Feuil sec axée sur la résine photosensible de biocapteurs microfluidiques électrochimiques plate-forme : Fabrication de dispositifs, préparation de dosage sur puce et fonctionnement du système

L’objectif global de cette procédure est d’introduire une plate-forme de biocapteur microfluidique électrochimique polyvalente basée sur une technologie de photorésine à film sec à faible coût, capable de mesurer divers types d’analites en fonction du test lié à des enzymes immobilisées utilisé par la suite. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des tests sur le lieu d’intervention, telles que la quantification de différents médicaments, comme les antibiotiques, ou le diagnostic de diverses maladies telles que le cancer. Le principal avantage de cette technique est que le biocapteur présenté ici est principalement basé sur des matériaux peu coûteux, facile à utiliser et très polyvalent en termes d’application.

La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes liées aux résines photographiques sur film sec sont difficiles à maîtriser car la manipulation nécessite beaucoup de formation et de pratique. La démonstration de l’immobilisation et de la mesure du test sur puce sera assurée par Eva Grether, une étudiante assistante de mon groupe. Pour commencer, coupez un substrat en polyimide ou PI en plaquettes rondes de six pouces.

Ensuite, mettez la plaquette PI dans un four à 120 degrés Celsius, pendant environ une heure pour une cuisson de déshydratation. Pour effectuer la première étape de photolithographie pour le processus de décollage, programmez le codeur de spin sur un temps de rotation de 30 secondes à 3000 tr/min avec une accélération de 2000 tr/min par seconde. Placez la plaquette PI sur le codeur de spin et fixez-la en appliquant un vide.

Démarrez ensuite le programme de codeur de spin et distribuez deux millilitres d’une réserve, ce qui permet le processus de décollage. Retirez la plaquette du codeur de spin et faites cuire la plaquette PI sur une plaque chauffante pendant deux minutes à 100 degrés Celsius. Ajustez à l’œil nu le masque souhaité pour modeler les électrodes sur la plaquette PI et exposez-le à 400 millijoules par centimètre carré de lampes UV.

Placez ensuite la plaquette dans un bol rempli d’un révélateur de réserve assortie sur un agitateur orbital et laissez-la agiter légèrement pendant une minute. Une fois la résine d’accès retirée, utilisez une douche pour rincer la plaquette PI avec de l’eau déminéralisée sur un banc humide, avant de la sécher à l’air comprimé. Ensuite, déposez du platine pour la formation des électrodes en utilisant un processus standard de dépôt physique en phase vapeur pour déposer 200 nanomètres de platine sur la plaquette.

Après avoir placé la plaquette dans un bol, ajoutez le dissolvant correspondant dans le bol et retirez la résistance de décollage, tout en secouant légèrement la plaquette sur un agitateur orbital jusqu’à ce que tout le platine d’accès soit retiré. Après le rinçage et le séchage de la plaquette PI comme précédemment, effectuez la deuxième étape de photolithographie et nettoyez les électrodes comme décrit dans le protocole de texte. Ensuite, passivez les coussinets de contact en platine de la plaquette avec un ruban adhésif sensible aux UV.

Pour ce faire, coupez la feuille en bandes de cinq millimètres de large et 11 centimètres de long et fixez-les à la plaquette, en protégeant les parties à ne pas déposer avec de l’argent. Pour le dépôt d’argent, mettez un bain sonique dans une sorbonne et insérez un récipient de solution d’électrolyte d’argent dans le bain. Réglez le bain sonique à température ambiante et débranchez à 10 %Connectez le contact en vrac des électrodes de référence à une source de courant constant.

Ensuite, connectez la contre-électrode, un fil d’argent immergé dans la solution d’électrolyte d’argent, à la source de courant, à l’aide de câbles de connexion standard. Réglez la source de courant sur DC et sur une densité de courant d’environ 4,5 milliampères par centimètre carré, ce qui donne un taux de dépôt d’argent d’environ 0,3 micron par minute. Démarrez le bain sonique et laissez la source de courant fonctionner pendant 10 minutes.

Après 10 minutes, rincez la gaufrette à l’eau déminéralisée. Pour effectuer la troisième étape de photolithographie, coupez d’abord les couches de résine photosensible du film sec à une taille similaire à celle de la plaquette. Fixez le masque souhaité sur l’unité d’exposition et alignez la couche DFR sur le masque à l’œil nu.

Ensuite, illuminez la réserve avec 250 millijoules par centimètre carré de lumière UV. Retirez la feuille protectrice de la résine photosensible et développez-la pendant environ deux minutes dans une solution de carbonate de sodium à 1 %, à l’aide d’un bain sonique standard, préchauffé à 42 degrés Celsius et à une puissance sonique de 100 %Pour arrêter la réaction immédiatement, agitez la résine pendant une minute dans un bain d’acide chlorhydrique à 1 % sur un agitateur orbital. Rincez et séchez chaque couche DFR comme auparavant.

Pour laminer les couches DFR sur le substrat PI, placez la plaquette PI sur une feuille aérienne transparente et fixez-la à l’aide d’un ruban adhésif standard. Ajustez la couche DFR du canal sur la plaquette PI au microscope à l’aide des structures d’alignement respectives. Pour le laminage, utilisez une plastifieuse à rouleau chaud standard et préchauffez le rouleau supérieur à 100 degrés Celsius et le rouleau inférieur à 60 degrés Celsius.

Réglez la pression à trois bars avec une vitesse d’avancement de 0,3 mètre par minute. Placez la plaquette avec la couche DFR fixe au milieu de la plastifieuse et démarrez-la de manière à ce que la DFR soit poussée à travers la plastifieuse. Répétez l’étape après avoir fait pivoter la plaquette de 180 degrés.

