Name: In Vivo Imagerie multimodale et analyse du modèle de néovascularisation choroïdienne souris induite par Laser (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Découvrez l'imagerie multimodale in vivo pour suivre la néovascularisation choroïdienne chez la souris. Cette méthode combine OCT-SD et angiographie à la fluorescéine pour évaluer objectivement la progression des lésions rétiniennes.

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Les auteurs voudrais remercier Yuliya Naumchuk (Loyola University Chicago) et Agne Žiniauskaitė (Experimentica Ltd.) pour l’excellent soutien technique et vidéographique. Programme de recherche du Dr Kaja est pris en charge par le Dr John P. et E. de Therese Mulcahy doué professeur en ophtalmologie à Loyola University Chicago.

Tous les animaux ont été traités conformément à la déclaration d’ARVO sur l’utilisation des animaux ophtalmique et Vision Research et la Directive européenne 86/609/CEE pour l’expérimentation animale, à l’aide de protocoles approuvé et contrôlé par le Conseil finlandais Animal Experiment.
1. induite par laser souris CNV modèle 5
<ol><li>Inspecter les yeux de l’animal macroscopiquement pour toute anomalie.</li>
	<li>Peser la souris.</li>
	<li>Calculer et préparer une quantité appropriée d’anesthésiques à utiliser, basé sur le poids de l’animal, par exemple un mélange de médétomidine (1 mg/kg), la kétamine (75 mg/kg) et l’eau distillée (solution de NaCl à 0,9 %) dans un rapport de 1:1.5:2.5, ou la kétamine (40 à 75 mg/kg), xylazine (5 mg/kg) et l’eau distillée (solution de NaCl à 0,9 %) à un ratio de 1 : 2. 5:1 ; pour une souris de 20 g, injecter 0,1 mL du mélange.</li>
	<li>Injecter par voie intrapéritonéale anesthésique.</li>
	<li>Replacez les souris dans la cage et d’attendre jusqu'à ce que l’animal est anesthésié. Confirmer que la souris est correctement anesthésiée par manque d’un réflexe de pédale.</li>
	<li>Assurer l’utilisation des équipements de protection individuelle sécurité laser.</li>
	<li>Allumer une lampe à fente et un laser à diode 532 nm.</li>
	<li>Retirer la souris de la cage et le déposer sur le coussin chauffant.</li>
	<li>Appliquer une goutte de Tropicamide pour la dilatation pupillaire. Attendre 3-5 min pour la dilatation pupillaire intégral (3 mm).</li>
	<li>Placez votre souris sur la scène de la lampe à fente.</li>
	<li>Placez une goutte de gel liquide ophtalmique sur un lamelle couvre-objet pour applanate la cornée.</li>
	<li>Orienter l’oeil de la souris avec la tête du nerf optique au centre.</li>
	<li>La valeur de la puissance du laser à 100 mW, la durée à 100 ms et la taille de tache à 50 µm.</li>
	<li>Concentrer le faisceau laser sur l’épithélium pigmentaire rétinien (RPE).</li>
	<li>Faire trois coups de laser dans un œil en évitant les vaisseaux sanguins rétiniens idéalement à la 4, 8 et 12:00 positions autour du nerf optique, respectivement. Après tous les coups pour absence d’hémorragie de la rétine au laser, vérifier le fond de le œil. Le œil controlatéral sert un contrôle non retiré.</li>
	<li>Jeter la souris lamelle couvre-objet et la place sur le coussin chauffant.</li>
	<li>Appliquez une goutte de gouttes de gel PEG sur les deux yeux.</li>
</ol>2. SD-OCT 6,7
<ol><li>Placez la souris dans l’étape de l’alignement de rongeurs et immobiliser la tête.</li>
	<li>Aligner l’objectif du système SD-OCT (p. ex., Bioptigen/Leica Envisu R2200) pour faire face à l’oeil pour l’imagerie in vivo à l’aide de contrôleurs X - et Y-étape.</li>
	<li>Effectuer des analyses pour vérifier les ruptures de la membrane de Bruch SD-OCT : une fois que le SD-OCT scanne l’oeil entier, déplacer manuellement la ligne de référence sur les sites lasered. Ruptures de la membrane de Bruch doivent être clairement visibles dans les zones lasered (voir Figure 1).</li>
</ol>3. fluorescéine angiographie 7,8,9
<ol><li>Retirer les souris avec le titulaire et placez-le sur le système de FA (p. ex., Heidelberg Spectralis HRA2).</li>
	<li>Focus au laser brûler les zones de le œil de le œil en utilisant le mode de réflectance infrarouge avec la tête du nerf optique au milieu de la fenêtre de visualisation.</li>
	<li>Injecter 0,1 mL de sel de sodium 5 % fluorescéine pour une souris de 20 g par voie sous-cutanée ou intrapéritonéale.</li>
	<li>Mettre l’accent sur le niveau de la choroïde.</li>
	<li>Prendre une image par rapport au niveau de la choroïde se concentrer.</li>
	<li>Recentrer au niveau rétinien et prendre la photo.</li>
	<li>Attendre 30 s et répéter les étapes 3,4 à 3,6.</li>
	<li>Retirez la souris du support et placez-la sur le coussin chauffant.</li>
	<li>Inverser l’anesthésie par α2-antagoniste de la médétomidine, Atipamézole (0,5 mg/kg, i.p.) ou attente de relance animale de l’anesthésie.</li>
	<li>Répéter en vivo SD-OCT et FA imagerie chez des animaux anesthésiés les jours suivi de 5, 10 et 14.</li>
</ol>4. CNV classement
<ol><li>Catégorie des dommages de la membrane de Bruch d’images OCT et choroïdienne FA prise immédiatement après le lasering au jour J0 comme suit : 0 - la membrane de Bruch n’était pas endommagée 1 - succès dommage de la membrane de Bruch</li>
	<li>Note la présence de NVC de taches lasered ayant une fuite observée en comparant la dynamique du signal de fluorescéine dans une série d’images rétiniennes de FA comme suit : 0 - aspect normal de la rétine 0,5 - coloration pâle de fuite 1.0 - zones CNV qui fuites Remarque : Utilisez l’imagerie OCT pour une confirmation supplémentaire de CNV ou en FA douteux où la présence de remaniements liquide en images OCT suggère CNV classement.</li>
</ol>5. mesures d’épaisseur rétinienne
<ol><li>Utiliser un logiciel de segmentation automatique pour des mesures d’épaisseur rétinienne. S’assurer que l’épaisseur totale de rétine est considéré, comme l’épaisseur de toutes les couches de la couche de fibres nerveuses à RPE (stations de mesure en bonne santé), ou à une ligne imaginaire reliant RPE autour du site de dommages (sites lasered) (voir aussi la Figure 7).</li>
</ol>

