Name: Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Découvrez la stimulation électrique transcrânienne chez les rongeurs éveillés grâce à une technique chirurgicale d'implantation d'électrodes. Cette méthode permet d'étudier la neuromodulation et la neuroplasticité motrice de manière fiable et répétable.

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Ce travail a été soutenu par la Fondation de recherche allemande (DFG RE 2740/3-1). Nous remercions Frank Huethe et Günther de Thomas de la production interne de la configuration de tES faits sur mesure et le DC-stimulateur.

pour la recherche impliquant des animaux, les approbations (spécifique au pays) pertinentes doivent être obtenues avant d’entreprendre des expériences. Toutes les expériences sur des animaux présentés ici sont effectuées selon la directive 2010/63/UE, la Loi sur la protection animale allemand mis à jour (&#34; Tierschutzgesetz &#34;) de juillet 2013 et les règlements de la recherche animale allemand mise à jour d’août 2013. Protocoles animales ont été approuvés par les autorités locales &#34; Commission pour l’expérimentation animale du Conseil régional de Fribourg &#34; et &#34; Commission pour l’expérimentation animale de l’University Medical Center Freiburg &#34;.
 1. préparation de l’Instrumentation et du matériel pour chirurgie <ol><li>Assurez-vous que celles indiquées dans la Figure 1 sont disponibles et déjà placé pour chirurgie.</li>
	<li>Préparer une plaque mince de platine rectangulaire (par exemple, 10 x 6 x 0,15 mm), qui servira la contre-électrode placée sous la peau sur la poitrine et percer deux petits trous dans deux coins opposés de la plaque.</li>
	<li>Souder un câble isolé avec une longueur d’environ 10 cm à l’aide d’une soudure sans plomb étain à l’un des coins (sans trous) de la plaque platine.</li>
	<li>Appliquer une petite goutte de colle histo-acrylique sur le joint de soudure pour isolement.</li>
</ol> 2. Préparation du rongeur pour chirurgie <ol><li>attribue un numéro de l’étude pour les rongeurs et l’indiquer sur la chirurgie préparée Cardinal</li>
	<li>Peser le rongeur et noter le poids sur la carte de la chirurgie. Calculer la dose d’anesthésique d’injection (p. ex., la kétamine 100 mg/kg de poids corporel plus xylazine 70 mg/kg de poids corporel chez le rat).</li>
	<li>Induce anesthésie par injection intrapéritonéale (i.p.) du montant calculé des anesthésiques. 
	Remarque : Lors de l’utilisation de l’anesthésie par inhalation à la place (p. ex., isoflurane), placer le rongeur dans une chambre à induction avec un flux continu d’environ 4 % d’oxygène de 1 à 2 L/min.</li>
	<li>Contrôle de profondeur de l’anesthésie par le réflexe de pincée d’orteil à partir 5 min après injection. Si le réflexe de pincée d’orteil est toujours présent, atteindre le prolongement et l’approfondissement de l’anesthésie par injection de 30 % de la dose initiale.
	<ol><li>Si à tout moment dans l’expérience renvoie le réflexe de pincée d’orteil, 30 % de la dose initiale de l’anesthésie doit être injecté.</li>
		<li>Lors de l’utilisation de l’anesthésie par inhalation, Rechercher perte du réflexe postural du rongeur dans la chambre de l’induction et vérifier la profondeur de l’anesthésie par l’absence d’un réflexe de pincée d’orteil. Si les réflexes sont toujours présents, prolonger la durée de la chambre de l’anesthésie. Tout au long de l’expérience entière, adapter le pourcentage d’isoflurane à la profondeur de l’anesthésie jusqu'à arriver à une concentration de maintenance d’isoflurane ~1-1.5%.</li>
		<li>En cas de la fréquence respiratoire diminue et haletant, diminuer le pourcentage ; lorsque le rongeur regagne le réflexe de pincée d’orteil ou montre le mouvement spontané, augmenter le pourcentage des anesthésiques par inhalation.</li>
	</ol></li> <li>, Dès que les réflexes sont absents, placer le rongeur sur le banc de laboratoire ou tenez-le dans la main. 
	Remarque : Lors de l’utilisation de l’anesthésie par inhalation, fournir un débit continu isoflurane réduite (maintenant entre 2-3 %) en utilisant un embout relié à la nébulisation.</li>
	<li>Enlever les poils sur le rat &#39; s la tête en se rasant la zone jusqu’aux oreilles et entre le niveau des yeux rostral juste derrière les oreilles avec une tondeuse. Puis enlever les poils sur la poitrine en se rasant la zone située entre les pattes antérieures de la xiphoïde jusqu'à les clavicules. 
	NOTE : Garder la peau sous tension facilite le rasage.</li>
	<li>Couvrir les yeux du rat avec une goutte de pommade ophtalmique pour protéger la cornée.</li>
