Name: Mesurer les variations In Vivo des neurotransmetteurs extracellulaires pendant naturellement récompenser les comportements chez les femelles Hamsters syriens (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 23 s
Description: Découvrez l'enregistrement amperométrique pour mesurer la libération de dopamine et de glutamate chez des hamsters femelles éveillés pendant les comportements sexuels. Cette technique offre une haute résolution temporelle pour étudier la neurobiologie comportementale.

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Les auteurs tiens à remercier premier cycle Daniel Korus pour son aide à l’exécution du code Matlab et premier cycle Alex Boettcher pour son aide en exécutant les expériences comportementales. Ce projet est soutenu par NSF IOS 1256799 à R.L.M. et par le National Institute on Drug Abuse de la National Institutes of Health, sous attribution numéro T32DA007234.

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Bien que relativement simple, certains problèmes peuvent survenir lorsque vous utilisez cette technique. Tout d’abord, le placement stéréotaxique des sondes doit être précis : contrairement à la microdialyse qui échantillonne un rayon plus large du milieu extracellulaire qui entoure la sonde, cette technique ne permet la mesure d’un neurotransmetteur qui entre en contact direct avec la sonde. Deuxièmement, dans le cas de l’enregistrement de la fibre de carbone, en raison de la faible largeur de fibre, rupture peut se pro...

