Name: Maintenir les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Apprenez à maintenir les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia pour la lutte antivectorielle. Ce protocole détaille les conditions optimales de température et d'humidité pour élever ces insectes utilisés dans les programmes de contrôle du dengue.

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Nous reconnaissons Heng Lin Yeap, Chris Paton, Petrina Johnson et Clare Doig pour leur contribution au développement de méthodes d’entretien de notre colonie et trois évaluateurs anonymes pour leurs suggestions qui ont contribué à améliorer le manuscrit. Notre recherche est supporté par un programme de subventions et de bourses à l’AAH de la santé nationale et Conseil de recherches médicales et une traduction accordent du Wellcome Trust. NOMINALE est récipiendaire d’une bourse du programme formation de recherche gouvernement australien.

Sang alimentant des moustiques sur des êtres humains a été approuvé par l’Université de Melbourne le Comité éthique humaine (approbation #: 0723847). Tous les bénévoles fournis a informé consentement écrit.
1. larvaire d’élevage
NOTE : Les moustiques sont maintenus à 26 ± 0,5 ° C et 50-70 % d’humidité relative, avec une photopériode de h (lumière : obscurité) 12:12 pour le protocole d’entretien de cette colonie. Ces conditions sont similaires aux conditions climatiques moyennes à Cairns, en Australie et au sein de la gamme thermique optimale pour la survie de l’Ae. aegypti et développement44,45,46. Des températures élevées peuvent entraîner la perte de Wolbachia infections des colonies de moustiques et devraient être évités47. Nous maintenons au moins 500 individus par population pour réduire au minimum la consanguinité ; maintien des colonies de petite taille peut avoir des conséquences de remise en forme [Ross et coll. inédit]. Dans ces conditions et en supposant une nutrition adéquate, le temps de production moyenne est de 28 jours (voir tableau 1).
<ol><li>Plonger les oeufs sur le substrat dans les bacs (Figure 1 a) contenant 3 L d’eau (l’eau osmosée ou eau du robinet âgés, produite en laissant l’eau du robinet dans des plateaux pour 24 h avant son utilisation), ~ 300 mg de nourriture pour poissons (un écrasé tablet, voir Table des matières) et un quelques grains de levure sèche active pour provoquer l’éclosion48.</li>
	<li>Un jour après l’éclosion, utiliser une pipette de verre pour transférer environ 500 larves à plateaux contenant 4 L d’eau (Figure 1 b), compter à l’aide d’un compteur de clicker. Ajouter deux comprimés de nourriture poisson écrasé à chaque plateau. Si nécessaire, utiliser des contenants de différentes tailles pour l’élevage des larves (Figure 1 a), mais gardez la densité larvaire inférieures à 0,5 larves/mL afin d’éviter la surpopulation.</li>
	<li>Vérifier les plateaux de tous les jours afin que les larves aient suffisamment de nourriture ; Ajouter environ deux comprimés de nourriture pour les plateaux tous les deux jours. Fournir la nourriture ad libitum mais de faire en sorte que 0,5 mg/larve/jour est disponible pendant cette période afin d’assurer un développement est synchrone et la taille du corps est conforme, sinon les résultats des expériences peuvent être confondues (voir résultats représentant).</li>
	<li>Prendre soin d’éviter la suralimentation des larves, particulièrement dans des contenants plus petit élevage avec moins d’eau volume et surface. Si l’eau est trouble ou s’il y a une mortalité larvaire significative, remplacez-le par l’eau douce ; la mortalité doit être négligeable si les larves sont nourries de manière optimale.</li>
</ol>2. adultes qui émergeait