	<li>Marquer le rat &#39; oreille s selon le nombre d’étude attribuée. 
	Remarque : Selon la durée de l’étude, une marque de la queue peut être suffisante, sinon le fléchage normalisé est préférable.</li>
</ol> 3. Intervention chirurgicale : Poitrine électrode Implantation Remarque : cette étape peut être sautée lorsque la contre-électrode est placée à l’extérieur sur la poitrine rasée avec un gilet.
<ol><li>Lieu le rongeur enclin (sur la poitrine) sur la table d’opération. 
	Remarque : En cas d’anesthésie par inhalation, garder le rat &#39; museau s placée dans l’embout de l’anesthésie, réduisant la concentration de l’isoflurane à 1,5 à 2 %.</li>
	<li>Désinfecter cuir chevelu rasé avec un spray désinfectant ou avec un coton tige imbibé d’antiseptique (par exemple, éthanol 70 %) et laisser sécher à l’air. Répéter deux fois.</li>
	<li>Couper la peau avec un scalpel dans une ligne de niveau des yeux rostral au milieu niveau oreille. 
	Remarque : Ceci permet pour le tunneling de raccordement de l’électrode implantée poitrine vers le haut de la tête et est également la coupe désirée pour l’emplacement de prise des électrodes DCS.</li>
	<li>Tourner le rat à la position couchée, afin que la poitrine soit exposée.</li>
	<li>Désinfecter la peau de la poitrine, comme décrit à l’étape 3.2.</li>
	<li>Élever la peau latérale de la poitrine droite avec un forceps de tissu et couper une boutonnière avec des petits ciseaux d’environ 0,5 cm médiale de l’aisselle droite. Puis faites une coupe sagittale tout droit dans l’orientation crânienne avec les ciseaux.</li>
	<li>Former une poche sous-cutanée par atraumatically déconnecter la peau le muscle pectoral majeur gauche. Le faire en ouvrant à plusieurs reprises les petits ciseaux (ou un coton-tige imbibé de saline).</li>
	<li>Mettez l’animal sur le côté droit de tunnel le chemin de câble depuis le coin gauche occipital de la peau tête ouverte le long du cou jusqu'à la sortie dans la poche pectorale en pénétrant dans le fascia superficiel avec une pincette homéostatique.</li>
	<li>Ouvrez soigneusement le forceps homéostatique pour attraper l’extrémité du câble électrode attachée à l’électrode de platine sans qu’ils s’éloignent pointus. Tirez le câble à travers le tunnel jusqu'à ce que l’électrode pénètre dans le sachet, orienté avec le brasage pointent vers le membre postérieur gauche de rongeurs. Remettez les rongeurs à la position couchée.</li>
	<li>Fixer la plaque platine avec une suture non résorbable tressée synthétique stérile au fascia pectoral sur les deux s’opposant à des trous d’angle (4-5 noeuds sont recommandés pour la stabilité).</li>
	<li>De même fixer le câble à l’aponévrose d’un noeud lâche, formant une boucle avant l’entrée du tunnel.</li>
	<li>Fermer la peau avec des sutures cutanées 3-4 selon la taille de la coupe (le même matériel de suture peut être utilisé que pour l’électrode et le câble).</li>
</ol> 4. Intervention chirurgicale : Placement de la Epicranial de tES prise <ol><li>Place l’animal dans un cadre stéréotaxique. 
	Remarque : Si l’utilisation de l’anesthésie par inhalation, abaisser la concentration de l’anesthésique à un flux d’isoflurane entretien de ~1.5-1 %, ajusté à l’orteil pincée réflexe et la respiration.</li>
	<li>Désinfecter le cuir chevelu rasé comme décrit à l’étape 3.2.</li>
	<li>Couper la peau avec un scalpel dans une ligne de niveau des yeux rostral au milieu niveau oreille. 
	Remarque : Si la poitrine électrode placement s’est déroulée, 4.2 et 4.3 des mesures ont déjà été réalisées.</li>
	Swaps de <li>gratter hors le périoste (tissu conjonctif sur le crâne) sur les côtés avec le scalpel et bien essuyer avec du coton. Fixer le tissu conjonctif aux 4 coins de la coupe avec des colliers bouledogue et laissez-les pendre latéralement pour garder le domaine de la chirurgie ouverte.</li>
	<li>Appliquer 0,9 % sérum physiologique pour nettoyer la surface osseuse et les tissus avec des cotons-tiges. Ensuite, nettoyez la surface osseuse avec 3 % H 2 O 2. Éviter tout contact avec les muqueuses. Par les présentes, l’os sont plus soigneusement nettoyés et saignements mineurs de l’os seront arrêté. En outre, les résidus du périoste deviennent visibles. Enlever ces résidus avec un coton-tige en exerçant une pression modérée. 
	Remarque : Suppression des résidus périoste augmentera adhérence et la durabilité de la prise de tES collée sur l’OS.