<ol><li>Dobi, E. T., Puliafito, C. A., Destro, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+experimental+choroidal+neovascularization+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Ophthalmol.+Chic.+Ill+1960%22%5BJournal%5D)">A new model of experimental choroidal neovascularization in the rat.</a> Arch. Ophthalmol. Chic. Ill 1960. 107, 264-269 (1989).</li>
<li>Tobe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+neovascularization+in+mice+with+overexpression+of+vascular+endothelial+growth+factor+in+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Evolution of neovascularization in mice with overexpression of vascular endothelial growth factor in photoreceptors.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 180-188 (1998).</li>
<li>Seo, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatic+inhibition+of+retinal+and+choroidal+neovascularization+by+oral+administration+of+a+kinase+inhibitor%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Dramatic inhibition of retinal and choroidal neovascularization by oral administration of a kinase inhibitor.</a> Am. J. Pathol. 154, 1743-1753 (1999).</li>
<li>Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+choroidal+and+retinal+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Retin.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models of choroidal and retinal neovascularization.</a> Prog. Retin. Eye Res. 29, 500-519 (2010).</li>
<li>Shah, R. S., Soetikno, B. T., Lajko, M., Fawzi, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mouse+Model+for+Laser-induced+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization.</a> J Vis Exp. (106), e53502(2015).</li>
<li>Giani, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+evaluation+of+laser-induced+choroidal+neovascularization+using+spectral-domain+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">In vivo evaluation of laser-induced choroidal neovascularization using spectral-domain optical coherence tomography.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 3880-3887 (2011).</li>
<li>Gong, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+an+Image-Guided+Laser-Induced+Choroidal+Neovascularization+Model+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Optimization of an Image-Guided Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model in Mice.</a> PloS One. 10, e0132643(2015).</li>
<li>Sheets, K. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotectin+D1+attenuates+laser-induced+choroidal+neovascularization+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Vis%22%5BJournal%5D)">Neuroprotectin D1 attenuates laser-induced choroidal neovascularization in mouse.</a> Mol. Vis. 16, 320-329 (2010).</li>
<li>Hoerster, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-vivo+and+ex-vivo+characterization+of+laser-induced+choroidal+neovascularization+variability+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch.+Clin.+Exp.+Ophthalmol.+Albrecht+Von+Graefes+Arch.+Klin.+Exp.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">In-vivo and ex-vivo characterization of laser-induced choroidal neovascularization variability in mice.</a> Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. Albrecht Von Graefes Arch. Klin. Exp. Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).</li>
<li>Sulaiman, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Optical+Coherence+Tomography+Quantification+Method+for+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Ocul.+Pharmacol.+Ther.+Off.+J.+Assoc.+Ocul.+Pharmacol.+Ther.+Off.+J.+Assoc.+Ocul.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">A Simple Optical Coherence Tomography Quantification Method for Choroidal Neovascularization.</a> J. Ocul. Pharmacol. Ther. Off. J. Assoc. Ocul. Pharmacol. Ther. Off. J. Assoc. Ocul. Pharmacol. 31, 447-454 (2015).</li>
</ol>