Remarque : Les larves commenceront à se nymphoser cinq jours après l’éclosion si bien nourris et la majorité devrait se transforment en pupes de sept jours après l’éclosion. Adultes débutera émergent environ deux jours après la nymphose si maintenu optimale à 26 ° C (voir Résultats représentant). Le développement larvaire est généralement pas affecté par des infections de Wolbachia si ample alimentaire est offerte23,39,49.
<ol><li>Sept jours après l’éclosion verser tout le contenu du bac à travers une maille fine (pore taille 0,4 mm). Garder l’eau filtrée larvaire pour une utilisation ultérieure dans ovicups (voir la section « Alimentation et Ponte sang »). Inverser le maillage et les tremper dans un récipient en plastique avec 200 mL d’eau pour transférer les pupes. Fournir de la nourriture supplémentaire si toutes les larves restent.</li>
	<li>Préparer les cages de l’émergence de l’adulte (Figure 1) en fournissant les deux tasses de solution de saccharose de 10 % (Figure 1F) et deux coupes d’ouate humide pour éviter la dessiccation (Figure 1E).</li>
	<li>Si les nymphes n’avez pas besoin d’être triés par sexe, placez les conteneurs à couvercle solidaire des nymphes dans la cage et laissez le couvercle légèrement entrouvert pour faire les adultes à émerger dans la cage. Vous pouvez également placer un entonnoir inversé sur le conteneur afin de minimiser la noyade. S’assurer que tous les adultes ont émergé avant d’enlever le conteneur de la cage afin d’éviter la sélection contre les développeurs lents.</li>
</ol>3. nymphe sexage d’allogamie
<ol><li>Si les nymphes avez besoin d’être triés par sexe (par exemple, pour l’allogamie), les pupes de plateaux de larves, déposer et séparer les deux sexes (Figure 2) dans des contenants en plastique (Figure 1 a) avec 200 mL d’eau toutes les 24 h jusqu'à ce que le nombre désiré de chaque sexe a été atteint. Placer les couvercles sur les récipients et les laisser fermé.</li>
	<li>Adultes émergeront dans les récipients ; confirmer leur sexe avant de la lâcher dans des cages (Figure 2). Supprimer n’importe quel adulte sexué incorrectement avec dispositif d’aspiration dans les 24h d’émergence avant qu’ils atteignent la maturité sexuelle. Une fois que les deux sexes ont été confirmés, libérer les adultes dans des cages toutes les 24 h.</li>
	<li>
Pour obtenir de Wolbachia-colonies infectées d’un patrimoine génétique semblable à une population naturelle, croiser en ajoutant Wolbachia-infectés par les femelles des colonies de laboratoire aux cages des mâles non infectés provenant des œufs récoltés par ovitraps dans la zone39, maintenir la densité réglementaire de 500 individus par population.
	<ol>
<li>Répétez l’allogamie au moins trois générations consécutives produire des colonies qui sont similaires génétiquement à la population de zone39au moins de 87,5 %. Critique : Faire en sorte que les deux sexes sont corrects à ce stade (voir étape 3.1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Femelles Ae. aegypti sont généralement réfractaires aux autres insémination dans les heures suivant l’accouplement50. Lorsque le croisement des colonies, laisser les femelles et les mâles à maturité dans des cages séparées pendant deux jours et puis aspirer les femelles dans la cage du mâle à donner une chance égale à tous les hommes.</li>
</ol>4. sang d’alimentation et la ponte
<ol><li>
Attendez au moins trois jours après que la dernière femelle a vu le jour avant le sang d’alimentation afin de permettre suffisamment de temps mûrir. Sang nourrit les femelles dans les deux semaines d’émergence pour prévenir la mortalité excessive, en particulier pour les moustiques avec des infections de Wolbachia qui altèrent la longévité22,24,49. Retirez les tasses de sucre la veille de l’alimentation afin d’améliorer le taux d’alimentation.
