la partie dorsale ou caudale épaisse du corps et d&#39;éviter de l&#39;injecter dans l&#39;abdomen où les organes internes peuvent être percés. REMARQUE: un système de numérotation est décrit dans la Figure 1 : si l&#39;étude est suffisamment grande pour être injectée dans 8 positions possibles, ce système permettra d&#39;identifier 154 individus utilisant une seule couleur. Dix couleurs des étiquettes VIE sont disponibles dans le commerce. Choisissez la couleur distincte en fonction de la couleur du corps des poissons. </li><li> &lt;Forte&gt; Pour les poissons qui sont plus petits que ceux qui peuvent être maintenus à la main, préparez une table chirurgicale comme suit (voir également Kinkel et al ., 13 ) ( figure 2 ). <ol><li> Découpez une éponge douce mesurant 5 cm L x 5 cm W, et qui est au moins 5 à 10 mm inférieure à la hauteur d&#39;une boîte à pétri. </li><li> Couper une rainure dans l&#39;éponge d&#39;environ 5 à 10 mm de profondeur, et ajuster sa largeur à celle de la largeur de corps approximative du poisson. Couper la planche de chlorure de polyvinyle (PVC) (0,3 mm d&#39;épaisseur) à 5 cm L x 5 cm W, et la plier dans un pli de vallée (ou en forme de M). </li><li> Réglez la planche de PVC rainurée sur l&#39;éponge rainurée, puis mettez l&#39;éponge dans la boîte de Petri (ø 160 mm, profondeur de 30 mm). Utilisez l&#39;eau du réservoir de récupération pour remplir la boîte de Petri jusqu&#39;à ce que la planche en PVC soit suffisamment immergée. </li></ol></li><li> Préparez les étiquettes VIE selon le manuel de marquage VIE. Mélanger les matériaux élastomères et ajouter le mélange au syri de 3 mlNge avec une aiguille à calibre 29, comme indiqué dans le kit. </li><li> Préparez deux réservoirs d&#39;eau à utiliser lors de l&#39;exécution des injections: une pour l&#39;anesthésie et une pour la récupération; Ajustez la température et la concentration de salinité de ceux-ci pour faire correspondre l&#39;eau dans l&#39;aquarium d&#39;élevage. Utilisez une pompe à air avec une pierre d&#39;air pour faire circuler légèrement l&#39;eau dans le réservoir de récupération. </li><li> Préparer un liquide d&#39;anesthésie en mélangeant 2-méthylquinoléines avec un volume égal de 99,5% d&#39;éthanol; Ajoutez ceci au réservoir d&#39;anesthésie pour atteindre une concentration de 18 ppm. NOTE: La concentration optimale du liquide anesthésique dépend de l&#39;espèce et de la taille corporelle des individus. Par conséquent, examiner la concentration optimale pour les espèces étudiées à l&#39;avance. </li><li> Transférer des poissons individuels dans le réservoir d&#39;anesthésie et leur permettre d&#39;être anesthésiés: c&#39;est-à-dire attendre que les poissons ne réagissent pas pour être touchés ou pour faire vibrer l&#39;eau lorsque l&#39;extérieur du réservoir est tapoté. Comme la couleur du corps change quand il s&#39;agit d&#39;anesthésieZed dans de nombreux poissons, surveillez également la couleur du corps et jugez si le poisson est anesthésié de ses changements. Parce qu&#39;il existe une possibilité que les poissons puissent sortir du réservoir d&#39;anesthésie, gardez-le couvert à l&#39;aide d&#39;un panneau acrylique transparent, au moins jusqu&#39;à ce que les poissons commencent à se déplacer lentement. REMARQUE: ajustez le temps nécessaire pour anesthésier et / ou ajustez la concentration d&#39;anesthésie liquide selon les espèces étudiées et sa taille corporelle. Si le mouvement opérulaire est toujours arrêté par l&#39;anesthésie, le poisson risque de mourir. </li><li> Comme les poissons s&#39;affaibliront si leur corps est réchauffé, gardez les doigts dans l&#39;eau relativement froide tout en anesthésiant le poisson. </li><li> Soulever un poisson du réservoir d&#39;anesthésie et le mesurer rapidement ou enregistrer les données nécessaires (longueur totale, sexe, etc. ). Si un poisson semble se remettre pendant la mesure, remettez-le immédiatement au réservoir d&#39;anesthésie. </li><li> Transférer le poisson sur une table chirurgicale. Réglez le côté ventral du poisson vers le bas dans tLe sommet en PVC. Si la taille du corps est très petite, utilisez un microscope binoculaire tout en effectuant l&#39;injection. Si l&#39;espèce d&#39;étude est suffisamment grande pour se tenir en main, injectez la balise VIE pendant qu&#39;elle est retenue. </li><li> Positionner le côté biseauté de l&#39;aiguille vers l&#39;extérieur et pointé vers la tête du poisson. Insérez l&#39;aiguille par voie sous-cutanée, plus ou moins parallèle au corps, et près de tout près de la peau possible. Réglez la profondeur d&#39;insertion en fonction de la taille du poisson et de la facilité pour voir finalement la balise. </li><li> Injecter la balise VIE tout en retirant l&#39;aiguille et arrêter l&#39;injection avant que le biseau de l&#39;aiguille n&#39;atteigne le point d&#39;entrée de l&#39;aiguille (cela sera facile à discerner si vous injectez l&#39;étiquette dans