Name: Techniques pour étudier l’anatomie du système visuel Ant (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Découvrez des techniques de microscopie photonique et électronique pour étudier l'anatomie du système visuel des fourmis. Ces méthodes permettent d'estimer la sensibilité optique et l'acuité visuelle.

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Nous sommes reconnaissants à Jochen Zeil, Paul Cooper et Birgit Greiner pour partager leurs connaissances en anatomie insecte et pour avoir fait preuve de plusieurs des techniques que nous avons décrit ici. Nous sommes reconnaissants envers le personnel talentueux et de soutien au Centre de microscopie de pointe à ANU et microscopie de l’appareil à MQU. Ce travail a été soutenu par une bourse d’études supérieures de FRE et aux dons de l’Australian Research Council (DE120100019, FT140100221, DP150101172).

<ol><li>Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+homing%3A+an+insect+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visual homing: an insect perspective.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 22, 285-293 (2012).</li>
<li>Wehner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ant+navigation%3A+how+miniature+brains+solve+complex+tasks%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Desert ant navigation: how miniature brains solve complex tasks.</a> J. Comp. Physiol. A. 189, 579-588 (2003).</li>
<li>Fent, K., Wehner, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17779641">Ocelli: a celestial compass in the desert ant Cataglyphis.</a> Science. 228, 192-194 (1985).</li>
<li>Warrant, E. J., Dacke, M. <a target="_blank" href="http://physiologyonline.physiology.org/content/31/3/182">Visual navigation in nocturnal Insects.</a> Physiology. 31, 182-192 (2016).</li>
<li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dual+function+of+Orchid+bee+ocelli+as+revealed+by+x-ray+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">The dual function of Orchid bee ocelli as revealed by x-ray microtomography.</a> Curr. Biol. 26, 1-6 (2016).</li>
<li>Hölldobler, B., Wilson, E. O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aH%C3%B6lldobler%2C+B+%22The+Ants%22">The Ants</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1990).</li>
<li>Ali, T. M. M., Urbani, C. B., Billen, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF01140185">Multiple jumping behaviors in the ant Harpegnathos saltator.</a> Naturwissen. 79, 374-376 (1992).</li>
<li>Weiser, M. D., Kaspari, M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.0307-6946.2006.00759.x/abstract">Ecological morphospace of New World ants.</a> Ecol. Entomol. 31, 131-142 (2006).</li>
<li>Bulova, S., Purce, K., Khodak, P., Sulger, E., O'Donnell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Into+the+black+and+back%3A+the+ecology+of+brain+investment+in+Neotropical+army+ants+%28Formicidae%3A+Dorylinae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissen%22%5BJournal%5D)">Into the black and back: the ecology of brain investment in Neotropical army ants (Formicidae: Dorylinae).</a> Naturwissen. 103, 3-4 (2016).</li>
<li>Narendra, A., Reid, S. F., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+twilight+zone%3A+ambient+light+levels+trigger+activity+in+primitive+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">The twilight zone: ambient light levels trigger activity in primitive ants.</a> Proc. R. Soc. B. 277, 1531-1538 (2010).</li>
<li>Narendra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caste-specific+visual+adaptations+to+distinct+daily+activity+schedules+in+Australian+Myrmecia+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Caste-specific visual adaptations to distinct daily activity schedules in Australian Myrmecia ants.</a> Proc. R. Soc. B. 278, 1141-1149 (2011).</li>
<li>Moser, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/9853">Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates.</a> J. Zool. 264, 69-75 (2004).</li>
<li>Stöckl, A. L., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptations+for+nocturnal+and+diurnal+vision+in+the+hawkmoth+lamina%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptations for nocturnal and diurnal vision in the hawkmoth lamina.</a> J. Comp. Neurol. 524, 160-175 (2016).</li>
<li>Zeil, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00605027">Sexual dimorphism in the visual system of flies: the compound eyes and neural superposition in Bibionidae (Diptera).</a> J. Comp. Physiol. A. 150, 379-393 (1983).</li>
<li>Dacke, M., Nordström, P., Scholtz, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twilight+orientation+to+polarised+light+in+the+crepuscular+dung+beetle+Scarabaeus+zambesianus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Twilight orientation to polarised light in the crepuscular dung beetle Scarabaeus zambesianus.</a> J. Exp. Biol. 206, 1535-1543 (2003).</li>