	<ol>
<li>Demandez à un volontaire pour insérer leurs avant-bras dans la cage pour permettre les moustiques femelles pour se nourrir. La plupart des femelles devraient se nourrit de réplétion en moins de 5 min, mais pour réduire la sélection contre les mangeoires lentes, laisser l’avant-bras dans la cage pendant 15 minutes, ou jusqu'à ce que toutes les femelles sont engorgées visiblement ; un gant en latex pour protéger la main contre les piqûres d’est facultative mais recommandée.</li>
		<li>Deux jours après le repas de sang, placer deux tasses en plastique contenant de l’eau d’élevage larvaire et bordée d’une bande de papier de verre (Figure 1) (ou papier filtre (Figure 1 H)) dans la cage pour les femmes à pondre des œufs. Partiellement submerger la bande de papier de verre dans l’eau pour le garder humide. Supprimer les autres sources d’eau pour empêcher les femelles de pondre leurs œufs à l’extérieur de la coupe de la ponte. Remarque : l’eau du robinet peut être utilisé dans les tasses, mais l’eau d’élevage larvaire encourage Ponte51,52 et les femelles pondront leurs oeufs plus synchrone.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. oeuf Collection et conditionnement
<ol><li>Les femelles pondront sur du papier de verre juste au-dessus de la ligne de flottaison ; recueillir et remplacer les bandes de papier de verre par jour jusqu'à ce qu’aucuns plus d’oeufs ne sont pondus. Notez que la ponte peut se poursuivre pendant une semaine.</li>
	<li>Le papier de verre partiellement secs bandes en les tamponnant doucement sur une serviette en papier pour 30 s, prenant soin de ne pas pour déloger les oeufs. Ensuite, enroulez les bandes dans une feuille d’essuie-tout sec et placez-le dans un sac de plastique refermable (Figure 1I).</li>
	<li>Vérifiez l’état des œufs sous un microscope à dissection (Figure 3). Si le papier de verre raies sont trop humides, oeufs peuvent éclore avant d’être immergé dans l’eau (Figure 3 b), mais si sèche trop sévèrement, les oeufs peuvent s’effondrer (Figure 3).</li>
	<li>Les oeufs peuvent être mis à couver à tout moment au-delà de collection après trois jours ; éclosent tous les œufs de chaque colonie, recueillis dans l’ensemble de tous les jours, dans le même conteneur d’eau pour s’assurer que la prochaine génération est prélevée d’une grande piscine au hasard des individus.</li>
	<li>Pour le stockage à long terme, conserver les oeufs dans un récipient hermétique à une humidité élevée (> 80 %) à environ 20 ° C. Dans ces conditions, les œufs sans Wolbachia peuvent être stockés pendant plusieurs mois tout en conservant la trappe haute taux53,54.</li>
	<li>Car certaines infections de Wolbachia diminuer la viabilité des oeufs avec âge49,55, éclore les oeufs de Wolbachia-infectés des lignes dans la collection afin d’éviter une mortalité excessive pour la semaine souches. Sang nourrissent les femelles après une semaine si plus de œufs sont nécessaires.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Journée</td>
			<td colspan="3">Étape</td>
		</tr>
<tr>
<td>0</td>
			<td colspan="3">Œufs éclosent</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td colspan="3">Nombre de larves dans des plateaux</td>
		</tr>
<tr>
<td>7</td>
			<td colspan="3">Transfert de larves et pupes de cages de colonie</td>
		</tr>
<tr>
<td>17</td>
			<td colspan="3">Sang se nourrissent des femmes adultes</td>
		</tr>
<tr>
<td>21</td>
			<td colspan="3">Commencer la collecte des œufs</td>
		</tr>
<tr>
<td>25</td>
			<td colspan="3">Terminer la collecte des œufs</td>
		</tr>
<tr>
<td>28</td>