une zone relativement large). </li><li> En terminant l&#39;injection d&#39;étiquette, transférer immédiatement le poisson dans le réservoir de récupération. Si la récupération semble trop lente, faites circuler doucement l&#39;eau à la main. </li><li> Après la récupération, retournez le poisson dans l&#39;aquarium d&#39;élevage et continuez à ajouter 10 ppm à l&#39;eau.Bagin à l&#39;eau pendant 3 jours. REMARQUE: Dans des conditions de faible visibilité pour les étiquettes VIE, la lumière filtrée par UVA facilitera la reconnaissance des balises. </li></ol> 4. Comptage des oeufs adhésifs démersaux <ol><li> Pour créer un nid de frai artificiel auquel les poissons peuvent déposer des oeufs adhésifs, couper un tube de PVC opaque (ø 5 cm, 6 cm de long) en deux, perpendiculaire au diamètre. REMARQUE: La taille de tuyau ci-dessus est adaptée pour engendrer le petit T. T. marinae relativement petit. Ainsi, ajustez la taille du tuyau en PVC et formez-le comme il convient pour les espèces étudiées. </li><li> Imprimez une grille de 5 mm x 5 mm sur une feuille imperméable et découpée pour s&#39;adapter à la zone intérieure du tuyau en PVC. </li><li> Fixez la feuille étanche à l&#39;intérieur du tuyau en PVC à l&#39;aide d&#39;une bande de caoutchouc. REMARQUE: s&#39;il est difficile pour les femelles d&#39;attacher des œufs sur la feuille étanche et les oeufs tombent de la feuille, faites la feuille texturée avec du papier de verre. </li><li> Couvrez le fond de l&#39;aquarium avec une couche de sable, 1- 2 cm d&#39;épaisseur. Insérez environ un tiers du tube en PVC obliquement dans le sable, avec le côté fixe de la feuille vers le bas. </li><li> Après avoir frayé avec succès le poisson, retirez la feuille avec la masse d&#39;oeufs du tuyau en PVC et placez-la dans une boîte de Petri avec de l&#39;eau d&#39;aquarium. Fixez une nouvelle feuille à l&#39;intérieur du tuyau en PVC et placez-la de nouveau sur le fond de l&#39;aquarium. Enfin, comptez les oeufs en photographiant la masse d&#39;oeufs. <ol><li> Sinon, si les observations des soins parentaux des œufs doivent être effectuées après la ponte, veillez à ne pas retirer les œufs de l&#39;eau. Plutôt, utilisez une boîte de Petri pour récupérer les oeufs et la feuille avec de l&#39;eau d&#39;aquarium, photographiez la masse d&#39;oeufs rapidement et rétablissez soigneusement la feuille avec la masse d&#39;oeufs dans le même tuyau en PVC avant de la remettre à sa position d&#39;origine sur le Fond de l&#39;aquarium. Enfin, comptez les oeufs en utilisant la photo. </li></ol></li><li> Comptez les oeufs en utilisant ImageJ ( Figure 3 </stroNg&gt;). Ces méthodes de comptage de cellules automatiques et manuelles sont expliquées en détail dans ce qui suit: Comptage cellulaire de base (The University of Chicago, Integrated Core Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Analyse des particules (http://imagej.net/Particle_Analysis); Compteur de cellules (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> Dans le cas contraire, si les œufs sont déposés densément, estimer le nombre d&#39;oeufs en calculant le taux de densité de surface: compter les oeufs dans une grille 5 x 5 mm 2 imprimée pour calculer la densité des oeufs, mesurer la surface recouverte d&#39;oeufs par ImageJ, Et estimer le nombre total d&#39;oeufs par rapport à la densité supérieure par unité et surface. La méthode de mesure de la surface spécifique de ImageJ est expliquée dans ce qui suit: Définir l&#39;échelle ... (Direction des services de recherche, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Il explique comment définir l&#39;échelle spatiale de l&#39;image; Utilisation de ImageJ pour mesurer la surface (Keene State College, AcademicTechnologie, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). REMARQUE: si les oeufs sont transparents, la feuille imperméable à l&#39;eau noire est plus adaptée à la méthode de comptage automatique car ImageJ peut reconnaître le contour des oeufs individuellement. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHelfman%2C+G+%22The+Diversity+of+Fishes%3A+Biology%2C+Evolution%2C+and+Ecology%22">The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology</a>. , Wiley-Blackwell. Oxford. (2009).</li>
<li>Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDavies%2C+NB+%22An+Introduction+to+Behavioural+Ecology%22">An Introduction to Behavioural Ecology</a>. , 4th ed, Wiley-Blackwell. Oxford. (2012).</li>
<li>Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10164-016-0499-z">Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae).</a> J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).</li>
<li>Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4536544?seq=1#page_scan_tab_contents">Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist?</a> Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).</li>