	<ol><li>En cas de saignement imparable, utiliser une perceuse bone et touchez-le pour 1-3 s avec une légère pression sur l’OS. Ce procédé mécanique s’arrête le plus souvent le saignement sans chauffage significatif. N’utilisez jamais de bistouri électrique sur l’OS ; même brève application entraînera des lésions tissulaires cérébrales (électrocautérisation doit uniquement être utilisée pour plaie tissulaire saignement).</li>
	</ol></li> <li>Comme les vis de fixation vont améliorer l’adhérence de l’installation, choisissez une mèche à l’ajustement de la taille de la vis. Placez les deux trous de burr sur deux plaques de différents OS de pré-perçage avec une perceuse à main, puis par l’application légère pression verticale avec la perceuse bone. Éviter la proximité immédiate de la position désirée de la douille pour tES il pourrait gêner vissage dans l’électrode (par exemple, pour la gauche tES cortex moteur primaire, choisir la position de la vis pariétale droite frontale et postérieure).</li>
	<li>Dans le cas d’une contre-électrode implantés, burr un troisième trou situé dans l’os pariétal postérieur droit pour la future fixation du câble tunnelé.</li>
	<li>Placer les vis en plastique dans les trous de burr et visser jusqu'à ce que le premier frottement se fait sentir. Puis effectuez trois tours de vis supplémentaires à 180 °. Vérifiez avec une pince pour la stabilité de la vis et un tour de plus, si pas assez serré. 
	Remarque : Pour les rats adultes cela garantira péridurale mise en place des vis sans endommager la dura ou du cerveau (selon le modèle de filetage de la vis, le virage numéro peut varier). L’utilisation de vis en acier inoxydable devrait également être possible, puisque même à DCS les densités de courant au-dessus du seuil de neurodégénérescence, position des vis ne pas perturber la localisation de la lésion ou l’étendue sous les vis.</li>
	<li>Tournant sur le fer à souder et préchauffer pendant environ 5 min. enrouler le câble sortant du tunnel occipitally autour de la vis pariétal droit et puis coupez-le, en laissant environ 1 cm de câble derrière l’enroulement. Soigneusement le dénuder le câble avec un scalpel fin.</li>
	<li>Fixer le câble poussif à la vis et l’OS avec de la colle PHOTOABSORBANTS.</li>
	<li>Appliquer une petite quantité de la soudure étain sans plomb au connecteur et aux fils dénudés du câble électrode compteur et raccorder les deux en appuyant brièvement sur les deux pièces de pré soudées ensemble tout en touchant la panne jusqu'à ce que la soudure étain fonde (environ 2-3 s). Retirer la panne immédiatement pour éviter un réchauffement excessif métallique du câble avec des lésions tissulaires subséquentes.</li>
	<li>Ramasser la prise d’électrode personnalisé fait tES ( Figure 1 b, en rouge) avec une pince pointe courbée et dentelée et appliquer une fine couche de colle de PHOTOABSORBANTS jusqu’au bord inférieur de la douille. Pour l’emplacement au-dessus du cortex moteur et à l’aide d’une douille de diamètre 4 mm, placer le point de prise milieu à 2 mm antérieure et latérale de 2 mm de la bregma. Pour ce poste, la frontière médiale de la douille doit finir directement la suture sagittale et la frontière caudale devrait se terminer à la hauteur du bregma. Appuyez sur la prise brièvement sur l’OS (la plupart des colles PHOTOABSORBANTS durcissent par pression). 
	NOTE : Placer une source lumineuse directement au-dessus de la douille peut soulager en plaçant la prise.</li>
	<li>Veiller à ce que l’os dans la zone de la douille est libre de la colle (en vérifiant avec la lumière parce que la colle est le reflet). Dans le cas de colle déversements, retirer la douille, gratter la colle avec le scalpel et répétez l’étape 4.12.</li>
	<li>Après la prise de courant est en place et la zone de stimulation ultérieure est exempte de colle, tout d’abord sceller le bord latéral de la douille aux tissus voisins avec une petite goutte de colle PHOTOABSORBANTS pour éviter un pont liquide qui pourrait conduire à la manœuvre du courant à cet endroit. N’appliquez pas trop de colle car elle peut s’écoule dans la zone de stimulation (dans ce cas, retournez à l’étape 4.12). 
	NOTE : Garder la zone de stimulation exempte de colle est cruciale car une réduction de la zone de stimulation pourrait augmenter considérablement la densité de courant (A/m²).</li>
	<li>Couvrir toutes les vis avec de la colle PHOTOABSORBANTS.</li>
	<li>Mélanger le ciment acrylique dentaire bi-composants dans un tube en silicone petits ou en verre. Dès qu’il devient visqueux, l’appliquer avec une spatule dentaire pour assurer l’étanchéité des frontières restants de la prise jusqu'à l’OS. Éviter tout écoulement de ciment acrylique dentaire dans la zone de stimulation.</li>
