Méthodologie pour l’élaboration des Tables de survie pour les insectes sessiles dans le champ à l’aide de l’aleurode, Bemisia tabaci, en coton comme modèle d’un système

L’objectif global de cette approche de table de mortalité basée sur les cohortes est de quantifier directement le taux de mortalité d’une population d’insectes sur le terrain et d’identifier la source de la mortalité. Cette méthode peut nous aider à répondre à des questions clés sur la dynamique des populations, telles que la compréhension des facteurs contribuant à la mortalité dans les populations et, en fin de compte, le rythme auquel les populations augmentent et diminuent. Le principal avantage de cette technique est qu’elle mesure directement les sources et les taux de mortalité de causes multiples dans des conditions réalistes sur le terrain.

Nous avons d’abord eu l’idée de cette méthode lorsque nous avons appris que l’insecte est immobile à ses stades immatures. Cela nous permet de suivre directement le sort de chaque insecte. Isadora Bordini, étudiante diplômée, et Francisco Bojorquez, technicien de laboratoire, feront la démonstration de la procédure.

Préparez des tables de mortalité à tout moment pendant la croissance de la culture une fois que les insectes sont présents. Le choix du moment où l’on entreprendra les études dépendra des buts et des objectifs de la recherche. Sélectionnez deux rangées de cultures près du centre de la parcelle pour minimiser les effets de bordure des parcelles environnantes ou des zones non cultivées.

Marquez la tête de chaque rangée avec un drapeau métallique ou un piquet en bois. Choisissez un site d’échantillonnage à trois ou quatre mètres dans la rangée. Pour simplifier les observations ultérieures, sélectionnez une rangée pour établir les cohortes d’œufs et la seconde pour établir les cohortes de nymphes.

Une cohorte d’ovules doit comprendre au moins 50 ovules. En raison du comportement et de la croissance des plantes, les stades de vie de Bemisia tabaci sont généralement répartis verticalement dans la canopée avec les œufs près du haut et les stades nymphaux progressivement plus âgés en dessous. Utilisez une loupe 8x pour rechercher des œufs nouvellement pondus sur la face inférieure des feuilles.

Idéalement, la loupe doit avoir un trou sur le côté par lequel le stylo peut passer. Trouvez une feuille avec des œufs pour chaque plante de l’étude. Ensuite, utilisez un objectif 15x pour faire un examen plus minutieux.

Les œufs s’assombrissent et prennent une couleur bronzée à mesure qu’ils mûrissent, de sorte que les œufs frais auront une coloration blanche brillante et se démarqueront des œufs plus âgés. L’aspect le plus critique de ce protocole est d’identifier correctement les œufs nouvellement pondus et les nymphes du premier stade nouvellement installées. Il est essentiel que les observations de la table de mortalité commencent au tout début de chaque étape de la vie pour obtenir des résultats précis.

Après avoir trouvé un œuf, utilisez un marqueur permanent noir ultra fin non toxique pour dessiner un petit cercle autour de l’œuf. Gardez le cercle petit pour qu’aucun autre œuf n’y soit pondu. Sur la même feuille, marquez jusqu’à quatre œufs dans les quatre secteurs différents.

Sur une feuille de coton, il y a quatre secteurs divisés par les principales nervures des feuilles. Ne sélectionnez qu’un seul œuf par secteur de feuille. Identifiez la feuille marquée à l’aide d’une petite étiquette en carton léger autour du pétiole de la feuille avec une notation pour la parcelle ou le numéro de traitement selon le plan d’expérience.

Fixez ensuite un drapeau très visible près du sommet de la plante. Maintenant, passez à la recherche d’œufs sur la plante suivante plus loin dans la rangée. Établissez la cohorte en une seule journée.

Dans des conditions estivales normales en Arizona, les feuilles seront prêtes à être récoltées en huit à dix jours, car les œufs éclosent en cinq à sept jours. Ajustez le moment de la collecte pour vous assurer que tous les œufs sains doivent avoir éclos. Sur le terrain, les œufs sont trop petits pour évaluer clairement la mortalité et les causes de décès in situ.

Par conséquent, les causes de mortalité telles que le déplacement, la prédation ou l’inviabilité sont déterminées en laboratoire sous un microscope de dissection. Il est essentiel d’identifier correctement la cause de la mort de l’œuf ou de la nymphe, car cela affecte les inférences écologiques qui peuvent être tirées sur les facteurs affectant la croissance et la régulation de la population. Si l’œuf est manquant en raison des conditions météorologiques ou de la prédation par la mastication, il a été délogé.