<li>Greiner, B., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+and+optical+adaptations+for+nocturnal+vision+in+the+halictid+bee+Megalopta+genalis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal and optical adaptations for nocturnal vision in the halictid bee Megalopta genalis.</a> Cell Tiss Res. 316, 377-390 (2004).</li>
<li>Warrant, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nocturnal+vision+and+landmark+orientation+in+a+tropical+halictid+bee%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nocturnal vision and landmark orientation in a tropical halictid bee.</a> Curr. Biol. 14, 1309-1318 (2004).</li>
<li>Lattke, J. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLattke%2C+JE+%22Ants+Standard+Methods+for+Measuring+and+Monitoring+Biodiversity%22">Ants Standard Methods for Measuring and Monitoring Biodiversity</a>. , 155-171 (2000).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRibi%2C+WA+%22A+Handbook+in+Biological+Electron+Microscopy%22">A Handbook in Biological Electron Microscopy</a>. , 1-106 (1987).</li>
<li>Narendra, A., Ramirez-Esquivel, F., Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+eye+and+ocellar+structure+for+walking+and+flying+modes+of+locomotion+in+the+Australian+ant%2C+Camponotus+consobrinus%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Compound eye and ocellar structure for walking and flying modes of locomotion in the Australian ant, Camponotus consobrinus.</a> Sci. Rep. 6, 22331(2016).</li>
<li>Narendra, A., Greiner, B., Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+and+dark+adaptation+mechanisms+in+the+compound+eyes+of+Myrmecia+ants+that+occupy+discrete+temporal+niches%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Light and dark adaptation mechanisms in the compound eyes of Myrmecia ants that occupy discrete temporal niches.</a> J. Exp. Biol. 219, 2435-2442 (2016).</li>
<li>Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+visual+system+of+the+Australian+%26%2334%3BRedeye%26%2334%3B+cicada+%28Psaltoda+moerens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The visual system of the Australian &#34;Redeye&#34; cicada (Psaltoda moerens).</a> Arthr. Struct. Dev. 44, 574-586 (2015).</li>
<li>Ribi, W. A., Warrant, E. J., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+honeybee+ocelli%3A+regional+specializations+and+rhabdom+arrangements%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The organization of honeybee ocelli: regional specializations and rhabdom arrangements.</a> Arthr. Struct. Dev. 40, 509-520 (2011).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colour+receptors+in+the+eye+of+the+digger+wasp%2C+Sphex+cognatus+Smith%3A+evaluation+by+selective+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Colour receptors in the eye of the digger wasp, Sphex cognatus Smith: evaluation by selective adaptation.</a> Cell Tiss. Res. 195, 471-483 (1978).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+and+migration+of+screening+pigments+in+the+retina+of+Pieris+rapae+L.+%28Lepidoptera%2C+Pieridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure and migration of screening pigments in the retina of Pieris rapae L. (Lepidoptera, Pieridae).</a> Cell Tiss. Res. 191, 57-73 (1978).</li>
<li>Lau, T., Gross, E., Meyer-Rochow, V. B. <a target="_blank" href="https://www.eje.cz/pdfs/eje/2007/03/14.pdf">Sexual dimorphism and light/dark adaptation in the compound eyes of male and female Acentria ephemerella (Lepidoptera: Pyraloidea: Crambidae).</a> Eur. J. Entomol. 104, 459-470 (2007).</li>
<li>Wipfler, B., Pohl, H., Yavorskaya, M. I., Beutel, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+analysing+insect+structures+-+the+role+of+morphology+in+the+age+of+phylogenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">A review of methods for analysing insect structures - the role of morphology in the age of phylogenomics.</a> Curr. Opin. Insect Sci. 18, 60-68 (2016).</li>
<li>Streinzer, M., Brockmann, A., Nagaraja, N., Spaethe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+and+caste-specific+variation+in+compound+eye+morphology+of+five+honeybee+species%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex and caste-specific variation in compound eye morphology of five honeybee species.</a> PLoS ONE. 8, e57702(2013).</li>
<li>Somanathan, H., Warrant, E. J., Borges, R. M., Wallén, R., Kelber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+and+sensitivity+of+the+eyes+of+the+Asian+honeybees+Apis+florea%2C+Apis+cerana+and+Apis+dorsata%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Resolution and sensitivity of the eyes of the Asian honeybees Apis florea, Apis cerana and Apis dorsata.</a> J. Exp. Biol. 212, 2448-2453 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêts opposés.