	<li>Enfin couvrir le crâne entier vis, câble d’électrode de compteur et la douille jusqu'à &#8531; de la douille avec ciment acrylique dentaire. Veiller à ce que le ciment ait la viscosité correcte : si trop liquide, il s’écoule dans les tissus environnants ; Si trop dur il est difficile de le distribuer uniformément.</li>
	<li>Quand tout l’OS est couvert et le ciment est durci, retirer les pinces de bouledogue ; la peau devrait toucher le ciment bâti pour que la suture n’est pas nécessaire. (Si la première coupe a été choisi trop long et le tissu conjonctif ou musculaire est visible, appliquer une suture comme indiqué au point 3.12).</li>
	<li>, Appliquer une couche d’iode avec un tampon de coton autour de la bordure de la peau coupée et injecter par voie sous-cutanée carprofène (5 mg/kg de poids corporel dissous dans 5 à 7,5 mL de sérum physiologique 0,9 % pour le remplacement de liquide et de traitement de douleur). 
	Remarque : Si vous utilisez l’anesthésie par inhalation, éteignez-le maintenant.</li>
	<li>Placer le rongeur dans une boîte de réchauffement de la planète pour la récupération de l’anesthésie, jusqu'à ce que le rongeur est éveillé et la stabilité posturale est rétablie. 
	Remarque : Vérifier l’animal &#39; développement de s de poids, plaie critères de bien-être de l’État et générales par jour selon l’institution &#39; Recommandation s.</li>
</ol> 5. Procédure de Stimulation transcrânienne électrique Remarque : anesthésie affectent les tES effets, effectuer la stimulation chez les rongeurs alertes chaque fois que possible est recommandée. Permettre le rongeur à récupérer pendant au moins 5 jours (la guérison de la plaie de la tête et la poitrine) avant de commencer les expériences. Expériences peuvent être effectuées aux périodes antérieures après la chirurgie, lorsque vous utilisez une contre-électrode externe fixé avec un gilet, car la plaie de la poitrine est plus irritable ; mais les animaux doivent être habitués à la veste de l’électrode pendant plusieurs jours et interférence avec des tâches comportementales peut-être se produire.
<ol><li>Remplir la douille d’électrode de tES moitié avec la solution saline à 0,9 % et enlever les bulles d’air.</li>
	<li>Êtrefore tDCS cathodiques sessions, toujours vérifier la chloration et le cas échéant (par exemple, une surface argentée brillante), re-chlorer l’électrode Ag/AgCl. Avant les sessions tDCS anodiques, éliminer les possible excès AgCl dépôts des stimulations précédentes avec papier de verre pour permettre une bonne conductivité durant la stimulation. Visser le bouchon à vis tES électrode ( Figure 1 b, morceau gris). 
	ATTENTION : Défaut de ré-chlorer l’électrode entre les sessions tDCS cathodiques conduira jusqu'à épuisement de la chloration pendant la stimulation et à accumulation toxique par réaction électrochimique. Cela va entraîner des lésions tissulaires. La chloration n’est pas nécessaire dans une seule session si la durée de la stimulation est de moins de 20 min.</li>
	<li>Connecter les câbles aux deux connecteurs sur la tête (pour la stimulation anodique, le câble anodique est connecté au connecteur sur le bouchon à vis, pour la stimulation cathodique, il est opposé). 
	Remarque : Lorsque vous utilisez une contre-électrode placés à l’extérieur, elle recouvre la contre-électrode avec gel conducteur et placez-les sur les rongeurs &#39; poitrine s. C’est plus facile si l’électrode est préalablement fixé dans un petit gilet de rongeur, qui le rongeur peut porter durant la stimulation.</li>
	<li>Place le rongeur dans la cage expérimental, avec les câbles connecté à un émerillon au-dessus de la cage qui permet le mouvement gratuite.</li>
	<li>Allumez le stimulateur et ajustez les paramètres de stimulation (intensité de stimulation, la durée, rampe et descendre de temps).</li>
	<li>Quand ne pas utiliser un appareil de stimulation disponibles dans le commerce avec une sécurité arrêter et l’alarme de déconnexion, inclure un compteur dans le circuit pour vérifier le flux de courant constant. 
	Remarque : Avec cette configuration, la stimulation peut être appliquée au cours de performances ou de la formation de tâches comportementales.</li>
	<li>Recherchez les signes de stress ou d’inconfort du rongeur pendant la stimulation.</li>
	<li>Après la fin de la stimulation, déconnectez les câbles, dévisser le bouchon de l’électrode sur la tête et nettoyer et sécher la prise avec un coton-tige. Retourner les rongeurs à l’environnement familial ou de procéder à une procédure comportementale si vous le souhaitez.</li>
</ol>