<li>Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/227199940_Bi-directional_sex_change_and_gonad_structure_in_the_gobiid_fish_Trimma_yanagitai">Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai.</a> Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).</li>
<li>Sunobe, T., Nakazono, A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/227870359_Sex_Change_in_Both_Directions_by_Alteration_of_Social_Dominance_in_Trimma_okinawae_Pisces_Gobiidae">Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae).</a> Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).</li>
<li>Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/beheco/article/19/2/353/213434/Monogamy-when-there-is-potential-for-polygyny">Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish.</a> Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).</li>
<li>Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/32901340_Sex_change_of_primary_males_in_a_diandric_labrid_Halichoeres_trimaculatus_Coexistence_of_protandry_and_protogyny_within_a_species">Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species.</a> J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).</li>
<li>Winterbottom, R. <a target="_blank" href="https://aqua-aquapress.com/two-new-species-of-the-trimma-tevegae-species-group-from-the-western-pacific-percomorpha-gobiidae-2/">Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae).</a> Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).</li>
<li>Frederick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.shafer-consulting.org/BMS1997.pdf">Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish.</a> Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).</li>
<li>Olsen, E. M., Vøllestad, L. A. <a target="_blank" href="http://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1577/1548-8675(2001)021%3C0967%3AAEOVIE%3E2.0.CO%3B2">An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout.</a> N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).</li>
<li>Leblanc, C. A., Noakes, D. L. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/233754582_Visible_Implant_Elastomer_VIE_Tags_for_Marking_Small_Rainbow_Trout">Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout.</a> N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).</li>
<li>Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+injection+into+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal injection into adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (42), e2126(2010).</li>
<li>Reavis, R. H., Grober, M. S. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/PL00012232">An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces).</a> Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).</li>
<li>Milinski, M., Bakker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.nature.com/nature/journal/v344/n6264/abs/344330a0.html">Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males.</a> Nature. 344, 330-333 (1990).</li>
<li>Basolo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetic+evidence+for+the+role+of+a+pre-existing+bias+in+sexual+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+R+Soc+Lond+B+Biol+Sci%22%5BJournal%5D)">Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection.</a> Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).</li>
<li>Milinski, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00300099">Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection.</a> Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).</li>
<li>Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1095-8649.2007.01338.x/abstract">Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae.</a> J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).</li>
<li>Stammler, K. L., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10641-004-5562-x">Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus.</a> Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).</li>
<li>Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1439-0310.2010.01868.x/abstract">Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs.</a> Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).</li>
<li>McCormick, M. I. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1890/0012-9658(1998)079[1873:BIMSIA]2.0.CO;2/full">Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism.</a> Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).</li>
<li>Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/B:BIOC.0000048448.17230.40">Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers.</a> Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).</li>
<li>Shiogaki, M., Dotsu, Y. <a target="_blank" href="http://naosite.lb.nagasaki-u.ac.jp/dspace/handle/10069/30823">The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus.</a> Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).</li>
<li>Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0380133009001695">First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus).</a> J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

