Name: Surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 35 s
Description: Découvrez une méthode pour quantifier objectivement la santé des colonies d'abeilles domestiques exposées à des pesticides sublétaux. Ce protocole mesure rigoureusement les masses d'abeilles adultes, les surfaces de couvain et les ressources alimentaires.

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Les auteurs remercient chaleureusement K. Anderson, J.J. Adamczyk, E. Beren, je Carstensen, Giansiracusa M. B. Mott, N. Holst et A.R. Stilwell pour des discussions sur la conception et l’exécution et pour aident dans le domaine.

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</ol>

Les auteurs n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Juste comme une culture scientifique nécessite des données exactes et précises pour évaluer les effets des différents traitements sur la croissance des plantes et le rendement, miel abeille chercheurs ont besoin de données exactes et précises pour évaluer l’activité et la croissance de colonies abeille. Ces types de données sont particulièrement importantes lorsque les effets du traitement peut être subtil et à long terme, tels que pouvait s’y attendre lorsque les abeilles sont exposés à de faibles concentrations de pesticides.
Ruche continue poids données contiennent beaucoup d’informations sur la croissance et l’activité des colonies à l’étude, ainsi que la réponse de ces colonies aux perturbations exogènes, tels que de voler des abeilles et de l’ajout de sirop de sucre à un chargeur9. Toutefois, une interprétation correcte du poids continue et les données de température nécessite quelques connaissances de la taille de la colonie sur une base périodique. Alors que la taille de la population d’abeilles peut être estimée les amplitudes quotidiennes des données horaires redressées au cours d’un flux de nectar, en raison du trafic accru ensileuses, en dehors d’un flux de nectar la relation ne tient-elle pas bien20. De même, poids de la colonie change en raison des succès de recherche de nourriture, la consommation d’aliments et cheptel d’abeilles augmente et diminue (tue les abeilles par exemple) est en partie fonction de la taille de la colonie. Colonies plus petites peuvent être en bonne santé mais montrent des taux de croissance plus faibles et moins de masse ensileuses, par exemple, simplement à cause de moins peuplées ensileuse.
Identifier une position fixe cohérente et instructive pour un capteur de température dans la ruche est crucial pour la production des résultats reproductibles, particulièrement avec l’hivernage. Recherches antérieures ont montré que la surveillance de la température à la traverse du haut d’un cadre central dans la boîte de couvée (en bas) étaient moins corrélées avec des températures ambiantes (externes), que plusieurs autres postes dans la ruche et étaient plus influencés par la colonie elle-même 20. au cours de l’hiver, les différences de température entre la grappe d’abeille colonie ambiant devrait être élevé et donc des différences entre les postes au sein de la ruche de même devrait être plus importante que pendant les mois chauds. En outre, la grappe d’abeille se déplacera à différents endroits dans la ruche d’exploiter des aliments ressources25,26. L’étude de l’hiver décrite ici montre que les températures à des positions horizontales, du milieu haut de la page vers le haut cadres extérieurs, étaient significativement différentes différences verticales sur le cadre moyen ne sont pas. Mouvement de l’air horizontal sur trames est relativement restreint alors que le mouvement vertical le long d’une image n’est pas, donc mélange vertical devrait être supérieure. Ces résultats confirment qu’une position de capteur sur la traverse supérieure du cadre intermédiaire est susceptible d’être informatif en ce qui concerne les influences de la température de la colonie.