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<li>Zhang, D. X., Levy, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ketamine+blocks+the+induction+of+LTP+at+the+lateral+entorhinal+cortex-dentate+gyrus+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses.</a> Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole décrit les matériaux typiques et les étapes de la procédure chirurgicale réalisation d’une installation permanente de tES, ainsi que pour la stimulation ultérieure chez les rongeurs alertes. Au cours de la préparation d’un rongeur tES expériences, plusieurs aspects méthodologiques (innocuité et la tolérabilité du tES, paramètre de résultat) ainsi que des aspects conceptuels (comparaison avec la condition humaine, les effets attendus de la stimulation sur un cerveau particulière région) il fallait prendre en ...

L’administration transcrânienne de courants électriques dans le cerveau (tES) a été utilisée pendant des décennies d’étudier le fonctionnement du cerveau et de modifier le comportement. Plus récemment, appliquer directement des courants, ou moins fréquemment des courants alternatifs (TAC et tRNS), non invasive à travers le crâne intact par l’utilisation de deux ou plusieurs électrodes (anodes et cathode(s)) a acquis un intérêt scientifique et clinique. En particulier, STD a été utilisé dans plus de 33 200 sessions de sujets sains et des patients atteints de maladies neuropsychiatriques et a émergé comme un coffre-fort et facile, application de chevet rentable, avec potentiel thérapeutique possible mais aussi de longue durée effets sur le comportement1. Cela a clairement donné le besoin accru et l’intérêt scientifique pour des études mécanistes, y compris les aspects de sécurité. Cet article se concentre sur la forme plus couramment utilisée de la stimulation, Std.
Selon les espèces, tDCS module excitabilité corticale et la plasticité synaptique. Changements d’excitabilité ont été signalés comme dépendante de polarité altération du taux de décharge neuronale spontanée dans les rats et les chats2,3,4, ou comme des changements de moteurs amplitudes de (MEP) des potentiels évoqués chez les humains et les souris ( tous deux augmenté après anodiques et une diminution après tDCS cathodiques : humain5,6; souris7). DCS anodiques ont augmenté l’efficacité synaptique du cortex moteur ou hippocampe synapses in vitro pendant plusieurs heures après stimulation ou potentialisation de long terme (LTP), lorsque appliquées conjointement avec un apport spécifique de synaptique faible ou lorsqu’il est administré avant une plasticité induire la stimulation8,9,10,11,12. En conformité, les avantages de la stimulation sur la réussite de la formation motrice ou cognitive sont révèlent souvent seulement si STD est appliquée conjointement avec formation8,13,14,15. Bien que ces résultats antérieurs sont attribués principalement aux fonctions des neurones, il convient de noter que les cellules non neuronales (glia) peuvent aussi contribuer à effets fonctionnels du CDV. Par exemple, taux de calcium intracellulaire astrocytaires augmentent tDCS anodique en alerte souris16. De même, tDCS anodique à des densités de courant inférieures au seuil pour la neurodégénérescence induite par une activation de dose dépendante des microglies17. Toutefois, la modulation des interactions neurone-glie par tDCS doit être une enquête spécifique.
Prises ensemble, animale recherche avancée clairement notre compréhension de l’effet modulatrice de TDC sur l’excitabilité et de la plasticité. Cependant, il y a une observable « écart translationnel inverse » à l’augmentation exponentielle des publications d’études tDCS humaine contraste avec la lenteur et la légère augmentation dans les enquêtes sur les mécanismes sous-jacents de tES dans in vitro et in vivo des modèles animaux. En outre, rongeurs tES modèles sont effectuées avec une variabilité élevée dans l’ensemble des laboratoires de recherche (allant de transdermal epicranial stimulation) et procédures de stimulation signalés ne sont souvent pas totalement transparents qui entravent la comparabilité et reproductibilité des données de la recherche fondamentale ainsi que l’interprétation des résultats.
Ici, nous décrivons en détail la mise en œuvre chirurgicale d’une machination de stimulation transcranienne cerveau ciblant le cortex moteur primaire, ce qui permet la traduction de la condition humaine tDCS tout en minimisant la variabilité et permet une stimulation répétée sans comportement gênant. Un protocole étape par étape pour tES ultérieurs chez les rats alertes est fourni. Les auteurs discutent des aspects méthodologiques et conceptuels d’application sûre de tES rongeurs alerte.