L&#39;écologie de la reproduction de nombreux poissons a souvent été révélée par l&#39;élevage expérimental. En particulier, les changements sexuels 6 , 8 , 14 , le choix du partenaire 15 , 16 et la compétition intraspécifique 7 , 17 ont été des sujets fréquents d&#39;enquêtes détaillées utilisant des poissons g...

Une évolution adaptative spectaculaire est évidente dans la morphologie, l&#39;écologie et le comportement des poissons 1 . En particulier, les caractéristiques écologiques relatives à la reproduction sont particulièrement diverses, et la plupart d&#39;entre elles peuvent être directement influencées par la condition physique individuelle 2 . Pour mieux comprendre les pressions sélectives qui ont conduit à l&#39;évolution des caractéristiques uniques dans différentes espèces de poissons, l&#39;observation directe des comportements reproductifs et sociaux à l&#39;aide de poissons vivants est souvent bénéfique pour étayer les hypothèses théoriques. Cependant, les observations continues sur le terrain des poissons peuvent nécessiter un équipement sous-marin spécialisé et des installations difficiles à entretenir. Dans ces cas, les observations des poissons sauvages capturés par l&#39;aquarium peuvent être utiles 3 , 4 , 5 . En outre, des observations efficaces sur les comportements de poissons qui sont autrement rares ou difficilesULT à observer dans des conditions naturelles peut devenir possible en manipulant des expériences dans les aquariums 6 , 7 , 8 . Élever du poisson dans de bonnes conditions en minimisant le stress artificiel et les dommages physiques est essentiel pour des recherches écologiques précises. Le portique pygmée Trimma marinae atteint une longueur totale de 23 à 25 mm et est distribué dans l&#39;océan Pacifique occidental, où il se trouve dans des baies abruptes et abritées, à des profondeurs de 9 à 26 m 9 . Dans ce travail, T. marinae est utilisé comme modèle pour décrire une série de techniques de base pour la collecte de poissons utilisant l&#39;appareil respiratoire autonome sous-marin (SCUBA), le transport de poisson et l&#39;éventuelle acclimatation des poissons aux aquariums pour une observation directe Du comportement reproducteur et de l&#39;écologie des espèces étudiées.