Évaluations de la ruche tels qu’ils sont décrits ici résoudre certaines de ces questions. En soustrayant de la somme de la ruche pièces du poids total de ruche mesurée pendant l’inactivité, comme dans la nuit, l’estimation de l’abeille adulte, la masse est indépendante du nombre d’abeilles butineuses et donc insensible au moment de l’évaluation. Permet de consigner les données sur une échelle de peu de place à la subjectivité, et photographies de trame fournissent un enregistrement permanent, donc les analyses des surfaces couvée ou de la nourriture peuvent être réexaminées si nécessaire, réduisant ainsi la dépendance sur la formation de la personne effectuant les analyses.
Les méthodes décrites ici ne sont pas sans sources d’erreur. Ruche pièces doivent être aussi libre d’abeilles que possible et toutes pièces importantes du peigne ou autre matériel qui est supprimé doivent être pesées avant mis au rebut. La teneur en humidité des composants en bois peut changer au fil du temps et des ruches vides peuvent montrer mesurables oscillations quotidiennes du poids en raison des changements quotidiens à l’hygrométrie ambiante24. Une ruche contenant une colonie ne changera probablement pas autant parce que les abeilles ont tendance à maintenir un taux d’humidité relativement constant à l’intérieur de la ruche27, ce qui pourrait atténuer les effets ambiants. Ces méthodes dépendent également travailler rapidement. Une fois qu’une ruche est pris à part, les conditions de température et de gaz changent radicalement et températures fraîches peuvent avoir un impact santé couvain14. Démonter une ruche sans écran pour garder les abeilles des voisines des colonies peut favoriser à voler, particulièrement en période de pénurie de nectar.
Les modifications de ces procédures sont parfois nécessaires. Alors qu’il est dans l’intérêt des chercheurs pour recueillir autant de données que possible, à certaines occasions, par exemple lorsque plusieurs ruches doivent être inspectés, où voler la pression est élevée, ou lorsque les conditions météorologiques ne sont pas optimales, les travailleurs doivent se déplacer rapidement et renoncer à certaines données. Si les données sur les réserves alimentaires ne sont pas essentielles, cadres contenant seulement miel et/ou pollen ou cadres avec seulement la cire ou la Fondation, doivent être pesés mais pas photographiés. Niveaux de non plafonnés les larves et les oeufs sont également d’intérêt pour certains chercheurs et ils sont souvent détectés dans les photographies de trame ; Toutefois, afin d’éviter l’échantillonnage partialité un chercheur doit être assurée d’être en mesure de les détecter dans toutes les photographies. Souvent seulement plafonnée couvée peut être identifiée systématiquement et de façon fiable sur des photographies prises dans des conditions réelles. Quant à l’application du traitement, quelques ruches, en particulier ceux nourris avec des doses plus élevées de l’imidaclopride, peut devenir léthargiques, provoquant une diminution de leur consommation de sirop et leur capacité à défendre leur ruche. Si une colonie ne parvient pas à consommer son sirop après 5 à 7 jours, le sirop doit être enlevé, pesé et jeté (pour éviter toute contamination en raison de la fermentation) et la colonie a offert sirop de frais. En pesant le sirop mis au rebut, chercheurs auront rendu de combien chaque colonie consommé et ainsi peuvent de calculer la dose totale. Enfin, l’application des traitements dans le sirop de sucre est plus efficace lorsqu’il y a peu ou pas alternatif nectarifères. Sources de nectar alternative diluerait le traitement à un degré inconnu. Les chercheurs devraient garder à l’esprit comme l’a indiqué dans la section protocole, que les pesticides tels que l’imidaclopride sont associés à des niveaux de réduction de l’activité, y compris la protection de ruche, selon la concentration. Défense de la colonie réduite peut également conduire à voler une augmentation et une confusion possible des traitements.
Les résultats présentée ICIE Voir la ça continu de surveillance du poids de la ruche et de la température interne sont sensibles au niveau de la colonie de comportements, même avec l’égard de changements comportementaux induits par très faible (5 ppb) les concentrations de pesticides neurotoxiques. Outre l’application de ces méthodes d’autres neurotoxines et de pesticides avec d’autres modes d’action, tels que les régulateurs de croissance des insectes, augmenterait notre compréhension des effets des doses champ-réaliste sur les colonies d’abeilles.