			<td colspan="3">Œufs éclosent</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Vue d’ensemble du calendrier de maintenance Ae. aegypti colonie à 26 ° C. Le moment où le sang féminin-alimentation et de l’éclosion des œufs est flexible, mais longue durée à ces étapes doit être évitées, en particulier pour les moustiques infectés par Wolbachia, afin de minimiser la mortalité. Selon ce calendrier minimise la sélection contre les moustiques qui sont rapides ou lents à élaborer ou à maturité à tous les stades de la vie, à condition que les larves sont nourries de manière optimale.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig1.jpg"> Figure 1 : Équipements utilisés pour l’élevage des Ae. aegypti en laboratoire. (A) les contenants en plastique utilisés pour les oeufs à couver ou d’élevage des larves avec des volumes de 500, 750 et 5 000 mL (de gauche à droite). (B) les plateaux utilisés pour l’élevage des larves à une densité contrôlée, généralement de 500 larves dans 4 litres d’eau. (C) 19,7 L et (D) 3 L cages utilisées pour les adultes de logement. Une densité de 25 adultes ou moins par litre devrait être maintenue afin de fournir suffisamment d’espace. (E) 35 mL tasse avec de la laine de coton humide fourni comme une source d’eau pour les adultes. Coupe de 35 mL (F) avec une solution de saccharose fournie via un cordon ou une mèche dentaire comme une source de sucre. (G–H) Tasses remplies d’eau d’élevage larvaire et bordée d’un substrat de ponte du papier de verre ou papier filtre (G et H, respectivement). (j’ai) fermeture à glissière sac utilisé pour le stockage de bandes de papier de verre ou papier filtre. Taches noires sur papier de verre sont des œufs de moustiques. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig2.jpg"> Figure 2 : Latérale (A) et dorsales (B) vues de nymphes et d’adultes Ae. aegypti (C) démontrant leur dimorphisme sexuel. Les hommes sont positionnés à gauche et à droite dans chaque panneau, les femelles. Lorsque alimenté de façon optimale, les nymphes mâles et femelles sont distinguent par la taille ; les femelles sont plus grandes que les mâles (A) et ont un céphalothorax relativement bulbeux, comparativement aux hommes qui ont des côtés plus plates (B). Adultes de sexe masculin sont facilement distingués des femelles dans toutes les conditions d’élevage, principalement par leurs antennes plumeuses et palpes longs. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig3.jpg"> La figure 3. Oeufs de Ae. aegypti âgés de quatre jours dans des conditions différentes. (A) Intact des œufs sur des bandes de papier de verre maintenus un taux d’humidité élevé (> 80 %), mais sans n’importe quelle humidité visible. Taux d’éclosion devraient être supérieur à 90 % pour le type sauvage Ae. aegypti si maintenu correctement. (B) les œufs qui éclosent avant d’être immergé dans l’eau (éclosion précoce) sont distinguent par un capuchon détaché œuf et la larve visible. Cela indique que la bande de papier de verre a été maintenue trop humide. (C) les oeufs qui sont séchés trop sévèrement risque de s’effondrer et sont bien visibles par leur aspect concave. Si le papier de verre se raidit, cela indique aussi que les oeufs peuvent être trop secs. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Selon le protocole présenté ici pour la maintenance de Wolbachia-infectés Ae. aegypti devraient garantir que les moustiques sains d’une qualité constante sont produites pour des expériences et ouvrir le champ communiqués. Contrairement aux autres protocoles qui donner la priorité à la production de grandes quantités de moustiques (voir référence57), les méthodes sont axés sur la maximisation de leur remise en forme, tant au sein des générations en mettant en place des conditions ...