L’auteur Symantas Ragauskas, Ph.d. est employé (chercheur) et actionnaire de Experimentica Ltd. qui offre du contrat de services de recherche en utilisant le modèle préclinique de CNV utilisé dans cet Article.
L’auteur Eva Kielczewski est employé (ingénieur de recherche des applications, OCT) de Leica Microsystems qui produit des systèmes de SD-OCT utilisés dans cet Article.
L’auteur Joseph Vance est un employé (OCT NA Sales Director) de Leica Microsystems qui produit des systèmes de SD-OCT utilisés dans cet Article. Joseph Vance est également le Président et directeur général de sidération, LLC.
L’auteur Simon Kaja, Ph.d. est conseiller scientifique en chef et actionnaire de Experimentica Ltd., précliniques contrat organisme de recherche qui offre du contrat de services de recherche, y compris le modèle préclinique de la CNV utilisé dans cet article. Simon Kaja, Ph.d. est également CEO de K & P scientifique, LLC, un cabinet, sciences de la vie et sert pour le Dr John P. et Thérèse E. Mulcahy doué professeur en ophtalmologie à Loyola University Chicago Stritch School of Medicine. Les termes de cet arrangement ont été revus et approuvés par Loyola University Chicago conformément à sa politique de conflit d’intérêts.
L’auteur Giedrius Kalesnykas, Ph.d. est employé (CEO) et actionnaire de Experimentica Ltd. qui offre du contrat de services de recherche en utilisant le modèle préclinique de CNV utilisé dans cet Article.

Imagerie multimodale offre des outils précieux pour l’évaluation de pathologie CNV. Ici, nous avons présenté un protocole d’imagerie consistant en FA, SD-OCT et segmentation automatique pour l’évaluation rapide, reproductible et fiable de la pathologie de la CNV. Une rupture de la membrane de Bruch après que administration de laser a été confirmée. En outre, l’utilisation du SD-OCT à ce stade a également permis une visualisation immédiate de possibles hémorragies remaniements et sous-rétinienne, qui peuvent entraîner l’i...

La première tentative réussie pour imiter la pathologie de la CNV humaine chez les rongeurs a été démontrée il y a près de trois décennies avec un laser krypton de rats Long-Evans1. Par la suite, un laser krypton servait à rompre la membrane de Bruch dans la souche de souris plus populaire, C57BL/6J2,3,4. Le taux de réussite de l’induction de la CNV a été vérifié avec FA et taches histologiques. Un développement rapide des modalités d’imagerie non invasives, tels que les PTOM, favorisé la croissance du champ des modèles précliniques de rongeurs. La capacité de surveiller les changements morphologiques dans la rétine à plusieurs moments dans l’oeil même significativement contribue à la réduction de l’utilisation des animaux et augmente l’efficacité dans des études expérimentales. Une évaluation histologique des lésions de la CNV est plutôt simple et exige le marquage de la croissance vasculaire anormale autour du site d’administration de laser, acquisition d’images et estimation de surface/volume à l’aide d’un logiciel d’analyse image. En revanche, les modalités d’imagerie in vivo introduisent des analyses plus complexes de la pathologie de la CNV et son interprétation.
Nous présentons ici une méthode simple et relativement rapide d’induction de grade, la progression et la régression de la CNV à l’aide de la FA, SD-OCT, et la méthode de segmentation automatique chez la souris laser-induced CNV modèle.