Préoccupations ont été soulevées récemment concernant l’exposition des abeilles aux faibles concentrations des produits agrochimiques, notamment les pesticides. Abeilles dans le champ peuvent être exposés via une application directe sur les butineuses dans le champ ou encore les colonies elles-mêmes, par contact avec les surfaces traitées par la poussière de traitements de semences et de consommation de produits végétaux tels que le pollen, nectar et exsudat1 , 2 , 3 , 4 , 5. toxicité aiguë est clairement nuisible aux abeilles, mais les concentrations que la mortalité de 50 % de causes chez les insectes de test (CL50) de nombreux pesticides, y compris les néonicotinoïdes tels que l’imidaclopride, sont beaucoup plus élevé que celui observé dans le pain d’abeille et6 de la cire et plus élevé que ce qui est considéré comme un « champ réaliste » rang7. Toutefois, les travaux récents ont montré des effets significatifs du sublétale exposition aux pesticides sur la colonie niveau8, même pour des concentrations aussi faibles que 5 parties par milliard (ppb)9.
Colonies d’abeilles ont été qualifiés de « superorganisms » parce que beaucoup de fonctions associées à un animal, notamment par l’achat de nourriture, reproduction (les colonies d’abeilles domestiques conduite par fission de la colonie), contrôle de température et sont menées par groupes de travailleurs adultes abeilles10,11,12,13,14. Colonies d’abeilles domestiques, considérés comme des organismes, offrent une occasion unique pour l’étude parce que les structures qui soutiennent les colonies peuvent être démontées, examiné et remonté avec, si fait avec soin, les effets indésirables peu ou pas. Les apiculteurs et les chercheurs profiter de cette par démontage des ruches pour les inspecter pour, entre autres choses, la présence et l’état de la suffisance de Reine, parasites et agents pathogènes, des magasins d’alimentation, quantité de couvain et d’autres facteurs15. Les colonies d’abeilles ont une autre caractéristique importante car, contrairement à la plupart des homéothermes, ils sont généralement fixes et obtenir des ressources en déployant les abeilles ensileuses qui peuvent recueillir des aliments à des distances jusqu'à 10 km16. Ruches peut donc être maintenue indéfiniment sur les balances électroniques, et les données de poids continue qui a été établies pour fournir des informations sur le stockage du miel, l’activité de recherche de nourriture, se nourrir de succès, essaimage, la consommation de sirop, létale et sublétale effets des pesticides, les infestations de ravageurs et voler9,17,18,19,20. Parce que toutes les parties de la colonie, y compris le couvain, sont accessibles, capteurs de température, humidité, CO2, sonores et d’autres facteurs peuvent être installés au sein de la ruche et permet d’obtenir des données continues qui informent sur la santé et le statut de la colonie 21.
Estimations de la taille des abeilles et des populations de couvain sont utiles si pas critique pour l’interprétation de nombreux types de données continues. Les évaluations visuelles sont rapidement et largement appliquées dans le domaine des études22 mais présentent des lacunes. Les inspections visuelles sont habituellement menées au cours de la journée et donc n’expliquent pas les abeilles butineuses, qui peuvent composer une partie importante de la population de23. La précision et l’exactitude des estimations tirées des inspections visuelles aussi dépendent de la formation et l’expérience de l’inspecteur. L’objectivité est une autre considération, en particulier si les inspecteurs de la ruche sont conscients dont les ruches sont dans les groupes de traitement ; hypothèses sur la distribution de l’erreur de telles mesures peuvent être difficiles à justifier.
Taux de gain de poids de ruche, taille de la population recherche de nourriture et les températures au sein de la ruche, de fournir quelques exemples, sont censée être quantitativement différents entre grandes et petites colonies, donc mesurer et contrôler pour la taille de la colonie, souvent grandement facilite la détection des effets du traitement dans les expériences aléatoires. À des fins de recherche, une mesure précise et objective des abeilles adultes a calculé d’après le principe que la différence entre la ruche totale poids pendant une période d’inactivité, comme pendant la nuit et la somme du poids de toutes les pièces de ruche (y compris les produits en bois, cire, miel et couvain) est le poids de l’abeille adulte total masse. En pesant les cadres et couvain masse à l’aide de photographies du cadre de mesure, ressources alimentaires même peuvent être estimées qu’en soustrayant la masse couvain du poids de l’armature, après pondération pour les poids de l’armature de vide et de la cire. Ces méthodes sont destinées à améliorer la précision attendu d’évaluation visuelle dans le domaine.