La capacité de mesurer la libération des neurotransmetteurs chez les animaux de se comporter éveillé permet aux chercheurs de comportements spécifiques avec des modèles spatiaux et temporels de la neurotransmission, un outil puissant pour étudier les mécanismes et circuits qui sous-tend tous les deux un lien naturel et les comportements opérant en temps réel. Historiquement, microdialyse a été utilisée pour mesurer les substances électriquement réactifs et non réactifs dans le milieu extracellulaire du cerveau1. Cette technique utilise un flux continu d’une solution aqueuse de composition ionique semblable au liquide extracellulaire, au moyen d’une sonde de microdialyse composée d’un petit arbre avec une pointe de membrane semi-perméable fibre creuse2. Après l’insertion de la sonde, les neurotransmetteurs ou autres analytes d’intérêt peuvent traverser la membrane semi-perméable par diffusion passive avant sont recueillis à des intervalles pour une analyse ultérieure par chromatographie liquide à haute performance (HPLC), un chimie analytique technique communément utilisée pour séparer, identifier et quantifier les composants d’un mélange hétérogène de3.
Bien que la microdialyse est une technique sensible qui peut être utilisée pour mesurer pratiquement n’importe quelle analyte d’intérêt, la résolution temporelle est faible, avec des fréquences d’échantillonnage maximale de l’ordre de minutes à quelques dizaines de minutes1,2. L’invention de la voltampérométrie cyclique de balayage rapide (FSCV), une technique qui s’appuie sur le potentiel d’oxydo-réduction des espèces électroactives, peut élucider près de concentrations instantanées de l’analyte d’intérêt dans le liquide extracellulaire. En bref (voir Robinson et al. 4 pour un examen approfondi), une électrode est appliquée pour soulever et abaisser la tension d’une manière vague triangulaire sur une échelle de temps rapide4. Lorsque la tension est dans la plage correcte, le composé d’intérêt est à plusieurs reprises oxydé et réduit. Cette oxydation et réduction se traduit par un mouvement d’électrons qui crée un petit courant alternatif. Analyse des taux aura lieu sur l’échelle de seconde avec l’oxydation et de réduction des composés qui se produisent en microsecondes. En soustrayant l’arrière-plan actuel créé par la sonde de courant qui en résulte, on peut générer une tension vs actuelle parcelle unique pour chaque composé. Étant donné que l’échelle de temps des oscillations tension est connue, ces données peuvent servir à calculer une parcelle du courant en fonction du temps. Ainsi, les concentrations relatives de ce composé peuvent être déterminées tant que le nombre d’électrons transférés dans chaque oxydation et la réaction de réduction est connue4.
Cette spécificité chimique et une haute résolution temporelle faire FSCV une technique puissante pour la détection de modification chimique concentration in vivo. Cependant, malgré ces multiples avantages, cette technique requiert une grande expertise technique et des équipements coûteux et le programme d’installation. En outre, nonelectroactive neurotransmetteurs (p. ex., glutamate) ne peuvent être mesurées à l’aide de cette technique. Heureusement, les progrès technologiques dans le domaine de l’électrochimie5, ainsi que la commercialisation de ces inventions, a introduit une approche relativement simple de mesurer non-polymères électroactifs neurotransmetteurs chez les animaux éveillés de comportement anormal sans compromettre la technique temporelle de précision-a connu comme la technologie des biocapteurs enzymatiques. Cette technique utilise la conversion enzymatique du neurotransmetteur nonelectroactive d’intérêt dans les deux substrats, dont une est électroactifs de peroxyde d’hydrogène qui est détecté comme un courant d’oxydation ampérométrique généré par un potentiel appliqué5 . Sondes de biocapteur disponible dans le commerce (voir Figure 1) mesurent sélectivement analytes d’intérêt en competitivement réduisant la contribution des interférences endogènes. Dans le cas de glutamate, la contribution de la commune interferent l’acide ascorbique (AA) est compétitif réduite au courant mesuré en localisant co oxydase AA sur la surface active enzymatique du capteur, conversion AA non-polymères électroactifs déhydroascorbate et l’eau. En outre, une couche de polymère chargée négativement Nafion présente sous la couche de l’enzyme exclut les composés anioniques endogènes.