<table><tbody><tr><td>Filet à main</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Sélectionnez la taille de l’espèce cible.</td></tr><tr><td>Sac en polyéthylène</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Élastique</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&oslash ; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Bouteille d’oxygène</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Bouteille Oxgen pour combinaisons d’équipement de plongée.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co., Ltd.</td><td>75950</td><td>La pafurazine F (fournie par la même société) est un médicament équivalent à l’Elbagin.</td></tr><tr><td>Boîte en mousse de polystyrène</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Corde</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td></td><td></td>95301601</tr><tr><td>Poids</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Poids pour les combinaisons d’équipement de plongée.</td></tr><tr><td>Réservoir d’eau</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à air</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Pierre à air</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylquinoline&nbsp ;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Kit d’étiquette en élastomère d’implant visible</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Éponge douce</td><td>N/A</td> N<td>/A</td><td></td></tr><tr><td>Panneau PVC</td><td>N/A</td> N<td>/A</td><td>0,3 mm d’épaisseur est facile à utiliser.</td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>N/A</td><td>N/A</td> Une grande boîte de Pétri, <td>telle que 160 mm et 30 mm de profondeur, est pratique pour l’injection de la balise VIE.</td></tr><tr><td>Panneau acrylique transparent</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA lumière filtrée&nbsp ;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>TUYAU PVC</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&OSLASH ; 5 cm</td></tr><tr><td>Feuille imperméable</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>Le film pour le copieur ordinaire.</td></tr><tr><td>Sable</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Caméra</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