<table><tbody><tr><td>Médétomidine (nom commercial Domitor)</td><td>Orion</td><td>Vnr 01 56 02</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Intervet</td><td>Vnr 51 14 85</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>0,9 % NaCl</td><td>B Braun</td><td>357 0340</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>Xylazine (nom commercial Rompun vet)</td><td>Bayer</td><td>vnr 14 89 99</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>Tropicamide</td><td>Santen</td><td>Vnr 04 12 36</td><td>Mydriatique agent</td></tr><tr><td>Viscotears</td><td>Alcon</td><td>Vnr 44 54 81</td><td>Lubrifiant</td></tr><tr><td>Systane</td><td>Alcon</td><td>&nbsp ;-</td><td>Lubrifiant</td></tr><tr><td>5 % Fluorescéine sel sodique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F6377-100G</td><td>Agent fluorescent</td></tr><tr><td>Atipamezole (nom commercial Antisedan)</td><td>Orion</td><td>Vnr 47 19 53</td><td>Anesthésie</td></tr></tbody></table>

in vivo imagerie multimodale et analyse du modèle de néovascularisation choroïdienne souris induite par laser

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Induite par laser de néovascularisation choroïdienne (NVC) est un modèle bien établi pour imiter la forme humide de la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA). Dans ce protocole, notre objectif est de guider le lecteur non pas simplement par le biais de considérations techniques de générer des lésions induites par le laser pour déclencher des processus néovasculaire, mais plutôt se concentrer sur l’information puissants qui peut être obtenue au multimodal longitudinale in vivo imagerie tout au long de la période de suivi.
La souris induite par laser modèle CNV a été générée par une administration de laser de diode. Techniques d’imagerie multimodale en vivo ont été utilisés pour surveiller l’induction, la progression et la régression CNV. Tout d’abord, tomographie à cohérence optique domaine spectral (SD-OCT) ont été effectuée immédiatement après la lasering pour vérifier une rupture de la membrane de Bruch. Subséquent en vivo imagerie utilisant l’angiographie à la fluorescéine (FA) a confirmé des dommages réussi de la membrane de Bruch de série images acquises au niveau choroïdienne. Suivi longitudinal de la prolifération de la CNV et régression sur 5, 10 et 14 jours après le lasering a effectué un SD-OCT et FA. Simple et fiable de classement de leaky leasions CNV d’images de FA sont présenté. Segmentation automatique pour la mesure de l’épaisseur totale de rétine, combinée avec application de calibre manuel pour le mesurage de l’épaisseur rétinienne aux sites de la CNV, permettent une évaluation impartiale de la présence de le œdème. Enfin, vérification histologique du CNV est effectuée à l’aide d’isolectine GS-IB4 coloration sur flatmounts choroïdienne. La coloration est binariser, et la zone isolectine-positif est calculée avec ImageJ.
Ce protocole est particulièrement utile dans les études thérapeutiques nécessitant haut-débit comme dépistage de pathologie de la CNV, car elle permet de vite, multimodal et classification fiable de l’oedème de pathologie et de la rétine CNV. En outre, haute résolution SD-OCT permet l’enregistrement d’autres caractéristiques pathologiques, tels que l’accumulation de liquide sous-rétinienne ou remaniements. Cependant, cette méthode n’offre pas la possibilité d’automatiser CNV volume analyse des images SD-OCT, qui doit être effectuée manuellement.

Une bulle ou subretinal saignement immédiatement après lasering n’est pas toujours visible. SD-OCT est donc particulièrement important pour vérifier les dommages de la membrane de Bruch. Figure 1 montre un exemple de l’imagerie OCT à des moments différents après l’administration de laser.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56173/56173fig1.jpg"> Figure ...

Nous présentons ici l’utilité de longitudinal en vivo imagerie dans le suivi des modifications morphologiques de la néovascularisation choroïdienne induite par laser chez les souris.

In Vivo Imagerie multimodale et analyse du modèle de néovascularisation choroïdienne souris induite par Laser

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this ...