Ce même montage expérimental de biocapteur peut mesurer électroactifs neurotransmetteurs comme FSCV, mais au lieu de cela, il emploie un enregistrement potentiel fixe6. Contrairement à la tension oscillante appliquée dans FSCV, dans un enregistrement potentiel fixe la tension est maintenue à l’oxydo-réduction potentielle pour l’analyte d’intérêt. Bien qu’il soit moins chimiquement sélectif que FSCV car plusieurs neurotransmetteurs peuvent avoir le même potentiel, de redox dans les zones cérébrales qui majoritairement incliner vers un neurotransmetteur, la nature de la clé de cette approche l’emporte sur l’absence de produit chimique spécificité.
La possibilité de mesurer des polymères électroactifs et nonelectroactive libération des neurotransmetteurs en temps quasi réel et liez-le à certains événements comportements fournit l’occasion d’examiner la libération des neurotransmetteurs convergentes. Ce manuscrit détaille l’utilisation de ce système d’interroger la neurotransmission de la dopamine et du glutamate en réponse à la récompense naturelle chez les hamsters se comporter éveillés. Le but du présent document est de détailler le processus de mesure de cette libération des neurotransmetteurs durant le comportement sexuel chez les hamsters femelles, dans le but de démontrer la faisabilité à l’examen des autres comportements et paradigmes expérimentaux.
Les hamsters sont un modèle idéal pour une utilisation dans les enregistrements électrochimiques Historiquement, modèles de rat et de souris ont été utilisés dans l’étude du comportement sexuel. Ces espèces de rongeurs se livrer à une séquence de copulation dynamique, impliquant de nombreux comportements féminin invitation qui incluent hopping, s’élançant et oreille remuant pour attirer le mâle pour chasser et finalement monter la femelle7. Le montage par le mâle (avec ou sans pénétration vaginale) dure seulement quelques secondes, pendant laquelle la femelle s’engage dans sa posture de comportement sexuel (appelée lordose) également seulement pendant quelques secondes avant de reprendre les comportements de sollicitation active. Ce modèle de comportement, composé de niveaux élevés d’activité entrecoupées de courtes périodes d’immobilité, est problématique pour la mesure de la neurotransmission dans le comportement des animaux. Tout d’abord, on peut artefacts de mouvement dans les enregistrements ampérométrique non liés à l’activité neurale. Deuxièmement, la locomotion est associée à la libération de neurotransmetteurs particuliers dans certaines régions du cerveau. Par exemple, la libération de dopamine a été couplée à l’activité locomotrice dans le striatum dorsal et ventral8,9, une constatation qui ont formé la base pour les mesures de la microdialyse de dopamine après psychostimulant administration,10. Parce que les comportements de sollicitation femelle typique MOSt rongeurs impliquent des niveaux élevés de l’activité locomotrice et sont représentés par la majeure partie d’un test de comportement sexuel de 10 minutes, ce qui rend difficile d’attribuer les changements dans la neurotransmission aux composantes du comportement sexuel explicites qui collectivement durent seulement minutes.
Pour analyser le profil neurochimique du comportement sexuel féminin, ce laboratoire chercha une espèce dans laquelle il y a une activité locomotrice minimale accompagnant le comportement sexuel. La séquence de copulation chez le hamster syrien (Mesocricetus auratus) est idéale pour les enregistrements neurochimiques en raison de l’absence de comportements de sollicitation généralement vu chez les rats et les souris11. En conséquence, hamsters femelles vont entrer et pour gérer la posture de la lordose pour plus de 9 minutes sur 10 minutes essais session12. Avec l’absence de mouvements locomoteurs étrangères par la femelle, en vivo électrochimiques enregistrements qui peuvent être associés aux éléments d’interactions sexuelles avec le mâle peuvent être obtenus.
Combats de copulation chez les hamsters Après l’introduction d’un animal mâle stimulus dans la chambre d’essai, le mâle engagera au départ dans l’enquête d’ano-génitales (IA) de la femelle avant de monter le son (Figure 2A). Afin que le mâle à la monter, la femelle doit assumer une posture sexuelle réceptive appelée lordose, dans laquelle elle arches son dos et dévie vers sa queue, afin que le mâle de montage peut accéder du pénis dans son vagin. Le mâle va monter la femelle, étreignant son arrière-train avec deux pattes (Figure 2B) et commencer à chevauchement pour tenter de gagner l’intromission du pénis (Figure 2C). Le mâle va monter la femelle (sans insertion) ainsi qu’intromit un certain nombre de fois avant d’atteindre finalement l’éjaculation. Cette séquence de montures et intromissions conduisant à l’éjaculation est appelée un « bout de copulation ». Les hommes auront plusieurs épisodes copulateurs dans une seule session.