Ensuite, retirez la couche protectrice de la face avant de la couche de canal DFR en plaçant du ruban adhésif standard à une extrémité du DFR et en le tirant vers le haut. Utilisez un distributeur manuel avec des tubes de 0,004 pouce pour distribuer de petites gouttelettes de polytétrafluoroéthylène dissous dans les puits de la couche isolante. Pour sceller la puce microfluidique, laminez la couche de couverture DFR sur la couche de canal comme précédemment.

Ensuite, faites cuire le biocapteur microfluidique en retirant d’abord toutes les feuilles de protection sur le couvercle et les couches DFR arrière. Coupez les biocapteurs en bandes à l’aide d’une paire de ciseaux ordinaire. Enfin, faites sécher les copeaux dans un four à 160 degrés Celsius pendant trois heures.

Pour absorber l’avidine dans la zone d’immobilisation du canal, versez deux microlitres de la solution d’avidine dans l’entrée du biocapteur. Pour s’assurer que le liquide continue à s’arrêter à la barrière pendant toute la durée d’incubation, versez deux microlitres d’eau désionisée à la sortie de la puce. Incuber la puce à 25 degrés Celsius pendant une heure dans un récipient fermé.

Éliminez l’excès de réactifs par l’entrée de la puce en appliquant un vide. Ensuite, lavez le canal avec 50 microlitres de tampon de lavage distribué sur la sortie pendant l’application du vide. Séchez le canal pendant 30 secondes avec le vide.

Bloquer la surface du canal pour empêcher la liaison non spécifique par le titre du tuyau : deux microlitres de solution BSA à 1 % à l’entrée et deux microlitres d’eau déminéralisée à la sortie du canal. Incuber la puce à 25 degrés Celsius pendant une heure dans un récipient fermé avant de retirer les réactifs d’accès et de sécher le canal comme précédemment. Ensuite, incubez des oligos d’ADN marqués à la biotine et six FAM en distribuant deux microlitres d’une concentration de la solution d’ADN à l’entrée et deux microlitres d’eau déminéralisée à la sortie.

Incuber la puce à 25 degrés Celsius pendant 15 minutes dans un récipient fermé avant de retirer les réactifs d’accès et de sécher le canal. Pour immobiliser la glucose oxydase marquée six anticorps FAM, introduisez deux microlitres de la solution d’anticorps à l’entrée et deux microlitres d’eau déminéralisée à la sortie du canal. Encore une fois, incubez les anticorps marqués à 25 degrés Celsius pendant 15 minutes dans un récipient fermé avant de retirer l’excès de réactifs.

Appliquez l’entretoise fluidique PMMA sur le biocapteur et connectez électriquement le biocapteur au potentiostat. Réalisez la connexion fluidique du pousse-seringue avec le biocapteur à l’aide de l’adaptateur fluidique. Démarrez le pousse-seringue manuellement avec un PPS de 0,1 molaire à un débit de 20 microlitres par minute.

Au niveau de l’électrode de travail par rapport à l’électrode de référence sur puce, appliquez 30 cycles d’une tension alternative de 0,8 et 0,05 volts pendant cinq secondes chacun. Ensuite, oxydez l’électrode de travail en appliquant une tension de 0,8 volts pendant 60 secondes. Pour démarrer la lecture du signal de test, attendez que le signal de courant mesuré se stabilise.

Arrêtez le pousse-seringue et passez le réactif de 0,1 molaire PPS à une solution de glucose de 40 millimolaires avant de démarrer le logiciel sur le contrôleur de la pompe à seringue. Après avoir arrêté automatiquement le débit pendant une, deux ou cinq minutes, le pousse-seringue redémarrera à nouveau le débit. Observez le pic de courants qui en résulte.

Le biocapteur électrochimique contient un seul canal microfluidique avec deux zones distinctes séparées par la barrière d’arrêt hydrophobe. La zone d’immobilisation, où le test est immobilisé par simple absorption des biomolécules et la cellule électrochimique où la lecture ampérométrique du test est effectuée. Pour la lecture ampérométrique du biocapteur, la technique dite d’arrêt du flux est utilisée.

Tout d’abord, un flux constant de glucose, substrat enzymatique, est appliqué. Une fois le signal stabilisé, le flux est arrêté. Pendant la phase d’arrêt, le glucose est converti en peroxyde d’hydrogène et s’accumule dans le canal.

En redémarrant le flux, le peroxyde d’hydrogène est évacué à travers la cellule électrochimique où il est détecté, ce qui entraîne un pic de courant. En fonction de la quantité d’analyte lié, et donc de la quantité de glucose oxydase liée, la hauteur du signal varie, ce qui donne un exemple de courbe d’étalonnage, comme on le voit ici. Une fois maîtrisé, la fabrication du biocapteur peut se faire en environ 10 heures si elle est effectuée correctement.

Alors que le temps d’incubation et de lecture du test dépend du test utilisé, il peut généralement être réalisé en trois heures. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la fabrication sur la préparation du test sur puce et du fonctionnement des biocapteurs électrochimiques à base de résine photosensible. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de s’assurer que toutes les étapes du protocole sont strictement suivies et exécutées avec la plus grande prudence.

En effet, les performances du capteur dépendent fortement du processus de fabrication. Les implications de cette technique s’étendent vers une médecine personnalisée couvrant le diagnostic sur place de différents types de maladies et de médicaments, et facilitant ainsi la thérapie individualisée. N’oubliez pas que travailler avec des solutions d’électrolyte d’argent peut être extrêmement dangereux et que des précautions telles que le port de lunettes de sécurité et de gants appropriés doivent toujours être prises lors de cette procédure.