méthodes fondamentales pour l&#39;étude de l&#39;écologie reproductive du poisson dans les aquariums

Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Les observations d&#39;élevage en captivité sont précieuses pour révéler des aspects du comportement du poisson et de l&#39;écologie lorsque les recherches continues sur le terrain sont impossibles. Ici, une série de techniques de base sont décrites pour permettre l&#39;observation du comportement reproductif d&#39;un poisson gobiide capturé à l&#39;état sauvage, en tant que modèle, conservé dans un aquarium. La méthode se concentre sur trois étapes: la collecte, le transport et les observations de l&#39;écologie de la reproduction d&#39;un générateur de substrat. Les aspects essentiels de la collecte et du transport de poissons vivants sont (1) la prévention des blessures au poisson, et (2) une acclimatation minutieuse de l&#39;aquarium. Prévenir les dommages causés par des blessures telles que des rayures ou un changement soudain de la pression de l&#39;eau est impératif lors de la collecte de poissons vivants, car tout dommage physique est susceptible d&#39;affecter négativement la survie et le comportement ultérieur du poisson. Une acclimatation minutieuse des aquariums diminue l&#39;incidence de la mort et atténue le choc des transports. Les observations pendant l&#39;élevage en captivité comprennent (1) l&#39;identification des individusDouble poisson et (2) la surveillance des œufs engendrés sans effets négatifs sur le poisson ou les œufs, permettant ainsi une étude détaillée de l&#39;écologie de la reproduction de l&#39;étude. L&#39;injection sous-cutanée d&#39;une étiquette d&#39;élastomère d&#39;implant visible (VIE) est une méthode précise pour l&#39;identification ultérieure de poissons individuels, et elle peut être utilisée avec une large gamme de poissons, avec une influence minimale sur leur survie et leur comportement. Si l&#39;espèce d&#39;étude est un générateur de substrat qui dépose des oeufs adhésifs, un site de nidification artificiel construit à partir d&#39;un tuyau de chlorure de polyvinyle (PVC) avec l&#39;ajout d&#39;une feuille étanche amovible facilitera le comptage et la surveillance des œufs, ce qui réduira l&#39;influence de l&#39;investigateur sur le nid Et le comportement de conservation des œufs du poisson. Bien que cette méthode de base comporte des techniques qui sont rarement mentionnées en détail dans les articles de recherche, elles sont fondamentales pour entreprendre des expériences nécessitant l&#39;élevage captif d&#39;un poisson sauvage.

En suivant les méthodes ci-dessus, 41, 15 et 96 personnes de T. marinae ont été collectées en avril 2014, 2015 et 2016, respectivement, au large d&#39;Amami Oshima, dans la préfecture de Kagoshima, au Japon ( tableau 1 ). Dans chaque cas, 25 (61%), 14 (93%) et 91 (95%) vivaient jusqu&#39;à déposer des œufs dans un aquarium. Comme indiqué dans Fukuda et al . 3 , un seul poisson est mort avant la fin de la période d&#39;observation...