<table><tbody><tr><td>Nembutal</td><td>Oak Pharmaceuticals Inc.</td><td>76478-501-50</td><td>Pentobarbital sodique injectable, USP. Ce laboratoire utilise 8,5 mg/100 g de poids corporel, injecté par voie intrapérotive.</td></tr><tr><td>Analgésique Loxicom&nbsp ;</td><td>Norbrook Laboratories&nbsp ;</td><td>6451603670</td><td>anti-inflammatoire et analgésique AINS utilisé pour le contrôle de la douleur postopératoire. Générique : méloxicam.</td></tr><tr><td>Antibiotique Enroflox&nbsp ;</td><td>Norbrook Laboratories&nbsp ;</td><td>5552915411</td><td>Antibiotique fluoroquinolone pour la prévention des infections postopératoires. Générique : Enrofloxacine.</td></tr><tr><td>Beuthanasie-D&nbsp ;</td><td>Merck Santé animale</td><td>00061047305</td><td>Pentobarbital sodique, Phénytoïne sodique Agent d’euthanasie.</td></tr><tr><td>Vis à os</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>8111-16</td><td>Vis à os de 1/8 po (paquet de 16) utilisée pour fixer la calotte crânienne au crâne.</td></tr><tr><td>Acrylique dentaire (Bosworth Duz-All)</td><td>Bosworth&nbsp ;</td><td>166261C&nbsp ;</td><td>L’acrylique dentaire autopolymérisable est utilisé dans la construction d’une calotte crânienne pour fixer une canule et un support de tête au crâne.</td></tr><tr><td>Configuration matérielle du biocapteur&nbsp ;</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>8400-K2</td><td>Pinnacle propose des kits de matériel complets pour les nouveaux utilisateurs de notre système de biocapteurs captifs captifs pour rats. Les kits comprennent un commutateur, un préamplificateur et un système de conditionnement et d’acquisition de données</td></tr><tr><td>Ensemble d’ordinateur vidéo de base</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>9000-K1</td><td>L’ensemble de l’ordinateur de base comprend un ordinateur préconfiguré avec un grand espace de stockage sur disque dur, un moniteur haute définition, un clavier et une souris, une alimentation sans coupure et tous les câbles nécessaires.</td></tr><tr><td>Caméra vidéo EQ700 EverFocus Package</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>&nbsp ; 9000-K10&nbsp ;</td><td>La caméra boîtier EQ700 capable de vision nocturne avec source IR indépendante a été obtenue dans le cadre du package d’ordinateur vidéo Pinnacle. Des options de caméra dôme (9000-K9) et de caméra HD (9000-K11) sont également disponibles.</td></tr><tr><td>Logiciel d’acquisition de Sirenia</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>Gratuit--disponible en téléchargement sur pinnaclet.com</td><td>Sirenia. Acquisition fournit une plate-forme unique pour l’enregistrement de données à partir de n’importe quel système matériel Pinnacle. Le logiciel propose la synchronisation de tous les flux de données, des paramètres configurables par l’utilisateur, la consolidation des données et de multiples options d’exportation. En outre, le logiciel comprend des modules d’examen et d’analyse de base pour les enregistrements de biocapteurs. Sirenia&nbsp ; Fournit un logiciel LL-in-One gratuit, idéal pour l’acquisition et l’examen des données.</td></tr><tr><td>Rat attaché&nbsp ; in vitro&nbsp ; kit d’étalonnage</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>7000-K2-T-BAS&nbsp ;</td><td>Afin de relier les changements de courant mesurés par un biocapteur aux changements réels de la concentration de l’analyte, il est nécessaire d’étalonner le biocapteur avant de l’implanter dans l’animal. Le processus confirme également l’intégrité et la sélectivité des capteurs. Le kit d’étalonnage comprend un bécher à chemise de 20 ml (#7058), une barre d’agitation magnétique de 1/2 » par 1/8 » (#7059), une pince à angle droit (#7056), une pince à réglage unique à 2 broches (#7055), un préampli d’étalonnage à 4 canaux (#7053) et un support d’étalonnage (#7051).&nbsp ;</td></tr><tr><td>Plaque d’agitation&nbsp ;</td><td>Corning</td><td>6795-410D</td><td>Agitateur numérique Corning, 5 » x 7 », 120 VAC utilisé pour faire tourner l’agitateur magnétique dans un bécher chemisé lors de l’étalonnage in vitro des biocapteurs de glutamate.</td></tr><tr><td>Bain-marie capable de circuler en boucle fermée</td><td>PolyScience</td><td>8006A11B</td><td>PolyScience 8006A11B 6L Bain de circulation numérique chauffé standard, bain-marie 120VAC a été utilisé avec un tube en plastique pour chauffer le bécher à chemise à température physiologique.&nbsp ;</td></tr><tr><td>Capteur en fibre de carbone avec canules de rat BASi</td><td>Pinnacle Technology, Inc.</td><td>7002-CFS</td><td>Électrode en fibre de carbone utilisée pour l’enregistrement de la neurotransmission de la dopamine.</td></tr><tr><td>Électrode de référence Ag/AgCl</td><td>Pinnacle Technology, Inc.</td><td>7065</td><td>Nécessaire pour les enregistrements en fibre de carbone.</td></tr><tr><td>Biocapteurs de glutamate&nbsp ;</td><td>Pinnacle Technology, Inc.</td><td>7001&nbsp ;</td><td>Sonde biocapteur enzymatique utilisée pour l’enregistrement de la neurotransmission glutamatergique.</td></tr><tr><td>Canules de guidage BASi</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>7030&nbsp ;</td><td>Canules de guidage implantées dans la région cérébrale d’intérêt pour guider la sonde.</td></tr><tr><td>Canule BASi tête en plastique pour rats&nbsp ;</td><td>Pinnacle Technologies, Inc.</td><td>7011&nbsp ;</td><td>Le support de tête stabilise la sonde et se fixe au potentiostat.</td></tr></tbody></table>