Les moustiques Aedes aegypti sont chargés de transmettre certains de l’arbovirus plus importants dans le monde, y compris la Zika, dengue et chikungunya1. Ces virus deviennent une menace croissante pour la santé mondiale comme la généralisation de l' Ae. aegypti dans les tropiques continue à s’étendre de2,3,4. Femelles Ae. aegypti préférentiellement se nourrissent de sang humain5 et donc ont tendance à vivre à proximité de l’homme, en particulier dans les zones urbaines où les populations sont plus denses. Grâce à cette étroite association avec les humains, ils se sont également adaptés pour se reproduire dans des habitats artificiels, y compris les pneus, les pots, les gouttières et les eau réservoirs6,7. AE. aegypti aussi facilement s’adapter à des environnements de laboratoire où elles peuvent être maintenues sans toute exigence particulière après recueillie directement dans le champ, à la différence d’autres espèces dans le genre Aedes la8, 9,10. Leur facilité d’entretien les a vus a étudié largement au laboratoire dans un large éventail de domaines, en fin de compte visant à contrôler les moustiques maladies peut-être transmettre.
Traditionnellement, les arbovirus contrôle s’appuie fortement sur l’utilisation d’insecticides pour réduire les populations de moustiques. Cependant, il y a un intérêt croissant dans les approches où les moustiques modifiés sont élevés en laboratoire et ensuite rejetés dans les populations naturelles. Libéré de moustiques peuvent être modifiés génétiquement11,12,13, biologiquement14,15, par irradiation16, traitement chimique17,18, ou pour l’ensemble des techniques de19 pour réprimer les populations de moustiques ou remplacez-les par des moustiques qui sont réfractaires à arbovirus transmission20.
Wolbachia sont des bactéries qui sont actuellement utilisés comme agent de lutte biologique pour les arbovirus. Plusieurs souches de Wolbachia ont été récemment introduits dans Ae. aegypti expérimentalement à l’aide de microinjection embryonnaires21,22,23,24. Ces souches réduisent la capacité des arbovirus à diffuser et à reproduire dans le moustique, diminuant leur transmission potentielle23,25,26,27,28 . Les infections de Wolbachia sont transmises de la mère à la progéniture, mais certaines souches induisent la stérilité, lorsque les hommes infectés s’accoupler avec les femelles infectées22. Wolbachia-mâles infectés peuvent donc être libérés en grande quantité pour réprimer les populations de moustiques naturels, comme l’a récemment démontrées à l’autre de15,espèces Aedes 29. Toutefois, étant donné que Wolbachia aussi inhiber la transmission arbovirue dans Ae. aegypti, moustiques peuvent être libérés pour remplacer les populations indigènes par les vecteurs les plus pauvres. Ae. aegypti infectés expérimentalement par Wolbachia sont maintenant libérés sur le terrain dans plusieurs pays à l’aide de cette dernière approche14,30,31.
Wolbachia-approches basées pour contrôle arboviru reposent sur une bonne compréhension des interactions entre le Wolbachia, les moustiques et l’environnement. Wolbachia sont présents naturellement dans un large éventail d’insectes, et les souches introduites dans les moustiques sont variés dans leurs effets32. Nouveaux types d’infection de Wolbachia sont introduit dans Ae. aegypti24, il est nécessaire de caractériser chaque souche pour leurs effets sur l’aptitude de moustique, de reproduction et de brouillage arboviru dans un éventail de conditions. Une expérimentation rigoureuse en laboratoire est donc nécessaire d’évaluer le potentiel des souches de Wolbachia réussir dans le domaine.
Rejets de plein champ de Ae. aegypti et les infections de Wolbachia peuvent souvent nécessiter des milliers, des dizaines de milliers de moustiques par zone de libération à être élevés chaque semaine14,30,31. Le succès des versions initiales peuvent être amélioré en libérant des moustiques d’une grande taille afin de maximiser leur fécondité33 et accouplement succès34,35. Les moustiques doivent également être adaptées aux conditions qu'ils vivront dans le champ, élevage de laboratoire cependant à long terme peut causer des changements dans le comportement et la physiologie qui pourrait avoir une incidence champ performance36,37, 38.
Les auteurs décrivent un protocole simple pour l’élevage des Ae. aegypti en laboratoire au moyen de l’équipement de base. Ce protocole est convenable pour les deux sauvage et Wolbachia-infectée de moustiques, laquelle peut nécessitent une attention particulière, comme certaines souches de Wolbachia ont des effets importants sur les moustiques démographiques caractéristiques39, 40. les conditions d’élevage éviter le surpeuplement et la compétition pour la nourriture produire des moustiques d’une taille cohérente, qui est cruciale pour la compétence vectorielle et expériences de remise en forme et veille à ce que les moustiques sont sains pour la libération de champ41 . Nous avons également prendre des précautions pour minimiser l’adaptation de laboratoire et d’endogamie en réduisant les pressions sélectives et veiller à ce que la prochaine génération est prélevé dans une grande piscine au hasard. Cependant, des environnements de laboratoire sont distinctement différentes de conditions sur le terrain, et une maintenance à long terme dans des conditions détendues pourrait réduire l’aptitude des moustiques leur libération dans la zone37,,42,43 . Nous traversons donc femelles de lignes laboratoire récoltés sur le terrain des mâles périodiquement, résultant dans les colonies qui sont génétiquement similaires pour les comparaisons expérimentales et qui sont adaptés à la population de zone cible39. Les méthodes ne requièrent pas de n’importe quel équipement spécialisé et peuvent évoluer vers le haut à l’arrière des dizaines de milliers de personnes par semaine pour les rejets de champ. Le protocole a aussi priorise l’aptitude des moustiques dans et entre les générations, une considération importante pour les insectes destinés à la mise en place dans les populations naturelles. Le protocole est adapté pour la plupart des laboratoires nécessitant une maintenance d' Ae. aegypti, en particulier pour les comparaisons expérimentales où la qualité uniforme de moustiques et narrabilité sur le terrain sont importantes.