La suite des méthodes décrites ci-dessus permettent une enquête efficace sur le système optique de fourmis et autres insectes. Ces techniques d’informent notre compréhension de la résolution d’échantillonnage, une sensibilité optique et sensibilité potentielle de polarisation de le œil à l’étude. Cette connaissance fournit une base importante pour physiologique et comportementaux enquête sur leurs capacités visuelles. En outre, alors que les méthodes détaillées ici ont mis l’accent sur les systèmes visuels de fourmi, ces...

Vision est une modalité sensorielle importante pour la plupart des animaux. Vision est particulièrement cruciale dans le contexte de la navigation pour repérage buts, établissant et adhérant aux liaisons et l’obtention des informations boussole1,2. Détecter des informations visuelles à l’aide d’une paire d’yeux composés des insectes et, dans certains cas, yeux simples placés sur le dos d’un à trois appelés ocelles3,4,5.
Aux yeux des fourmis sont particulièrement intéressants parce que, tandis que les fourmis sont merveilleusement variés, ils conservent certaines caractéristiques clés selon les espèces. Malgré une variation dramatique dans l’anatomie, la taille et l’écologie, la grande majorité des espèces est eusocial et vive en colonies ; ainsi, différentes espèces rencontrent des défis visuels similaires en ce qui concerne la navigation en arrière entre les ressources et une place centrale. Dans l’ensemble de fourmis le même bauplan base oeil peut être observé dans animaux allant de 0,5-26 mm de longueur, d’exclusivement diurne d’espèces strictement nocturnes et de la lente marche souterraine à sauter des prédateurs visuels6,7, 8,9,10. Toutes ces différences stupéfiantes en écologie et comportement donnent lieu à des permutations innombrables des structures oculaires base même en fonction des différents environnements, modes de vie et tailles11,12. Par conséquent, étudier l’écologie visuelle des fourmis fournit une véritable mine d’or de possibilités à l’enquêteur déterminé.
Comprendre le système visuel des insectes est essentielle pour obtenir un aperçu de leurs capacités comportementales. Cela ressort des études intégrées qui combinent joliment anatomie avec l’écologie et le comportement d’un grand succès dans quelques groupes d’insectes (p. ex., références13,14,15,16, 17). bien que le domaine de la navigation de la fourmi et le comportement de la fourmi en général a été très réussi, très peu a insisté sur la vision de la fourmi en dehors de quelques espèces sélectionnées. Ici, nous élaborerons sur les techniques impliquées dans l’enquête sur la conception d’oeil de fourmis. Alors que nous nous concentrerons sur les fourmis, ces techniques peuvent être appliquées, avec de légères modifications, pour les autres insectes, trop.

<table><tbody><tr><td>Fourmi</td><td>Myrmecia midas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica M205 FA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Revêtement par pulvérisation cathodique</td><td>Pro Sci Tech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Leica MZ6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insect Pin</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vernis à ongles incolore</td><td>Sans marque : de n’importe quel magasin</td><td></td><td></td>de cosmétiques</tr><tr><td>Lame</td> de verre <td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lame de rasoir</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foreceps</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cover slip</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope composé</td><td>Leica DM5000 B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldéhyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformalydéhyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium (KCl)</td>Hydrogène di-sodique <td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Na2HPO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Di-Hydrogen Phosphate de potassium (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chlorure (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Osmium tétroxyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acétone</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Araldite Résine époxy</td><td>Sigma Aldrich</td> Pasteur pipette Sigma Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Toluidie Blue</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hotplate</td><td>Riechert HK120</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