mesurer les variations in vivo des neurotransmetteurs extracellulaires pendant naturellement récompenser les comportements chez les femelles hamsters syriens

Measuring In Vivo Changes in Extracellular Neurotransmitters During Naturally Rewarding Behaviors in Female Syrian Hamsters

La capacité de mesurer la libération des neurotransmetteurs sur une échelle de temps rapide permet aux patrons de la neurotransmission liés à des comportements spécifiques ou des manipulations ; un outil puissant dans l’élucidation des mécanismes sous-jacents et le circuit. Alors que la technique de la microdialyse a été utilisée pendant des décennies pour mesurer presque n’importe quelle analyte d’intérêt dans le cerveau, cette technique est limitée en résolution temporelle. Alternativement, une numérisation rapide voltampérométrie cyclique est aussi bien dans le temps précis et extrêmement sensible ; Toutefois, comme cette méthode techniquement difficile repose sur l’électroactivité de l’analyte d’intérêt, la possibilité de détecter les substances nonelectroactive (p. ex., le neurotransmetteur glutamate) est éliminée. Ce livre présente en détail l’utilisation d’un système clé en main qui combine l’ampérométrie potentiel fixe et biocapteurs enzymatiques pour mesurer les neurotransmetteurs des polymères électroactifs et nonelectroactive avec la précision temporelle. Le jumelage de ces deux puissantes techniques permettant la mesure de neurotransmission phasique et tonique avec une relative facilité et permet l’enregistrement de plusieurs neurotransmetteurs simultanément. Le but de ce manuscrit est de démontrer le processus de mesure de la dopamine et du glutamate neurotransmission in vivo à l’aide d’un comportement naturellement enrichissant (c.-à-d., comportement sexuel) chez les hamsters femelles, dans le but d’afficher la faisabilité technique de ce test pour l’examen des autres comportements et paradigmes expérimentaux.

En utilisant l’électrochimique et comportementale codage méthode décrite ci-dessus, ce laboratoire a commencé à caractériser tant toniques et phasiques fluctuations de dopamine et de glutamate pendant in vivo des enregistrements du comportement sexuel. En raison de la manière dans le temps précis de cette méthodologie, nous pouvons mieux caractériser la neurotransmission lors de comportement sexuel ; en plus d’attribuer des changements dans les modes de libération changements cor...

Ce livre présente en détail l’utilisation d’enregistrements ampérométrie potentiel fixe à l’aide d’électrodes de fibre de carbone et de la technologie de biocapteurs enzymatiques pour mesurer la libération de dopamine et du glutamate avec haute résolution temporelle lors de comportement gratifiant naturel dans le hamster femelle.

Mesurer les variations In Vivo des neurotransmetteurs extracellulaires pendant naturellement récompenser les comportements chez les femelles Hamsters syriens

The ability to measure neurotransmitter release on a rapid time scale allows patterns of neurotransmission to be linked to specific behaviors or ...