Si un œuf a été transformé en un chorion effondré, cela est classé comme prédation. Les œufs éclos semblent également effondrés, mais ont une fente verticale dans le chorion qui peut être trouvée à l’aide d’une minuscule épingle. Si un œuf n’a pas éclos, classez-le comme non viable.

À l’aide d’une loupe 8x, vous trouverez des nymphes de premier stade nouvellement installées sur la face inférieure des feuilles. Ces feuilles seront à environ trois à cinq nœuds du sommet d’un cotonnier. Lorsque des nymphes sont trouvées, vérifiez leur stade à l’aide d’un objectif 15x.

Trouvez au moins 50 nymphes pour chaque étude. Choisissez des plantes bien réparties le long du rang et établissez la cohorte en une seule journée. Comme précédemment, tracez un petit cercle autour de la nymphe identifiée.

Marquez jusqu’à quatre nymphes par feuille, chacune dans un secteur différent, puis passez à la plante suivante. Sachez que les nymphes du premier stade fraîchement écloses peuvent se déplacer de plusieurs centimètres avant de s’installer, ce qui peut prendre quelques heures. Les nymphes établies peuvent être distinguées des nymphes rampantes car elles sont immobiles, sont plus étroitement pressées contre la feuille et ont une couleur ambrée plus translucide.

Les nymphes plus âgées du premier stade semblent gonflées et turgescentes à l’approche de la mue. Marquez une étiquette avec une note pour la parcelle ou le numéro de traitement et fixez-la au pétiole de la feuille. Fixez ensuite un drapeau très visible près du sommet de la plante.

Prenez des notes détaillées sur la position de la nymphe, y compris des informations sur le secteur des feuilles. Après une heure ou deux d’identification des nymphes, vérifiez-les deux fois pour vous assurer que les nymphes rampantes n’ont pas été encerclées. Remarquez les nymphes installées au besoin.

Un à deux jours après l’établissement de la cohorte, utilisez une lentille 15x pour évaluer le développement des nymphes et attribuer une cause de mortalité en cas de mort. Faites des observations au moins trois fois par semaine ou environ tous les deux jours. La mort est caractérisée par le délogement, le parasitisme, la prédation ou l’inconnu selon le stade.

Une table de mortalité typique d’une cohorte fournit les taux marginaux de mortalité pour chaque facteur à chaque étape de la vie. En convertissant ces taux en valeurs K, il est facile d’estimer la mortalité par stade pour tous les facteurs et la mortalité par facteur pour tous les stades, tout comme la mortalité générationnelle totale. En utilisant ces techniques dans une étude de trois ans, il a été constaté que les taux marginaux de prédation par les prédateurs suceurs diminuaient considérablement lorsque des insecticides à large spectre étaient appliqués.

Les tendances de la mortalité irremplaçable étaient similaires. Normalement, la prédation a fourni le plus haut niveau de mortalité irremplaçable, mais celle-ci a diminué de manière significative avec l’utilisation d’insecticides. Le parasitisme a également fourni de faibles niveaux de mortalité irremplaçable.

L’analyse des facteurs clés réalisée à partir des données de quatre parcelles répétées a été combinée en un total de neuf cohortes au cours de l’étude de trois ans. En fin de compte, la prédation était le plus étroitement associée aux changements dans la mortalité générationnelle. Une fois maîtrisée, cette technique peut se faire en 30 minutes environ par parcelle, mais cela peut grandement varier en fonction de la densité d’insectes.

Lors de cette procédure, il est important de se rappeler de minimiser le stress sur la feuille manipulée afin que la qualité de la plante ne soit pas altérée. De plus, un seul observateur devrait être utilisé par répétition pour bloquer les effets d’observateur et tous les observateurs devraient se rencontrer fréquemment pour améliorer l’uniformité des critères d’observation. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mettre en place une table de mortalité pour un insecte immobile sur le terrain, y compris la localisation, le marquage et l’observation des insectes pour déterminer les causes de décès.

N’oubliez pas qu’il peut être difficile de travailler sur le terrain pendant de longues périodes, surtout pendant les mois d’été, et qu’une tenue vestimentaire et une hydratation appropriées sont nécessaires pour effectuer le travail en toute sécurité.