Les processus néovasculaires constituent une caractéristique marquante de plusieurs pathologies oculaires fréquentes. De manière plus notable, la dégénérescence maculaire liée à l’âge de forme exsudative, ou DMLA humide pour faire court, la rétinopathie diabétique proliférante et la rétinopathie du prématuré. Ensemble, ces affections sont responsables de la majorité des cas de cécité légale dans le monde et sont associées à des complications oculaires supplémentaires, telles qu’un hémaragie du vitré et un glaucome néovasculaire.Cependant, malgré leur fréquence, les options thérapeutiques pour les troubles oculaires néovasculaires sont limitées. Le traitement standard actuel de la néovascularisation associée à la DMLA et à la rétinopathie diabétique proliférante consiste en l'injection intravitréenne d'anticorps humanisés dirigés contre un médiateur essentiel de l'angiogenèse et de la néovascularisation, le facteur de croissance endothélial vasculaire ou VEGF. Cependant, malgré leur efficacité pour arrêter la progression de la maladie et améliorer la vision fonctionnelle, les injections intravitréennes sont coûteuses et loin d'être sans risque.Les complications peuvent inclure des infections, une endophtalmie, un décollement de la rétine et une hémorragie oculaire. Par conséquent, il existe un besoin urgent de développer de nouvelles options thérapeutiques efficaces, sûres et moins coûteuses. Afin de faire progresser le développement de médicaments pour les troubles néovasculaires, les modèles animaux de petite taille revêtent une importance critique.Ces modèles doivent être reproductibles, comporter des lectures et des points terminaux établis et validés, et idéalement utiliser un composé de référence cliniquement pertinent comme témoin positif. Dans ce protocole, nous présenterons le modèle de néovascularisation choroïdienne chez la souris, ou modèle CNV, qui est l'un des modèles les plus couramment utilisés à la fois pour l'étude des mécanismes physiopathologiques contribuant à la CNV et pour le développement de nouveaux agents anti-néovasculaires. Dans le modèle CNV, la membrane de Bruch est rompue à l'aide d'un laser à argon.Initiant ainsi des processus néovasculaires provenant de la choroïde. Le recours à l'imagerie in vivo longitudinale par tomographie en cohérence optique à domaine spectral, ou SD-OCT pour faire court, et à l'angiographie à la fluorescéine permet de suivre la prolifération et la régression de la NVC. Et par conséquent, d'évaluer l'efficacité et le déroulement temporel de nouvelles interventions pharmaceutiques.Les progrès récents dans le traitement d'images permettent en outre la segmentation automatisée pour la mesure de l'épaisseur rétinienne, offrant ainsi une méthodologie exempte de biais de l'expérimentateur afin d'évaluer la présence d'un œdème. Nous discuterons ici de l'utilité du nouveau logiciel InVivoVue Diver de Leica Microsystems pour la segmentation automatisée des couches rétiniennes dans le modèle de NVC chez la souris. Enfin, nous aborderons la manière dont l'analyse histologique de préparations complètes de la rétine peut compléter l'imagerie longitudinale in vivo dans ce modèle.Une seule goutte de tropicamide est appliquée sur chaque œil pour provoquer une dilatation pupillaire. Ensuite, l'animal est placé délicatement sur la plateforme d'alignement pour rongeur. La souris est positionnée de manière à exposer l'œil et fixée à l'aide du support pour le museau et d'un morceau de ruban adhésif de laboratoire placé doucement sur l'arrière. Ensuite, une goutte de lubrifiant est appliquée sur l'œil pour l'hydrater, et tout excès de liquide est soigneusement éliminé à l’aide de tampons en papier filtre. Enfin, la platine est alignée devant l'appareil d'OCT pour réaliser une imagerie OCT de référence. Une imagerie par tomographie par cohérence optique en domaine spectral *in vivo* est effectuée au départ, avant l'application du laser, afin de confirmer l'absence d'anomalies rétiniennes.Retirez délicatement la souris du support. Déposez une goutte de Gel Viscotears sur une lamelle pour aplanir la cornée. Orientez la souris