Une série de méthodes de base permettant d&#39;étudier l&#39;écologie reproductive des poissons conservés dans les aquariums sont décrites. Ce sont des protocoles utiles pour la collecte de poissons à l&#39;aide de SCUBA, le transport de poissons vivants et l&#39;observation du comportement reproducteur des poissons sauvages conservés dans les aquariums.

Méthodes fondamentales pour l&#39;étude de l&#39;écologie reproductive du poisson dans les aquariums

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

L'objectif général de cette procédure est d'implanter des marqueurs d'identification chez des poissons vivants sans leur causer de blessure, afin de faciliter diverses études écologiques utilisant des poissons capturés à l'état sauvage en aquarium. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l'écologie comportementale des poissons, telles que la reproduction et le comportement social des poissons. Le principal avantage de cette technique est que nous pouvons mener des expériences sur les poissons sans effet négatif majeur sur leur comportement.Cette section montre comment les poissons sont implantés avec des marques VIE. Si le poisson ne peut pas être maintenu à la main car il est trop petit, construisez une table chirurgicale pour maintenir ces poissons. Commencez par découper une éponge souple en une section de cinq centimètres carrés, haute de 20 à 25 millimètres.Ensuite, découpez une rainure dans l'éponge de cinq à dix millimètres de profondeur et d'une largeur égale à celle du poisson qu'elle accueillera. Puis, découpez un morceau de chlorure de polyvinyle de 0,3 millimètre d'épaisseur afin qu'il s'ajuste précisément au-dessus de l'éponge. Ajoutez ensuite un pli en forme de vallée au PVC, et placez-le dans la rainure centrale.Transférez maintenant l'ensemble dans une boîte de 160 millimètres de diamètre ayant des parois de 30 millimètres de hauteur, puis remplissez la boîte avec de l'eau provenant du réservoir de récupération jusqu'à ce que la plaque en PVC soit complètement immergée. La table chirurgicale est ainsi terminée. Procédez maintenant à l'étiquetage d'un poisson.Pour commencer, choisissez un site d'injection et une couleur d'étiquette. Il est plus sûr d'injecter les régions dorsales ou caudales musclées et épaisses plutôt que l'abdomen, où des organes internes pourraient être perforés. Si l'espèce étudiée est suffisamment grande, huit positions raisonnables s'offriront pour placer une étiquette.Avec une seule couleur d'étiquette et l'utilisation des huit positions, 154 motifs d'identification uniques peuvent être créés. Pour la couleur de l'étiquette, choisissez celle qui contrastera le mieux avec la couleur du corps. Préparez ensuite les étiquettes VIE à l'aide du kit d'étiquetage.Mélangez les matériaux élastomères et chargez-les dans une seringue de trois millimètres munie d'une aiguille de calibre 29. Préparez ensuite deux réservoirs d'eau à utiliser pendant les injections des marqueurs, l'un pour l'anesthésie et l'autre pour la récupération.Utilisez une pierre à air pour assurer une circulation douce de l'eau dans le réservoir de récupération. Pour le réservoir d'anesthésie, préparez un mélange stock à une proportion de un pour un de deux méthylquinoléine et d'éthanol à 99,5 %. Préparez juste assez de solution pour obtenir une concentration de 18 ppm de deux méthylquinoléine dans le réservoir, puis mélangez-la soigneusement dans l'eau du réservoir.Après avoir terminé ces préparations, procédez à l'étiquetage du poisson. Transférez un poisson individuel dans le réservoir d'anesthésie et couvrez le réservoir afin qu'il ne puisse pas s'échapper. Ajustez finement cette étape en fonction de l'espèce.La concentration de l'anesthésique est un facteur important. Attendez jusqu'à ce que le poisson ne réagisse plus aux vibrations de l'eau ni au contact. N'attendez pas que l'opercule cesse de bouger, sinon le poisson courra un risque élevé de décès.Lorsque le poisson est prêt, retirez-le à la main. Utilisez une main habituée à l’eau froide afin que le poisson ne se réchauffe pas trop, ce qui le maintiendra en meilleure forme. Sortez un poisson du réservoir d’anesthésie et effectuez rapidement les mesures physiques.Si un poisson semble se rétablir pendant ce temps, le transférer immédiatement vers le réservoir d'anesthésie. Si le poisson est de petite taille, le placer sur la table chirurgicale, côté ventral vers le bas, dans la rainure en PVC. Si le poisson est très petit, utiliser un microscope binoculaire pour effectuer l'injection.Si le poisson est suffisamment grand pour être tenu à la main, injectez-le en le tenant. Placez maintenant le côté biseauté de l'aiguille vers l'extérieur et le côté pointu vers le poisson. Ensuite, insérez l'aiguille de façon sous-cutanée, plus ou moins parallèlement au corps et très superficiellement, juste sous la peau.Le but ultime est de rendre la puce visible, donc effectuez les ajustements nécessaires. Ensuite, injectez la puce VIE tout en retirant l'aiguille, et arrêtez l'injection avant que la biseau de l'aiguille n'atteigne le point d'entrée. Injecter une zone relativement large sur le poisson facilite l'évaluation du point d'arrêt.Si l'injection ne se déroule pas correctement, vérifiez que l'anesthésie fait effet et que l'aiguille est rapidement insérée à la profondeur appropriée. Une fois l'injection effectuée, transférez immédiatement le poisson dans le bac de récupération. Si la récupération prend plus de deux minutes, agitez doucement l'eau à la main.Une fois que le poisson s'est rétabli, remettez-le dans l'aquarium d'élevage à l'aide d'un filet. Dans l'aquarium d'élevage, ajoutez 10 ppm d'Elbagin pendant trois jours afin de prévenir toute infection des plaies. Si les poissons sont maintenus dans des conditions de faible visibilité, les marques VIE sont plus visibles sous une lumière filtrée en UVA.L'écologie reproductive de Trimma marinae, le gobie nain princesse, a été étudiée à l'aide de marques VIE. Des individus sauvages ont été collectés en mer au large d'Amami Oshima, dans la préfecture de Kagoshima, au Japon, une fois par an. La plupart ont survécu et se sont reproduits environ sept jours après leur capture.Les marques VIE étaient visibles et ont permis l'identification individuelle des Gobies, même s'ils sont assez petits. Le Gobie nain avait tendance à former des couples reproducteurs, entre lesquels la majorité des pontes observées ont eu lieu. Seuls les mâles ont été observés en train de s'occuper des œufs.Les interactions agressives entre les femelles suggèrent que le système d'accouplement monogame pourrait résulter principalement de la surveillance du partenaire. Lorsque les œufs étaient déposés sur une feuille imperméable, ils étaient suffisamment visibles pour être comptés. Après que la feuille eut été retirée, photographiée puis replacée à son emplacement d'origine dans l'aquarium, le mâle s'occupant du nid reprit immédiatement les soins paternels.L'analyse des dénombrements d'œufs a révélé une corrélation positive entre la fécondité des femelles et leur taille corporelle. Aucune différence de succès reproducteur n'a en revanche été observée entre les mâles de tailles différentes. Depuis le développement de cette procédure, nous avons pu réaliser diverses expériences comportementales sur une grande variété de poissons plus facilement et plus précisément que ce que nous permettaient d'autres systèmes d'identification des poissons.

basic-methods-for-the-study-of-reproductive-ecology-of-fish-in-aquaria

Research

Recherche

JoVE Journal

Behavior

Comportement

Ce protocole décrit entretien régulier et des soins afin de maintenir des conditions optimales pour le poisson-zèbre élevage. La vidéo illustre le protocole pour la maintenance du système, le logement, l'alimentation, la reproduction, et l'élevage de larves de poisson zèbre.