<table><tbody><tr><td>Équipement de ruche Langstroth (boîte)</td><td>Mann Lake Ltd, Hackensack, MN</td><td>KD-700</td><td></td></tr><tr><td>Équipement de ruche Langstroth (cadre)</td><td>Mann Lake Ltd, Hackensack, MN</td><td>WW-900</td><td></td></tr><tr><td>Équipement de ruche Langstroth (couvercle et couvercle)</td><td>Mann Lake Ltd, Hackensack, MN</td><td>WW-302 &nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Équipement de ruche Langstroth (base)</td><td>Mann Lake Ltd, Hackensack, MN</td><td>WW-316</td><td></td></tr><tr><td>Équipement de ruche Langstroth (alimentateur interne)</td><td>Mann Lake Ltd, Hackensack, MN</td><td>FD-505</td><td></td></tr><tr><td>Cordovan Reines italiennes et paquets d’abeilles</td><td>C.F. Koehnen & Sons, Glenn, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Balance, banc (capacité max. de 100 kg) : modèle B-2418&nbsp ;</td><td>TEKFA, Copenhague, Danemark</td><td>Fin de série</td><td></td></tr><tr><td>Balance, banc (capacité maximale de 100 kg) : Diamond Series</td><td>Avery Weigh-Tronix , Fairmont, MN</td><td>1824-200</td><td></td></tr><tr><td>Imidacloprid, qualité analytique CAS # 138261-41-3</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 63103</td><td>37894</td><td></td></tr><tr><td>Balance électronique, précision (précision = 0,1 mg) : Adventurer Pro 260</td><td>Ohaus, &nbsp ; Parsippany, NJ</td><td>AV264C</td><td></td></tr><tr><td>Balance électronique, portable (15 kg max. cap.) : Ranger Count 3000</td><td>Ohaus, Parsippany, NJ</td><td>RC31P15</td><td></td></tr><tr><td>Sonde thermocouple : TMC6-HD</td><td>Onset Computer Corp., Bourne, MA</td><td>TMC6-HD</td><td></td></tr><tr><td>Enregistreur de données, 12 bits : Hobo U-12</td><td>Onset Computer Corp., Bourne, MA</td><td>U12-012</td><td></td></tr><tr><td>Enregistreur de température et d’humidité relative : iButton Hygrochron</td><td>Baulkham Hills, NSW 2153, Australie</td><td>DS1923</td><td></td></tr><tr><td>Enregistreur de température : iButton Thermochron</td><td>Baulkham Hills, NSW 2153, Australie</td><td>DS1922L</td><td></td></tr><tr><td>Bouteille en plastique Nalgene</td><td>Thermo Scientific, Rochester, NY</td><td>2104-0032</td><td></td></tr><tr><td>Cassette d’enrobage de tissus</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>B1000731WH</td><td></td></tr><tr><td>Appareil photo numérique : Pentax K-01</td><td>Ricoh Imaging Co., Ltd.</td><td>15241</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ version 1.47 logiciel</td><td>W. Rasband, National Institutes of Health, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubes à centrifuger, 50 ml</td><td>Fisher Scientific, Asheville, NC</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr></tbody></table>

surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel

Monitoring Colony-level Effects of Sublethal Pesticide Exposure on Honey Bees

Les effets de l’exposition aux pesticides sublétale au miel colonies d’abeilles peuvent être importants mais difficiles à détecter dans le champ à l’aide de méthodes d’évaluation visuelle standard. Nous décrivons ici les méthodes pour mesurer les quantités d’abeilles adultes, couvée et ressources alimentaires par pesée des ruches et des parties de la ruche, en photographiant des cadres et en installant des ruches sur les échelles, avec capteurs internes. Les données de ces évaluations périodiques sont ensuite combinées avec l’exécution des données redressées moyennes et chaque jours le poids de la ruche et la température interne de ruche. Les ensembles de données qui en résultent ont été utilisés pour détecter les effets de la colonie au niveau de l’imidaclopride appliqué dans un sirop de sucre aussi bas que 5 parties par milliard. Les méthodes sont objectif, nécessite peu de formation et fournir un enregistrement permanent sous la forme de photographies et de sortie du capteur.

Honey bee colonie croissance et la phénologie, mesurée au moyen des inspections régulières de ruche avec surveillance de poids continue, a révélé significativement plus faible production de couvain parmi les colonies exposés à l’imidaclopride à 100 ppb. Les inspections ont montré que les masses de l’abeille adulte n’étaient pas significativement affectés par l’exposition à des concentrations sublétales deux de 5 à 100 ppb, mais analyse des photographies des cadres à couvain a révélé que la production de couvain dans le traitement de 100 ppb était significativement plus faibles (la ruche La figure 1). Ruche continue poids données montraient colonie différent taux de croissance parmi les groupes de ruches exposées à des concentrations différentes de l’imidaclopride. Les données de poids ruche continue ont été divisées en deux parties : les 25 h en cours d’exécution des données moyennes, qui sont liées à la croissance de la colonie et la réussite recherche de nourriture et différence entre les données brutes horaires et la 25 h, prix de revient moyen, horaire redressée données. Les amplitudes quotidiennes des données "detrended" sont liées à l’alimentation activité19,20 (Figure 2). Alors que la pesée des ruches occasionnellement peut ont décelé des différences de poids moyen à un certain moment, pesage continu fourni des données redressées pour plus d’informations sur le comportement de la colonie.
La traverse supérieure du cadre intermédiaire dans une ruche commerciale typique est une localisation efficace pour capteurs de température. Les ouvrières adultes abeilles en colonies génèrent et maintiennent des températures élevées (33-36° C) en particulier en présence de couvain14 et le cluster proprement dit est mobile pour profiter de la nourriture stocke dans différentes parties de la ruche25,26. Pour réduire la perte de chaleur, grappes évitant d’avoir une grande surface de contact avec des parties extérieures de la ruche, comme les côtés ou en bas, donc la distance entre le haut au centre de la boîte et le cluster est rarement grande. Au haut de la boîte de couvée a été établi ont réduit la variabilité de la température par rapport à d’autres endroits dans la ruche, comme le haut au centre d’un cadre extérieur et le haut d’une zone de deuxième (« super ») en été et automne conditions20. Dans des conditions hivernales, dans lequel la différence entre la température ambiante et le cluster sont censée être les plus grands, au même endroit a été constaté que la température la plus élevée et la variabilité plus bas par rapport aux conditions ambiantes, indiquant la plus grande contribution du cluster lui-même (Figures 3 et 4; Tableau 1). Différences dans les régimes de température ne pourraient pas être attribuées à des différences dans la masse de l’abeille adulte (tableau 2).
Amplitudes de sinusoïdes ajustés aux données de température en continu étaient significativement plus élevés dans le traitement de 100 ppb que dans le traitement de 5 ppb alors qu’aucun groupe de traitement était significativement différente appartenant au groupe témoin 9 . Les amplitudes sont directement proportionnels à la variabilité de la température, donc les amplitudes plus élevées indiquent des températures plus variables à ce moment-là dans la ruche. Amplitudes inférieures représentent la plus forte production de couvain dans les groupes de traitement de 5 ppb et contrôle par rapport au groupe de traitement 100 ppb (Figure 5). Ces résultats, combinés avec ceux de l’inspection de la ruche et données de ruche continue de poids, confirment que colonie-niveau comportement a été significativement affecté par l’exposition à l’imidaclopride 100 ppb.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56355/56355fig1.jpg"> 
Figure 1 : Adulte couvée d’abeille et de mesures. Données d’inspection de mai 2014, au mars 2015, la ruche des colonies exposés au sirop contenant 0 (témoin), 5 à 100 ppb imidaclopride près de Tucson, AZ (A) moyenne (+ SEM) total masse d’abeilles ; (B) moyenne (+ SEM) scellé superficie couvain. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Masses d’abeilles adultes ne étaient pas enregistrés en août. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec la permission de9. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56355/56355fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56355/56355fig2.jpg"> 