de manière à ce que la tête du nerf optique soit au centre, puis focalisez le faisceau laser sur l'épithélium pigmentaire rétinien.Effectuez trois tirs au laser en évitant les vaisseaux sanguins rétiniens aux positions 4, 8 et 12 heures autour du nerf optique. Vérifiez la fermeté de l'œil après tous les tirs au laser afin de s'assurer de l'absence de saignement rétinien. Comme précédemment, alignez la souris dans le support et réalisez une angiographie à la fluorescéine et une imagerie OCT pour confirmer l'endommagement de la membrane de Bruch.Pour l'angiographie à la fluorescéine, commencez par focaliser les zones de brûlure au laser en utilisant le mode de réflectance infrarouge, qui permet de visualiser les sites où le laser a été appliqué. Injectez soigneusement 0,1 millilitre de sel de fluorescéine sodique à 5 %, pour environ 20 grammes de poids corporel de la souris, sans modifier la position de l’œil de la souris. Commencez à acquérir des images d’angiographie à la fluorescéine au niveau de la choroïde et au niveau de la rétine, environ toutes les 30 secondes.Alignez l’œil pour l’imagerie OCT comme précédemment et commencez l’acquisition. La moyenne du signal SD-OCT permet de mieux visualiser la morphologie rétinienne détaillée, comme illustré dans cette séquence. Une fois l’imagerie SD-OCT terminée, retirez soigneusement la souris du support.Appliquer un lubrifiant sur les deux yeux. À ce stade, vous pouvez choisir d'inverser l'anesthésie par injection sous-cutanée de l'antagoniste alpha-2 de la médétomidine, l'atipamézole, ou attendre le réveil de l'animal. Répéter l'imagerie SD-OCT in vivo et l'angiographie au fluorescéin chez les animaux anesthésiés aux jours de suivi 5, 10 et 14.Utilisez la fonction de segmentation automatisée du logiciel InVivoVue Diver pour les mesures de l'épaisseur rétinienne. Pour la rétine saine, l'épaisseur rétinienne totale est considérée comme l'épaisseur de toutes les couches, de la couche des fibres nerveuses jusqu'au RPE. Dans la rétine saine, la segmentation automatisée peut détecter précisément les couches rétiniennes individuelles, comme on peut le voir dans cet exemple.Il est à noter que, là où une CNA est présente, la mesure manuelle de l'épaisseur rétinienne doit être effectuée séparément pour chaque site lésionnel de CNA, de la couche des fibres nerveuses jusqu'à une ligne imaginaire passant par la couche de l'épithélium pigmentaire rétinien. Cette séquence illustre le flux de travail pour les mesures manuelles d'épaisseur aux emplacements où des lésions de CNA sont présentes.La couche des fibres nerveuses se situe en haut, la choroïde en bas de l'image. À l'aide de la souris ou du pavé tactile, les limites de la couche des fibres nerveuses et de la choroïde sont déterminées manuellement, et le logiciel calcule automatiquement l'épaisseur totale de la rétine à partir de ces coordonnées. Cette figure montre des images en série prises toutes les 20 secondes au niveau de la choroïde.L'image 1 a été acquise en mode réflectance infrarouge. Les autres, quant à elles, après injection intrapéritonéale de fluorescéine. Les flèches blanches sur l'image 1 indiquent les sites irradiés, qui présentent une fuite de fluorescéine à des temps ultérieurs, mise en évidence par les flèches blanches sur l'image 18.Cette image montre une imagerie sérielle d'angiographie à la fluorescéine acquise au niveau rétinien. La flèche blanche sur l'image 18 indique un site traité au laser, qui présente une fuite de fluorescéine apparaissant plus rapidement que les deux autres, entourés de cercles sur l'image 18. Cette figure récapitulative montre l'évolution temporelle d'images de tomographie en cohérence optique spectrale (SD-OCT).Au moment du point de référence, immédiatement après l'irradiation au laser, puis aux points temporels de suivi aux jours 5, 10 et 14. En résumé, le protocole d'imagerie longitudinale in vivo des lésions de NVC par OCT-SD et angiographie à la fluorescéine permet une classification rapide, multimodale et fiable de la pathologie des NVC ainsi que de la présence d'un œdème rétinien. Merci pour votre intérêt.