techniques pour étudier l’anatomie du système visuel ant

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

Cet article décrit un ensemble de méthodes en microscopie photonique (LM) et la microscopie électronique (EM) qui peut être utilisée pour étudier l’anatomie de le œil interne et externe des insectes. Il s’agit de techniques histologiques traditionnelles optimisé pour le travail sur les yeux de fourmi et adapté pour travailler de concert avec d’autres techniques telles que la microscopie électronique à transmission (TEM) et microscopie électronique à balayage (SEM). Ces techniques, bien que très utile, peuvent être difficiles pour la microscopie de novice, alors l’accent a été placé dans cet article sur le dépannage et l’optimisation pour les différents échantillons. Nous fournir des informations sur les techniques d’imagerie pour l’échantillon entier (photo-microscopie et SEM) et discuter de leurs avantages et leurs inconvénients. Nous mettre en évidence la technique utilisée dans la détermination des diamètres de lentille pour le œil entier et discuter des nouvelles techniques d’amélioration. Enfin, nous discutons techniques intervenant dans la préparation des échantillons pour LM et TEM, coupes, coloration et imagerie de ces échantillons. Nous discutons les obstacles que l'on peut trouver dans quelle préparation des échantillons et la meilleure façon de naviguer autour d’eux.

Les méthodes décrites ici permettent une étude détaillée des simples et des yeux composés des fourmis. La vue dorsale de la tête à l’aide de techniques de la photomicrographie Z-pile d’imagerie permet d’obtenir un aperçu de la présentation du système visuel (Figure 1). Il s’agit d’une bonne préparation pour les dissections et pour déterminer l’angle de coupe souhaité. Cette technique est également utile pour prendre des mesures telles que la largeur de la têt...

Cet article décrit un ensemble de méthodes en microscopie photonique et électronique pour étudier l’anatomie de le œil interne et externe des insectes. Il s’agit de plusieurs techniques traditionnelles, optimisés pour le travail sur les yeux fourmi, détaillée et dépannage ainsi que des propositions d’optimisation pour les différents spécimens et les régions d’intérêt.