Figure 2 : Données de poids de miel abeille ruche. Les données de poids continue de juin à décembre 2014, pour les colonies d’abeilles exposées à sirop contenant 0, 5 à 100 ppb imidaclopride près de Tucson, AZ Poids de la ruche Total (A) (± SEM) ; (B) les Amplitudes des sinusoïdes ajustés aux données de poids redressée à la même période. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec la permission de9. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56355/56355fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56355/56355fig3.jpg"> 
Figure 3 : Températures de au sein de la ruche à différents endroits. Températures quotidiennes de moyenne (± SEM) (° C) pour 3 emplacements des capteurs à l’intérieur des ruches à miel. (A) 4 ruches boîtier unique conservé à un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et (B), 3 ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples ont été attachés aux barres supérieurs des cadres et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été placée sur la traverse inférieure de l’armature centrale. Ces données montrent que la position de la sonde dans la partie supérieure du cadre moyen était constamment supérieure à l’ambiante par rapport aux autres postes capteur et donc instructif sur la gestion de la température par les colonies d’abeilles. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56355/56355fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56355/56355fig4.jpg"> 
Figure 4 : Variabilité de la température à différents endroits dans la ruche. Amplitudes de moyenne (± SEM) quotidien pour sinus curves ajustée aux données de température redressée horaire pour 3 emplacements des capteurs à l’intérieur des ruches à miel. (A) 4 ruches gardé au site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et (B), 3 ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples ont été attachés aux barres supérieurs des cadres et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été placée sur la traverse inférieure de l’armature centrale. Ces données montrent que la position de la sonde dans la partie supérieure du cadre moyen était toujours plus faible dans la variabilité (ici mesurée par l’amplitude des sinusoïdes s’adapter aux horaires données redressées) qu’ambiante par rapport aux autres postes capteur et donc instructif sur gestion de la température par les colonies d’abeilles. Balances pour la température ambiante (ligne noire continue) sont sur la droite de chaque graphique. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56355/56355fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56355/56355fig5.jpg"> 
Figure 5 : Des températures pour les colonies traitées au sein de la ruche. Données de température continue de juin à décembre 2014, pour les colonies d’abeilles exposées à sirop contenant 0, 5 à 100 ppb imidaclopride près de température moyenne ruche de Tucson, AZ (A) (± SEM) ; (B) les Amplitudes des sinusoïdes ajustés aux données de température redressée à la même période. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec l’autorisation (Meikle et al. 2016a). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56355/56355fig5large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Comparaison de</td>
			<td>test t</td>
			<td>adj. P</td>
			<td>Site</td>
			<td>Diff de prix moyen (° C)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pos. 2 - pos 1</td>
			<td>2.05</td>
			<td>0.0485</td>
			<td>MLEM</td>
			<td>±0, 25 1,00</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>SRER</td>
			<td>±0.12 4,38</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pos. 2 - pos 3</td>
			<td>0,84</td>
			<td>1</td>
			<td>MLEM</td>
			<td>±0.21 2,05</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>SRER</td>
			<td>±0.11 0,12</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Moyenne des différences de température et de la post-hoc comparaisons entre les positions de capteur différent dans les ruches miel. Poste 1 : cadre extérieur haut de la page ; Poste 2 : cadre moyen supérieur ; Position 3 : cadre intermédiaire inférieur. 4 boîtier unique ruches ont été maintenus à un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) et 3 ruches ont été maintenus à un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples étaient attachés aux positions 1 et 2, et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été affectée au poste 3.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Groupe</td>
			<td>Date</td>
			<td>Masse d’abeille adulte moyenne (± SEM) (g)</td>
			<td>Superficie couvée moyenne (± SEM) (cm2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MLEM</td>
			<td>18 novembre 2013</td>
			<td>±412 2119</td>
			<td>1372 ±396</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SRER</td>
			<td>15 novembre 2013</td>
			<td>2270 ±312</td>
			<td>± 30 53</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MLEM</td>
			<td>13 février 2014</td>
			<td>2171 ±105</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SRER</td>
			<td>11 février 2014</td>
			<td>2027 ±487</td>
			<td>867 ± 79</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 2 : Moyenne des masses de l’abeille adulte et masses couvain, estimées à l’aide de protocoles décrits ici, pour quatre ruches gardés sur un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et trois ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples étaient attachés aux positions 1 et 2, et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été affectée au poste 3.