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Cet article décrit une séquence d'événements optimisé pour l'imagerie multimodale de greffons cellulaires dans le cerveau des rongeurs en utilisant: (i) de la bioluminescence in vivo et l'imagerie par résonance magnétique, et (ii) post mortem analyse histologique. La combinaison de ces modalités d'imagerie sur un seul animal permet cellulaire d'évaluation du greffon avec une résolution, la sensibilité et une spécificité élevées.

Imagerie multimodale d&#39;implantation de cellules souches dans le système nerveux central de souris

Source : Bosco, A., et al.  In vivo Dynamique de l’activation microgliale rétinienne au cours de la neurodégénérescence : imagerie ophtalmoscopique confocale et morphométrie cellulaire dans le glaucome de souris. J. Vis. Exp. (2015) Cette vidéo montre l’imagerie in vivo de la microglie rétinienne dans un modèle murin de glaucome. Une souris transgénique avec une microglie rétinienne exprimant des protéines fluorescentes est positionnée sous un ophtalmoscope. L’éclairage infrarouge est utilisé...

Imagerie in vivo de la microglie rétinienne dans un modèle murin de glaucome

Ici, nous présentons le protocole de néovascularisation choroïdienne induite par laser (CNV) de souris, un modèle expérimental qui recrée les caractéristiques vasculaires de la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) néovasculaire. Une fois maîtrisé, il peut induire de manière fiable et efficace la CNV en tant que système modèle pour tester diverses mesures expérimentales.

Un modèle de souris pour induite par laser néovascularisation choroïdienne

Ce protocole décrit comment haute résolution techniques d’imagerie comme la tomographie par cohérence optique de domaine spectral et numérisation laser ophtalmologique peut être utilisé dans les petits rongeurs, à l’aide d’un système de plate-forme d’imagerie ophtalmique, pour obtenir des informations sur épaisseur de la rétine et microgliales cellulaire distribution, respectivement.

In Vivo Imagerie des souris journaliste Cx3cr1gfp/gfp avec domaine Spectral Optical Coherence Tomography et numérisation Laser ophtalmologique

Présenté ici est une plate-forme microscopique multiphoton pour l’imagerie de surface oculaire de souris vivante. La souris transgénique fluorescente permet la visualisation des noyaux cellulaires, des membranes cellulaires, des fibres nerveuses et des capillaires à l’intérieur de la surface oculaire. Les signaux non linéaires de deuxième génération harmonique dérivés de structures collagènes fournissent une imagerie sans étiquette pour les architectures stromales.

Une plate-forme personnalisée de microscopie multiphoton pour l’imagerie en direct de la cornée de souris et de la conjonctive

L’imagerie in vivo est un outil puissant pour l’étude de la biologie dans la santé et la maladie. Ce protocole décrit l’imagerie transpupillaire de la rétine de la souris avec un microscope standard à deux photons. Il démontre également différentes méthodes d’imagerie in vivo pour marquer par fluorescence plusieurs cohortes cellulaires de la rétine.

Transpupillaire Imagerie in vivo à deux photons de la rétine de souris

Ici, nous décrivons un protocole optimisé pour l’occlusion veineuse rétinienne à l’aide de rose bengale et un système de microscope d’imagerie rétinienne guidé par laser avec des recommandations pour maximiser sa reproductibilité dans les souches génétiquement modifiées.

Optimisation du modèle murin d’occlusion veineuse rétinienne pour limiter la variabilité

Nous décrivons ici une technique d’imagerie in vivo utilisant la tomographie par cohérence optique pour faciliter le diagnostic et la mesure quantitative de la rétinopathie chez la souris.

Application de la tomographie par cohérence optique à un modèle murin de rétinopathie

Ici, nous présentons trois protocoles d’analyse de données pour les images d’angiographie à la fluorescéine (AF) et de tomographie par cohérence optique (OCT) dans l’étude de l’occlusion veineuse rétinienne (OVR).

In vivo Lecture des lésions vasculaires dans la rétine de souris pour favoriser la reproductibilité

Le présent protocole décrit l’implantation et l’évaluation du mélanome dans la choroïde murine à l’aide de la tomographie par cohérence optique.

Implantation et évaluation du mélanome dans la choroïde murine par tomographie par cohérence optique

Découvrez l'imagerie multimodale in vivo pour suivre la néovascularisation choroïdienne chez la souris. Cette méthode combine OCT-SD et angiographie à la fluorescéine pour évaluer objectivement la progression des lésions rétiniennes.

In Vivo Imagerie multimodale et analyse du modèle de néovascularisation choroïdienne souris induite par Laser

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