Techniques pour étudier l’anatomie du système visuel Ant

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

L’objectif global de cette série de techniques de microscopie est d’obtenir des informations anatomiques détaillées sur le système visuel de la fourmi. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’écologie visuelle, à estimer divers paramètres visuels, tels que la sensibilité optique, l’acuité visuelle et la taille du champ visuel. Le principal avantage de cette technique est qu’elle donne une vue d’ensemble complète d’un système visuel donné.Il peut également être adapté pour être utilisé avec de nombreuses espèces différentes. Pour fabriquer les répliques de la cornée, utilisez des fourmis conservées dans de l’éthanol ou montées sur une épingle, ou dans de la pâte à modeler. Si la tête est relativement grande, les parties restantes du corps peuvent être retirées.Pour commencer, étalez rapidement un vernis à ongles incolore à séchage rapide sur l’œil, à l’aide d’un cure-dent, sans gratter l’œil. Laissez le vernis prendre à température ambiante. Ensuite, à l’aide d’une fine épingle à insectes, soulevez doucement la réplique de la capsule céphalique entourant l’œil.Et à l’aide d’une pince, saisissez la partie de la réplique qui couvre la tête, mais pas l’œil. Ensuite, placez la réplique sur une diapositive de verre. Là, utilisez une lame de rasoir pour couper soigneusement l’excès de matériau autour de l’œil, tout en fixant la réplique.Avant de placer une lamelle sur la réplique, il peut être nécessaire de faire trois à quatre fines tranches radiales partielles pour aider à l’aplatir. Lorsque vous placez la lamelle, notez l’orientation de la réplique sur la diapositive. Ensuite, scellez la lamelle à l’aide de petites touches de vernis à ongles sur les coins, en vous assurant que le liquide ne touche pas la réplique.La lame est alors prête à être prise en image à l’aide d’un microscope composé. Pour commencer, anesthésez la fourmi et placez-la dans une boîte de Pétri. Si le colorant doit être adapté à des conditions de brillance ou de points, cela doit être fait pendant quelques heures avant la dissection.Si les conditions du point semblent être maintenues, la dissection doit être effectuée à la lumière rouge. Tout d’abord, retirez les antennes à l’aide d’une pince. Ensuite, retirez les pièces buccales à l’aide d’une lame de rasoir tranchante.Chez les grands spécimens, coupez la partie antérieure de l’œil. Dans un petit échantillon, coupez aussi près que possible des yeux, sans tirer sur le cerveau, car cela pourrait arracher la rétine. Ensuite, orientez la tête et faites une incision transversale, qui enlève la partie ventrale de la tête, qui peut inclure une partie de l’œil ventral.Ensuite, détachez la capsule cifférale avec une incision coronale, juste en arrière de l’œil composé. Dans cet exemple, les incisions transversale et coronale sont pratiquées simultanément. Enfin, transférez la capsule cérébrale disséquée avec les yeux composés dans un fixateur glacé.Il est important d’effectuer ces étapes rapidement, pour éviter que les tissus ne se dégradent, de sorte que le tissu doit entrer dans le fixateur dans les deux minutes suivant la première incision. En suivant le protocole de texte, préparez l’échantillon et égouttez l’excès de résine. Ensuite, placez l’échantillon sur le bloc en position verticale et, si nécessaire, utilisez un peu de résine en excès pour le fixer à cet endroit.Étiquetez le bloc avec des étiquettes en papier incrustées dans la résine ou attachées au bloc. Ensuite, durcissez la résine dans un four à 60 degrés Celsius, pendant 12 à 14 heures. Une fois durci, chargez l’échantillon dans une enveloppe propre.Ensuite, montez le bloc sur un mandrin de microtome. Avant de sectionner, assurez-vous d’abord que l’orientation de l’échantillon est appropriée pour le plan de coupe. Sous un microscope à dissection, coupez le bloc de résine à l’aide d’une lame de rasoir.Ensuite, remontez le mandrin sur le bras du microtome et inclinez l’échantillon. Ensuite, remplissez le réservoir de couteaux avec de l’eau distillée à l’aide d’une seringue avec un filtre de 0,45 micron. Chargez l’eau jusqu’au bord du couteau.À certains endroits, le ménisque peut être convexe. Ensuite, égouttez le bateau jusqu’à ce que le ménisque soit très légèrement concave, mais atteigne toujours le bord du couteau. Maintenant, amenez lentement et soigneusement le couteau vers l’échantillon et alignez le bloc sur le couteau.Faites des contrôles fréquents via l’oculaire. Lorsque le couteau est proche mais ne coupe pas encore l’échantillon, commencez à lancer la roue du microtome pour terminer l’approche. Ensuite, à l’approche de la zone d’intérêt dans le bloc, ajustez l’épaisseur de collecte de la section.Dans ce cas, un couteau diamanté est utilisé pour faire des sections d’un micron. Ensuite, à partir de la seringue équipée d’un filtre, placez une série de petites gouttelettes d’eau distillée sur une lame. Pour collecter une section d’intérêt, ramassez-la à l’aide d’un outil pour cils.Et soigneusement, faites flotter la section collectée sur une gouttelette d’eau. Continuez à charger autant de sections que possible sur chaque diapositive. Lorsqu’un toboggan est complètement chargé, transférez-le sur une plaque chauffante à 60 degrés Celsius pour évaporer l’eau et collez les sections au toboggan.Cela prend environ 15 à 20 minutes. Ensuite, utilisez une autre seringue équipée d’un filtre pour déposer une goutte de colorant bleu toluidine sur la lame. Placez la goutte à l’une des extrémités de la lame et étalez-la à l’aide du bord d’une aiguille sans toucher ni gratter les sections.Ensuite, placez la diapositive sur la plaque chauffante pendant 20 à 60 secondes. Ensuite, vaporisez la lame avec de l’eau distillée d’une bouteille de lavage et utilisez la plaque chauffante pour la sécher. Plus tard, vérifiez les lames au microscope composé, puis imagez-les.Les techniques décrites permettent une étude détaillée des yeux simples et composés des fourmis. L’imagerie de la vue dorsale de la tête à l’aide de la photomicrographie Z-Stack fournit une vue d’ensemble de la disposition du système visuel utile pour effectuer des mesures grossières. L’imagerie MEB fournit les détails nécessaires pour résoudre les petits yeux et les détails nécessaires pour identifier la forme de chaque lentille.Des coupes semi-minces imagées à l’aide de la microscopie optique montrent l’anatomie interne d’un œil. Les dimensions de la lentille, du cône cristallin et du rhabdomère peuvent être mesurées à cette résolution et à ce grossissement. Les cellules pigmentaires, la présence de cônes et la distribution de la forme du rhabdomère peuvent également être étudiées.Les coupes ultra-minces imagées par TEM fournissent des informations sur l’ultrastructure, telles que l’orientation du microvillar et, par exemple, la largeur du cône cristallin rétréci. Lorsque vous essayez cette technique, il est vraiment important d’être patient, d’utiliser des instruments propres et d’utiliser des solutions fraîchement préparées. À la suite de ces expériences, d’autres expériences comportementales ou physiologiques peuvent alors être réalisées.Ces expériences nous renseigneront sur les capacités visuelles fonctionnelles de l’animal, par rapport à l’anatomie de l’œil. L’utilisation de ces techniques nous permet d’explorer la diversité des systèmes visuels et comment ils ont évolué pour s’adapter à différents modes de vie et à différentes écologies, chez différentes espèces de fourmis. Bien que cette méthode puisse donner un aperçu du système visuel des fourmis, elle peut également être utilisée pour étudier le système visuel d’autres insectes, ainsi que d’autres tissus nerveux.N’oubliez pas que travailler avec des fixateurs et des résines est extrêmement dangereux et que des précautions telles que travailler dans la hotte et porter des gants en nitrile doivent toujours être prises.