<table><tbody><tr><td>Type sauvage Aedes aegypti</td><td></td><td></td><td>Collecté sur le terrain dans le Queensland, en Australie, voir Yeap et al.39 pour plus de détails</td></tr><tr><td>w Infecté par Mel Aedes aegypti</td><td></td><td></td><td>Fourni par l’Université Monash. Reportez-vous à Walker et al.23 pour plus d’informations sur la souche</td></tr> <tr><td>w infectée par AlbB Aedes aegypti</td><td></td><td></td><td>Fourni par l’Université Monash. Reportez-vous à Xi et al.21 pour plus d’informations sur la souche</td></tr> <tr><td>w infectée par MelPop Aedes aegypti</td><td></td><td></td><td>Fourni par l’Université Monash. Pour plus d’informations sur la souche de levure séchée instantanée Lowan Lowan Stimule l’éclosion des œufs, reportez-vous à McMeniman et al.<22/sup></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> On le trouve dans les épiceries générales. D’autres marques peuvent être utilisées</td></tr><tr><td>Bac en plastique de 5 L</td><td>Quadrant</td><td>Q110950</td><td>Utilisé pour l’éclosion et l’élevage des larves. D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Nourriture pour poissons (comprimés tropicaux Tetramin)</td><td>Tetra</td><td>16152</td><td>Fourni aux larves comme source de nourriture. Adresse Web : https://www.amazon.com/Tetra-16152-TetraMin-Tropical-10-93-Ounce/dp/B00025Z6SE</td></tr><tr><td>Récipients</td><td></td><td></td> en plastique <td>utilisés pour l’élevage des larves. Tout récipient en plastique de plus de 500 ml doit être approprié</td></tr><tr>.<td>Pipette</td><td></td><td></td> en verre <td>utilisée pour le transfert de larves et de pupes entre les récipients. Adresse Web : https://www.aliexpress.com/item/10Pcs-Durable-Long-Glass-Experiment-Medical-Pipette-Dropper-Transfer-Pipette-Lab-Supplies-With-Red-Rubber-Cap/32704471109.html?spm=2114.40010308.4.2.py4Kez</td></tr><tr><td>Compteur de clics</td><td>RS Pro</td><td>710-5212</td><td>Utilisé pour aider au comptage des larves, des pupes et des œufs. Adresse web : http://au.rs-online.com/web/p/products/7105212/?grossPrice=Y</td></tr><tr><td>Plateaux d’élevage</td><td>Gratnells</td><td></td><td>Utilisés pour l’élevage des larves. Adresse Web : http://www.gratnells.com</td></tr><tr><td>Maille</td><td></td><td></td> de nylon <td>Utilisée pour transférer les larves et les pupes dans des récipients d’eau douce. D’autres marques peuvent être utilisées. Adresse Web : https://www.spotlightstores.com/fabrics-yarn/specialty-apparel-fabrics/nettings-tulles/nylon-netting/p/BP80046941001-white</td></tr><tr><td>Cages</td><td>BugDorm</td><td>DP1000</td><td>Abrite des moustiques adultes. D’autres produits peuvent être utilisés. Adresse Web :</td></tr><tr><td>Gobelet en plastique http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html 35 mL</td><td>Huhtamaki</td><td>AA272225</td><td>Utilisé pour fournir de l’eau ou du saccharose aux moustiques adultes. D’autres marques peuvent être utilisées</td></tr><tr><td>Couvercle de tasse en plastique de 35 ml</td><td>Huhtamaki</td><td>GB030005</td><td>Utilisé pour fournir du saccharose aux moustiques adultes. D’autres marques peuvent être utilisées</td></tr><tr><td>Coton</td><td>Cutisoft</td><td>71841-13</td> Le <td>coton humide est fourni comme source d’eau aux adultes. D’autres marques peuvent être utilisées</td></tr><tr><td>Sucre</td><td></td><td></td> blanc <td>fourni comme source de sucre aux moustiques adultes. Trouvé dans les épiceries générales</td></tr><tr><td>Corde</td><td>M Recht Accessoires</td><td>C323C/W</td><td>Utilisé pour fournir une solution de saccharose aux adultes. D’autres marques peuvent être utilisées. Adresse Web : https://mrecht.com.au/haberdashery/braids-cords-and-tapes/cords/plaited-cord/cotton/</td></tr> <tr><td>Gobelet en plastique (grand)</td><td></td><td></td><td>Utilisé comme récipient de ponte. Tout gobelet en plastique contenant 100 ml d’eau doit être un</td></tr><tr><td>papier de verre</td><td></td> approprié <td>CE015962</td><td>fourni comme substrat de ponte. Des produits alternatifs peuvent être utilisés, mais nous utilisons cette marque car elle est relativement inodore. Des couleurs plus claires sont utilisées pour contraster avec les œufs. Adresse Web : https://www.bolt.com.au/115mm-36m-master-painters-bulk-roll-p80-medium-p-9396.html</td></tr><tr><td>Papier filtre</td><td>Whatman</td><td>1001-150</td><td>Utilisé comme substrat de ponte alternatif. D’autres marques peuvent être utilisées</td></tr><tr><td>Gants en latex</td><td>SemperGuard</td><td>Z560979</td><td>Prévient les piqûres de moustiques sur les mains lors de l’alimentation par sang. D’autres marques peuvent être utilisées. Adresse Web : http://www.sempermed.com/en/products/detail/semperguardR_latex_puderfrei_innercoated/</td></tr></tbody></table>