Soins et entretien réguliers d&#39;un poisson zèbre (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratoire: An Introduction

L’utilisation d’un système vidéo automatique 3D capable de suivre des individus et des groupes de poissons-zèbres est décrite. À titre d’exemple d’application, nous explorons les effets de l’antagoniste du récepteur NMDA MK-801 sur des bancs de poissons-zèbres.

Utilisation d’un système de suivi 3D automatisé pour enregistrer les individus et les bancs de poissons-zèbres adultes

Une nouvelle méthode pour réduire la variabilité lors de l’exposition des poissons à des drogues est expliquée.  Dans un essai scototaxique clair/foncé, on a constaté que les poissons exposés à divers types d’exposition à l’éthanol présentaient des niveaux d’anxiété modifiés pendant le sevrage.

Une nouvelle méthode de Drug Administration à la sclérose en poisson zèbre ( Danio rerio) Et la quantification de retrait

Dans cet ouvrage, les auteurs décrivent un bioessai aiguë, chronique et multigénérationnelle pour étudier les effets des stresseurs simples et combinés sur le cyprinodonte Turquoise Nothobranchius furzeri. Ce protocole vise à étudier les caractéristiques démographiques (mortalité, croissance, fécondité, poids) et maximum thermique critique.

Protocole pour la toxicité aiguë et chronique écotoxicité Testing de la Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

En utilisant les nouveaux outils de compilation FishSim Animation, nous présentons un protocole pour une manipulation visuelle non invasif de l’information dans le contexte du choix d’un partenaire copie dans sailfin mollies. FishSim Animation Toolchain fournit un cadre facile à utiliser pour la conception, l’animation et la présentation de stimuli poisson animation par ordinateur pour les expériences comportementales poissons vivants.

En utilisant les outils de compilation FishSim Animation pour enquêter sur le comportement du poisson : une étude de cas sur la copie de-choix d’un partenaire en Sailfin Mollies

Dans ce protocole, nous montrent comment se reproduisent les adultes Astyanax mexicanus , élever les larves et effectuer ensemble monture immunohistochimie post larves de poissons pour comparer les phénotypes de surface et cave morphotypes.

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

La fécondation in vitro est une technique couramment utilisée avec une variété d'organismes modèles pour maintenir les populations de laboratoire et produire des embryons synchronisés pour des applications en aval. Ici, nous présentons un protocole qui met en œuvre cette technique pour différentes populations du poisson tétra mexicain, Astyanax mexicanus.

Collection de gamètes et fertilisation in vitro d'Astyanax mexicanus

Un aspect fondamental de l’évaluation du bien-être des animaux en captivité est de se demander si les animaux ont ce qu’ils veulent. Ici, nous présentons un protocole pour déterminer la préférence de logement dans le poisson zèbre (Danio rerio) en ce qui concerne la présence / absence d’enrichissement environnemental et l’accès à l’écoulement de l’eau.

Un protocole normalisé pour les tests de préférence pour évaluer le bien-être des poissons

Cet article décrit les conditions et les protocoles de laboratoire de base pour un régime de température incrémentale afin de stimuler le frai maximal dans le tétra mexicain Astyanax mexicanus,qui est un modèle émergent pour les études développementales et évolutives.

Changements de température progressifs pour la reproduction et le frai maximaux chez Astyanax mexicanus

Cet article décrit deux méthodes rapides et efficaces pour collecter le sperme du petit poisson modèle medaka (Oryzias latipes), ainsi qu’un protocole pour évaluer de manière fiable la qualité du sperme à l’aide de l’analyse assistée par ordinateur du sperme (CASA).

Collecte de sperme et analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes dans le modèle téléostéen japonais Medaka (Oryzias latipes)

Apprenez à implanter des marqueurs VIE dans des poissons vivants pour étudier leur écologie reproductive en aquarium. Cette méthode permet d'observer les comportements sociaux et reproducteurs sans affecter significativement le bien-être des poissons.

Méthodes fondamentales pour l'étude de l'écologie reproductive du poisson dans les aquariums

Explorer plus de vidéos