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Nous présentons un protocole pour le conditionnement classique de fourmis harnachées qui permet aux chercheurs d’étudier la formation apprentissage et la mémoire visuelle à un niveau d’analyse n’est pas possible avec se déplaçant librement les individus.

Visuels conditionnement classique dans les fourmis des bois

Ce protocole décrit trois étapes pour préparer les lobes optiques de la drosophile larvaire et adulte à l’imagerie : 1) dissections cérébrales, 2) immunohistochimie et 3) montage. L’accent est mis sur l’étape 3, car des orientations de montage distinctes sont nécessaires pour visualiser des structures spécifiques du lobe optique.

Dissection, immunohistochimie et montage de cerveaux de drosophiles larvaires et adultes pour la visualisation du lobe optique

Le protocole actuel démontre une méthode simple pour tracer les projections de glutamate de l’aire tegmentale ventrale (VTA) vers l’hippocampe. La photostimulation des neurones du glutamate VTA a été combinée à l’enregistrement CA1 pour démontrer comment les terminaux VTA glutamate modulent la vitesse de tir pyramidale putative CA1 in vivo.

Traçage anatomique et fonctionnel in vivo combiné des terminaux de glutamate de la zone tegmentale ventrale dans l’hippocampe

Ce protocole décrit la procédure de dissection, l’état de culture et l’imagerie en direct d’un système d’explantation antenne-cerveau pour l’étude de l’assemblage du circuit olfactif.

Un système Explant pour les études d’imagerie time-lapse de l’assemblage de circuits olfactifs chez la drosophile

Le protocole décrit ici la mesure de l’organisation spatiale des axes visuels des yeux des mouches domestiques, cartographiés par un dispositif automatique, en utilisant le phénomène pseudopieux et le mécanisme pupillaire des cellules photoréceptrices.

Cartographie automatisée de l’espace visuel des yeux composés de mouches domestiques

Nous décrivons ici des méthodes pour induire et analyser le remodelage dépendant de l’expérience olfactive des glomérules synaptiques du lobe antennaire dans le cerveau juvénile de la drosophile .

Remodelage dépendant de l’expérience de la connectivité synaptique des neurones sensoriels olfactifs du cerveau juvénile au cours d’une période critique au début de la vie

Découvrez des techniques de microscopie photonique et électronique pour étudier l'anatomie du système visuel des fourmis. Ces méthodes permettent d'estimer la sensibilité optique et l'acuité visuelle.

Techniques pour étudier l’anatomie du système visuel Ant

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