maintenir les moustiques aedes aegypti infectés par wolbachia

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Les moustiques Aedes aegypti infectés expérimentalement par Wolbachia sont utilisés dans des programmes pour lutter contre la propagation des arbovirus telles que la dengue, chikungunya et Zika. Wolbachia-moustiques infectés peuvent être rejetées dans le champ soit réduire la taille des populations par le biais de croisements incompatibles ou de transformer les populations de moustiques qui sont réfractaires à la transmission du virus. Pour ces stratégies réussir, les moustiques libérées dans le domaine du laboratoire doivent être compétitives avec les moustiques indigènes. Cependant, maintenir les moustiques en laboratoire peut entraîner consanguinité, dérive génétique et l’adaptation de laboratoire qui peut réduire leur aptitude dans le domaine et peut-être entraîner des résultats d’expériences. Pour tester la pertinence des différentes infections de Wolbachia pour le déploiement sur le terrain, il est nécessaire de maintenir des moustiques dans un environnement de laboratoire contrôlées à travers plusieurs générations. Les auteurs décrivent un protocole simple pour maintenir les moustiques de l’Ae. aegypti dans le laboratoire, qui convient à la fois Wolbachia-moustiques infectés et sauvage. Les méthodes minimiser l’adaptation de laboratoire et mettre en œuvre les croisements pour améliorer la pertinence des expériences aux moustiques de champ. En outre, les colonies sont maintenus dans des conditions optimales afin de maximiser leur ADEQUATION a communiqués de plein champ.

Figure 4 illustre les effets de la nutrition sous-optimaux sur le développement des larves de Ae. aegypti . Quand conteneurs sont équipés de 0,25 mg de nourriture par larves par jour ou moins, le temps de développement augmente pour les mâles et les femelles, et est moins synchrone que dans des contenants fournie avec 0,5 mg de nourriture. Si une alimentation adéquate n’est pas fournie pendant toute la durée du développement larvaire, cela pourrait a...

Les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia sont libérés dans les populations naturelles de supprimer la transmission des arbovirus. Nous décrivons des méthodes arrière Ae. aegypti Wolbachia infections en laboratoire pour des expériences et sortie de terrain, prendre des précautions pour réduire au minimum la sélection et l’adaptation de laboratoire.

Maintenir les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

L'objectif général de ce protocole est de décrire le maintien de moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia. Ces moustiques sont relâchés dans le monde entier afin de réduire la transmission de la dengue et d'autres virus. Notre protocole d'élevage des moustiques Aedes aegypti peut être utilisé par tous les chercheurs intéressés par l'utilisation de moustiques dans des expériences ou des programmes de lutte contre les maladies.Cette méthode peut également être utilisée pour l'élevage de moustiques génétiquement modifiés dans le cadre de programmes de contrôle des populations de moustiques, notamment ceux qui impliquent la libération d'insectes stériles. Les principes mis en œuvre dans cette approche peuvent également s'appliquer à l'élevage d'autres espèces de vecteurs de maladies. Pour ce protocole, maintenir les moustiques à environ 26 degrés Celsius et à une humidité relative de 50 à 70 %, avec une photopériode équatoriale.S'ils sont élevés à des températures plus élevées, les infections par Wolbachia pourraient être perdues ; par conséquent, ne surchauffez pas les colonies. Maintenez environ 500 moustiques par population afin de minimiser les accouplements consanguins. L'u

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Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Cette vidéo décrit un procédé de purification Wolbachia pipientis partir d'une ligne de cellules Anopheles gambiae et la culture de la endosymbiote dans la cellule sans moyen. Un test pour la viabilité de la bactérie est démontrée.

Le maintien de Wolbachia dans la cellule sans moyen

Pour parvenir à la suppression de la population d’Aedes aegypti à l’aide du système RIDL® (Libération d’insectes porteurs d’une létalité dominante), un grand nombre de moustiques mâles doivent être relâchés. Cela nécessite l’utilisation de techniques et de technologies d’élevage en masse pour fournir des systèmes fiables permettant d’obtenir le maximum de moustiques mâles de haute qualité.

Production en masse d’Aedes aegypti génétiquement modifié pour les disséminations sur le terrain au Brésil

Le protocole présenté peut déterminer la compétence vectorielle des populations de moustiques Aedes aegypti pour un virus donné, tel que Zika, dans un contexte de confinement.