<table><tbody><tr><td>Softasept N</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland</td><td>3887138</td><td>antiseptique</td></tr><tr><td>Éthanol 70 %</td><td>Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>Pince à pointe arquée</td><td>FST Outils de sciences fines, Heidelberg, Deutschland</td><td>11071-10</td><td></td></tr><tr><td>Pince à iris, 10cm, droite, dentelée</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Manche de scalpel #3, 13cm</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Lame de scalpel standard #10</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500239</td><td></td></tr><tr><td>écouvillons en cellulose Zelletten</td><td>Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland</td><td>13349</td><td>5 x 4 cm&nbsp ;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>AbbVie Deutschland GmbH & Co</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>ciseaux Iris, 11,5 cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, États-Unis, Inc, Sarasota, FL, États-Unis</td><td>501758</td><td>petits ciseaux</td></tr><tr><td>coton-tige/cotons-tiges</td><td>Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH12.1</td> Pince hémostatique <td>Rotilabo</td></tr><tr><td>Kelly, 14 cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, États-Unis, Inc, Sarasota, FL, États-Unis</td><td>501241</td><td></td></tr><tr><td>Plaque d’électrode de pince chirurgicale (platine)</td><td></td><td>Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland</td><td>10x6 mm, 0,15 mm d’épaisseur</td></tr><tr><td>Brins de cuivre isolés (~1 mm de diamètre)</td><td>Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Allemagne</td><td>Câble d’électrode</td><td>LITZE BL</td></tr><tr><td>Weller EC 2002 M Station de soudage</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Allemagne</td><td></td><td></td>EC2002M1D</tr><tr><td>Iso-Core EL 0,5 mm</td><td>FELDER GMBH L&ouml ; ttechnik, Oberhausen, Deutschland</td><td>20970510</td><td>soudure sans plomb</td></tr><tr><td>MERSILENE Suture en fibre de polyester</td><td>Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Allemagne</td><td>Suture tressée non résorbable</td><td>R871H</td>, 4-0</tr><tr><td>Histoacryl</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland</td><td>9381104</td><td>cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Ketamin 10 %</td><td>Medistar GmbH, Allemagne</td><td>n/a</td><td>anesthésiques</td></tr><tr><td>Rompun 2 % (Xylazine)</td><td>Bayer GmbH, Allemagne</td><td>n/a</td><td>anesthésiques</td></tr></tbody></table>

stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

La stimulation transcrânienne électrique cérébrale peut moduler excitabilité corticale et la plasticité chez les humains et les rongeurs. La forme la plus courante de stimulation chez l’être humain est la stimulation transcrânienne courant continu (CDV). Moins fréquemment, la stimulation transcrânienne courant alternatif (TAC) ou la stimulation transcrânienne bruit aléatoire (tRNS), une forme spécifique de TAC à l’aide d’un courant électrique appliqué au hasard dans une plage de fréquences prédéfinies, est utilisée. L’augmentation de la recherche de stimulation de cerveau électrique non invasive chez l’homme, tous deux à des fins expérimentales et cliniques, a donné un besoin accru d’études de sécurité de base, mécaniste, chez les animaux. Cet article décrit un modèle pour la stimulation transcrânienne électrique cérébrale (tES) à travers le crâne intact ciblant le système moteur chez les rongeurs alertes. Le protocole fournit des instructions détaillées pour la mise en place chirurgicale d’une prise d’électrode permanente epicranial combiné avec une contre-électrode implantés sur la poitrine. En plaçant une électrode de stimulation dans la prise d’epicranial, des types différents de stimulation électrique, comparables au CDV, TAC et tRNS chez l’homme, peuvent être livrés. En outre, des mesures concrètes pour tES rongeurs alerte sont introduites. La densité de courant appliquée, la durée de la stimulation et type de stimulation peuvent être choisies selon les besoins expérimentaux. Les mises en garde, les avantages et les inconvénients de cette configuration sont discutés, ainsi que les aspects sécuritaires et tolérabilité.

La mise en œuvre décrit d’un set-up pour fiable tES répétées chez les rongeurs alertes peut être intégré facilement dans expériences mécanistes, études dose-réponse ou des expériences, y compris des tâches comportementales. A ce jour, la comparabilité des données provenant d’études animales à l’aide de tES (non invasif) est entravée par la variabilité des configurations de stimulation tES entre laboratoires et par des différences dans les paramètres de stimulation (par exemple, d...

Ce protocole décrit un montage chirurgical pour une prise d’électrode permanente epicranial et une électrode de poitrine implanté chez les rongeurs. En plaçant une deuxième électrode dans la douille, différents types de stimulation électrique cérébrale transcrânienne peuvent être livrés au système moteur chez les animaux alerte à travers le crâne intact.

Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

L'objectif général de cette procédure chirurgicale est de permettre une stimulation cérébrale électrique transcrânienne fiable et répétée chez des rongeurs éveillés. Cette méthode peut contribuer à répondre à des questions clés dans le domaine de la neuromodulation et de la neuroplasticité, grâce à une stimulation électrique ciblée des réseaux cérébraux afin d'améliorer la fonction motrice ou de corriger des déficits. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à réaliser des séances répétées de stimulation cérébrale électrique non invasive chez des rongeurs éveillés, sans provoquer de malaise ni interférer de manière significative avec les mesures comportementales.Les personnes novices dans cette méthode peuvent éprouver des difficultés, car il est souvent difficile pour les investigateurs inexpérimentés de trouver le bon trajet pour le tunnel allant de la poitrine à la tête, ainsi que de préparer correctement l’os avant la pose de la douille d’électrode. Une démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes chirurgicales de placement de la douille d’électrode, ainsi que la préparation et la mise en place des électrodes pour la stimulatio

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Cette vidéo montre la méthode d’implantation d’un système d’électrodes sur la tête chez un rat anesthésié pour la détection des crises en temps réel. La procédure comprend la mise en place d’électrodes de stimulation et d’enregistrement, leur fixation avec du ciment dentaire et leur connexion à un amplificateur monté sur la tête.

Implantation d’un système d’électrode sur la tête dans un modèle de rat pour la détection en temps réel des crises

Source : Fritsch, B. et al. Stimulation cérébrale électrique transcrânienne chez les rongeurs alertes. J. Vis. Exp. (2017)Cette vidéo démontre l’implantation d’électrodes et l’application de la stimulation électrique transcrânienne (TE) au cortex moteur de rats alertes. Il décrit les étapes impliquées dans le placement des électrodes, l’administration de la stimulation et l’activation neuronale et microgliale qui en résulte, mettant en évidence son potentiel neurothérapeutique.

Stimulation électrique transcrânienne du cortex moteur chez un rat éveillé

Source : Beom, J., et al. Stimulation magnétique transcrânienne répétitive à l’hémisphère unilatéral du cerveau du rat. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo démontre l’application de la stimulation magnétique transcrânienne répétitive (rTMS) chez des rats anesthésiés pour moduler l’excitabilité corticale. La procédure consiste à déterminer le seuil moteur (MT) pour établir la stimulation de base, puis à appliquer la rTMS à une intensité supérieure à la MT pour induire une dépolarisation neuronale.

Modulation de l’excitabilité corticale chez un rat à l’aide d’une stimulation magnétique transcrânienne répétitive

Une méthode d’implantation d’électrodes dans le noyau sous-thalamique (STN) de rats est décrite. Une meilleure localisation du STN a été obtenue grâce à l’utilisation d’un système de microenregistrement. De plus, une configuration de stimulation est présentée qui se caractérise par des connexions durables entre la tête de l’animal et le stimulateur.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Nous avons appliqué une stimulation magnétique transcrânienne répétitive (rTMS) à l’hémisphère unilatéral du cerveau du rat, en plaçant une bobine en forme de 8 de 25 mm à 1 cm du sommet sur la ligne biauriculaire et en angulant la bobine de 45°. Un système de refroidissement par eau interne a été utilisé pour le rTMS pendant plus de 20 min.

Répétitif stimulation magnétique transcrânienne à l&#39;Unilatérale hémisphère de cerveau de rat

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Ce protocole détaillé décrit le placement des électrodes stimulation transcrânienne sur l’OS temporal afin d’étudier les effets à court et à long terme de stimulation électrique transcranienne en se déplaçant librement des rats.

La Stimulation électrique chronique transcrânienne et Intracortical enregistrement chez le rat

La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique thérapeutique proposée pour traiter les maladies psychiatriques. Un modèle animal est essentiel pour comprendre les altérations biologiques spécifiques évoquées par STD. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée.

Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) chez la souris

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

Nous décrivons un protocole d’évaluation des courbes dose-réponse pour la stimulation extracrânienne en termes de mesures du champ électrique cérébral et d’un biomarqueur-flux sanguin cérébral pertinent. Étant donné que ce protocole implique la mise en place invasive d’électrodes dans le cerveau, une anesthésie générale est nécessaire, la respiration spontanée étant préférée aux respirations contrôlées.

Mise en place d’électrodes de stimulation extracrânienne et mesure du débit sanguin cérébral et des champs électriques intracrâniens chez des souris anesthésiées

Découvrez la stimulation électrique transcrânienne chez les rongeurs éveillés grâce à une technique chirurgicale d'implantation d'électrodes. Cette méthode permet d'étudier la neuromodulation et la neuroplasticité motrice de manière fiable et répétable.

Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

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