L'objectif général de cette procédure expérimentale est de mesurer la libération de neurotransmetteurs chez des animaux éveillés et en activité comportementale. Bien que cette vidéo démontre une application aux neurosciences comportementales, permettant de caractériser la libération de neurotransmetteurs spécifiques en relation avec des événements comportementaux précis, cette technique peut être utilisée dans diverses autres sous-disciplines des neurosciences, par exemple lors d'injections de médicaments. Le principal avantage de cette technique réside dans son caractère clé en main pour mesurer en temps quasi réel la libération de neurotransmetteurs in vivo.Commencez par injecter 500 microgrammes de progestérone dans 0,1 millilitre d'huile de graine de coton, par voie sous-cutanée, quatre heures avant la présentation du mâle afin d'induire la réceptivité sexuelle. Veillez à tester chaque animal au début de la phase sombre de leur cycle quotidien, car les comportements sociaux des rongeurs peuvent être modifiés selon les conditions de test en lumière blanche ou en lumière rouge. Préparez les solutions d'étalonnage fraîchement le jour du test dans des tubes en verre de centrifugeuse de 20 millilitres.Pour la solution d'analyte, dissoudre 7,4 milligrammes d'acide L-glutamique dans 10 millilitres d'eau ultra-pure en retournant doucement le tube. Ensuite, préparer la solution d'interférence en dissolvant 176,1 milligrammes d'AA dans 10 millilitres d'eau ultra-pure. Mettre en place l'étalonnage en plaçant un agitateur magnétique à la base d'un support universel de laboratoire basique.Placer un bécher thermostatisé de 20 millilitres sur le plateau du barreau aimanté et le fixer à l’aide d’une pince à deux doigts de taille moyenne. Relier le bécher thermostatisé à un bain d’eau circulant afin de chauffer la solution tampon à 37 degrés Celsius. Ajouter un barreau aimanté et 20 millilitres de solution saline tamponnée au phosphate à 100 millimolaire, ou PBS, dans le bécher thermostatisé.Ensuite, placez le support de calibration du capteur sur le bécher à double enveloppe et posez un préamplificateur de calibration à quatre canaux par-dessus, en le fixant à l’aide d’une pince à angle droit. Puis, reliez le préamplificateur à un dispositif de conditionnement et d’acquisition de données afin d’enregistrer les données de calibration. Testez la sensibilité de chaque biosenseur enzymatique au glutamate avant l’enregistrement expérimental en plaçant la sonde dans le support de calibration, posé sur un bécher à double enveloppe, en immergeant la cavité sensible et une partie du fil de référence au chlorure d’argent dans la solution tampon.Commencez un nouvel enregistrement sur l'interface de l'ordinateur à l'aide d'un logiciel d'acquisition gratuit téléchargeable. Ensuite, reliez chaque capteur testé à un port d'un préamplificateur de calibration à quatre canaux. Laissez les capteurs atteindre une ligne de base stable.Commencez à ajouter les injections d'analyte lorsque les capteurs ont atteint une ligne de base stable. Utilisez le trou du support de calibration pour introduire une pointe de pipette dans la solution tampon. Ensuite, utilisez l'outil d'annotation rapide dans le logiciel d'enregistrement pour indiquer le moment où une injection est effectuée.Ensuite, effectuez des injections de 10 micromolaires de glutamate en pipetant 40 microlitres de la solution d'analyte dans la solution tampon. Attendez que le capteur se stabilise entre chaque ajout. Puis, ajoutez trois injections de la solution d'analyte avant d'ajouter une seule injection de la solution d'interférent AA.Recouvrir la chambre de test avec la litière prélevée de la cage d'origine de l'animal. Retirer l'obturateur occlusif de la canule-guide et insérer soit l'électrode en fibre de carbone, soit la sonde enzymatique à travers le manchon de guidage. Connecter le capteur au système d'enregistrement.Ensuite, stabiliser la connexion du capteur en vissant un accessoire à broche sur le support crânien. Puis, placer l'animal dans la chambre d'essai. Commencer l'enregistrement de la vidéo et du signal ampérométrique synchronisé dans le logiciel.Laisser le capteur s'équilibrer dans le cerveau avant le test expérimental. Ensuite, introduire un mâle stimulus dans la chambre de test. Après le premier accouplement avec insertion pénienne par le mâle stimulus, poursuivre l'enregistrement pendant 10 à 30 minutes supplémentaires, selon les objectifs expérimentaux.Enfin, après les tests comportementaux, déconnectez le capteur de la femelle. Retirez les deux hamsters de la chambre de test, ainsi que la litière, afin de nettoyer la chambre