Analyses de compétence vectorielle sur les moustiques Aedes aegypti utilisant le virus Zika

Décrit est une méthode permettant de gagner du temps et de l’espace pour compter les œufs et déterminer les taux d’éclosion des moustiques individuels à l’aide de 24 plaques de culture tissulaire dans les puits, ce qui peut augmenter considérablement l’échelle et la vitesse des essais de fécondité et de fertilité.

Amélioration de la fécondité et de la fertilité pour Aedes aegypti à l’aide de 24 plaques de culture tissulaire de puits (plaques EAgaL)

Ce protocole décrit les procédures de micro-injection pour les embryons de Culex quinquefasciatus qui sont optimisées pour fonctionner avec les outils d’édition de gènes CRISPR/Cas9. Cette technique peut générer efficacement des mutations germinales héréditaires spécifiques au site qui peuvent être utilisées pour construire des technologies génétiques dans ce vecteur de maladie peu étudié.

Techniques de microinjection embryonnaire pour une mutagénèse efficace spécifique au site chez Culex quinquefasciatus

Un protocole pour la culture du parasite microsporidien Edhazardia aedis. Le parasite est transmis d’une génération de moustiques Aedes aegypti à l’autre par transfert horizontal au stade larvaire suivi d’une transmission verticale au stade adulte. Les sporoplasmes vivants survivent à long terme dans les œufs infectés.

Propagation du parasite microsporidien Edhazardia aedis chez les moustiques Aedes aegypti

La technique de l’insecte stérile (TS) est utilisée pour contrôler des populations de moustiques spécifiques et importantes sur le plan médical qui peuvent être résistantes aux contrôles chimiques. Ici, nous décrivons une méthode d’élevage de masse et de préparation de moustiques mâles stériles pour la libération dans le cadre d’un programme SIT opérationnel ciblant le moustique Aedes aegypti .

Préparation de moustiques mâles Aedes aegypti irradiés et marqués en vue de leur libération dans le cadre d’un programme opérationnel de techniques d’insectes stériles

Nous présentons ici un protocole pour étudier la compétitivité d’accouplement du mâle Aedes aegypti en utilisant un colorant fluorescent comme marqueur. Les moustiques femelles sont exposées à des mâles marqués et non marqués pour la copulation. Après l’accouplement, leurs spermathèques sont examinées au microscope à fluorescence pour déterminer leur partenaire d’accouplement.

Utilisation du colorant fluorescent, Rhodamine B, pour étudier la compétitivité de l’accouplement chez les moustiques mâles Aedes aegypti

Quatre méthodes ont été utilisées pour détecter les Wolbachia intracellulaires, qui se complétaient et amélioraient la précision de la détection de l’infection à Wolbachia de aa23 dérivé d’Aedes albopictus et de l’Aa23-T guéris de l’infection native de Wolbachia à l’aide d’antibiotiques.

Détection de la souche wAlbB de Wolbachia dans les lignées cellulaires d’Aedes albopictus

Le présent protocole décrit comment mesurer les données des paramètres de vie communs chez les moustiques Aedes aegypti , y compris la fécondité, la taille des ailes, la fertilité, le rapport des sexes, la viabilité, les temps de développement, la contribution des mâles et la longévité des adultes. Ces mesures peuvent être utilisées pour évaluer la valeur adaptative des moustiques transgéniques.

Quantification des coûts de la condition physique chez les moustiques transgéniques Aedes aegypti

Les lignées cellulaires sont utiles dans les études sur les organismes intracellulaires qui ne peuvent pas être cultivés en dehors de leurs cellules hôtes. Bien que les lignées infectées par Wolbachia aient permis de nombreuses découvertes, l’hétérogénéité au sein de ces lignées peut conduire à des résultats expérimentaux variables. Nous présentons un protocole pour générer des clones unicellulaires et des cultures continues à partir de cellules JW18 infectées par Wolbachia.

Génération de cultures monoclonales à partir de la lignée cellulaire de Drosophila melanogaster JW18 infectée par Wolbachia

Apprenez à maintenir les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia pour la lutte antivectorielle. Ce protocole détaille les conditions optimales de température et d'humidité pour élever ces insectes utilisés dans les programmes de contrôle du dengue.

Maintenir les moustiques Aedes aegypti infectés par Wolbachia

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