avec de l'éthanol à 70 %. Commencez par visionner et annoter les vidéos à l'aide d'un logiciel gratuit téléchargeable commercialement, au ralenti, pour coder précisément les comportements synchronisés dans le temps avec le signal ampérométrique.Indiquez le début de la lordose à l'instant où la femelle initie une dorsiflexion de son dos et dévie sa queue vers le haut. Indiquez la fin de la lordose lorsque la femelle abandonne cette posture, ce qui se produit souvent quand elle se réajuste à un autre endroit dans la chambre d'essai. Ensuite, indiquez le début de l'IA lorsque la femelle est en posture de lordose et que le mâle dirige son museau vers la région anogénitale de la femelle, où peuvent survenir des reniflements, des léchages ou des frottements de sa région périnéale.Indiquez Fin End AI lorsque le mâle retire son museau de la région anogénitale de la femelle. Ensuite, indiquez Début Montage lorsque le mâle s'approche et pose ses pattes antérieures sur la femelle dans une posture de mont, quelle que soit l'orientation de la tentative de mont. De même, indiquez Début Intromission lorsqu'un mouvement de poussée réussi permet au pénis du mâle monté d'accéder au vagin de la femelle.Lorsque cela est applicable, annoter l'Éjaculation, qui peut être notée par un mouvement de battement avec la patte arrière du mâle. Enfin, annoter simultanément la Fin de l'intromission et la Fin du montage sur l'image où le mâle a retiré ses deux pattes avant, n'ayant ainsi plus aucun contact avec la femelle. En raison de la difficulté fréquente à visualiser son retrait, coder simultanément ces deux comportements permet d'assurer une cohérence et une fiabilité entre les différents accouplements.Sous l'onglet Fichier, sélectionnez la fonction Exporter et choisissez l'onglet TSV pour enregistrer les mesures de tension sous forme de fichier avec extension TSV. Ouvrez chaque fichier avec un programme de feuille de calcul et enregistrez-le au format XLS/XLSX. Enfin, ajoutez manuellement des annotations indiquant le début de l'accouplement prématuré de la lordose au moment où le comportement de lordose commence, comportement qui inclut également un accouplement par monte, ainsi que le début d'un nouvel épisode d'accouplement si la femelle reste en posture de lordose.Pendant les épisodes d'accouplement, une transience dopaminergique dans le noyau accumbens apparaît lors de l'insertion vaginale ou de l'intermission par le mâle. Un schéma similaire a été observé chez d'autres animaux en ce qui concerne la libération de glutamate. Cette transience rapide correspond à chaque intermission individuelle dans la partie centrale du noyau accumbens dorsal au cours d'un épisode copulatoire.Une fois maîtrisée, cette technique, sans inclure les chirurgies stéréotaxiques préparatoires, peut être réalisée en une seule journée. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de s'assurer que chaque capteur est fonctionnel. Bien que cette vidéo montre un enregistrement à sonde unique, cette approche peut être étendue à un enregistrement double simultané.Mais cela ajoute une couche de complexité non négligeable. Cette vidéo est réalisée dans des conditions d'éclairage pour une meilleure visibilité. Toutefois, nous effectuons nos expériences comportementales en conditions d'obscurité, et ce paramètre peut être modifié selon les besoins expérimentaux spécifiques.Après cette procédure, d'autres méthodes, telles qu'une analyse histologique ultérieure de tranches cérébrales, peuvent être réalisées afin d'identifier et de confirmer précisément le positionnement du capteur. En outre, des analyses supplémentaires des données, utilisant les données comportementales codées, peuvent être effectuées en fonction des paramètres d'intérêt. Après son développement, cette technique a permis aux chercheurs du domaine des neurosciences d'explorer la libération de neurotransmetteurs, y compris des neurotransmetteurs non électroactifs comme le glutamate, en temps quasi réel chez des animaux éveillés et en comportement naturel.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment étalonner des sondes glutamatergiques, implanter des sondes, réaliser une expérience comportementale mesurant les variations de la libération de neurotransmetteurs en fonction de différents aspects du comportement, et coder ces données en vue d'une analyse ultérieure. N'oubliez pas que, lorsqu'on travaille avec des animaux vivants, il est essentiel de prendre en compte leur confort et leur bien-être général afin d'obtenir les meilleurs résultats possibles et de garantir le bien-être des animaux.

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