Des doses sublétales de pesticides peuvent affecter colonies de manières qui sont difficiles à détecter en utilisant uniquement des méthodes périodiques ou visuels. Méthodes pour mesurer la masse totale abeille adulte, couvain et les ressources alimentaires de la pesée des ruches et des parties de la ruche, photographier les images et en installant des capteurs, sont fournis. Analyse des données est également abordée.

Surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel

The effects of sublethal pesticide exposure to honey bee colonies may be significant but difficult to detect in the field using standard visual assessment ...

L’objectif global de ces procédures est de quantifier objectivement l’état des colonies d’abeilles mellifères en utilisant les masses d’abeilles adultes et les zones de couvain et de ressources alimentaires pour mesurer ainsi la santé des colonies en réponse à l’exposition aux produits agrochimiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés de la science des abeilles, telles que les effets au niveau de la colonie de l’exposition à des doses sublétales de produits agrochimiques aux abeilles mellifères. Le principal avantage de cette technique est que les masses d’abeilles adultes, les zones de couvain et les ressources alimentaires sont rigoureusement mesurées plutôt qu’estimées visuellement et qu’un registre est tenu pour vérifier les observations.Nous avons développé des systèmes d’organisation pour minimiser les perturbations de la colonie. Il y a une courbe d’apprentissage au processus qu’il est important de travailler rapidement et efficacement. Il est utile de faire une démonstration visuelle de cette méthode en raison de la complexité de la procédure.La pesée des composants de la ruche et la photographie des cadres se font systématiquement afin d’être moins intrusives dans la colonie. Effectuez toujours des évaluations de ruches lorsque les conditions ambiantes sont propices au travail avec les abeilles. Pour commencer, placez une boîte de ruche vide temporaire sur une surface plane à côté de la ruche, comme sur un couvercle de ruche inutilisé afin que la reine puisse être récupérée si elle tombe.Pesez ensuite le couvercle de la ruche et, le cas échéant, le couvercle intérieur. Ensuite, utilisez une spatule pour retirer et peser les suppléments de protéines ou les traitements antiparasitaires qui reposent sur les cadres. Conservez ces matériaux et replacez-les sur le dessus des cadres à la fin de l’évaluation.Notez maintenant l’ordre et l’orientation de tous les cadres en les marquant avec de l’encre indélébile. Ensuite, dans une boîte temporaire, transférez rapidement et doucement les cadres par groupes de deux ou trois pour conserver des parties de la grappe d’abeilles. Une fois que tous les cadres ont été déplacés, secouez les abeilles restantes sur les cadres dans la boîte temporaire.Ensuite, pesez chaque partie de la ruche, y compris la planche inférieure, la boîte de ruche et le réducteur d’entrée, individuellement. Après avoir pesé toutes les pièces, remontez la ruche et transférez les cadres dans la boîte à couvain dans leur ordre et leur orientation d’origine, avec un minimum de dérangement des abeilles. Ensuite, documentez chaque image individuellement.Tout d’abord, inspectez le cadre pour la reine. Si elle est trouvée, remettez-la doucement dans la boîte à couvain. Ensuite, secouez doucement mais fermement les abeilles ouvrières du cadre et dans la boîte.Si possible, faites-les tomber entre les cadres. Photographiez ensuite chaque côté du cadre avec l’aide d’un assistant. Collectez des images qui distinguent les cellules de couvain coiffées des cellules de miel.Pesez le cadre sans les abeilles à l’aide d’un gabarit de support de cadre fixé à une balance. Procédez en retirant le cadre suivant de la boîte de ruche. Cherchez à nouveau la reine et secouez les autres abeilles.Si la reine est trouvée maintenant, placez-la dans une partie de la ruche qui a déjà été évaluée. Remettez ensuite le cadre documenté dans la boîte, pesez et photographiez le cadre nouvellement retiré. Traitez tous les cadres de cette manière.Si la ruche comporte plus d’une boîte, évaluez d’abord la boîte la plus basse. Ensuite, lorsque vous réempilez les boîtes, assurez-vous de conserver leur ordre. Obtenez le poids total de la ruche pendant une période d’inactivité récente, comme la nuit, ou tôt le matin le jour de l’évaluation.Calculez la masse des abeilles adultes en additionnant les poids de toutes les parties de la ruche, puis en soustrayant cette somme du poids total de la ruche. La différence entre les deux est une estimation de la masse des abeilles adultes. Installez toujours les balances de ruche sur une surface ferme et plane.Utilisez des balances de table électroniques d’extérieur d’une capacité de 100 kilogrammes et compatibles avec un indicateur 24 VDC et un enregistreur de données 12 bits. Ensuite, couvrez le plateau de la balance avec un matériau qui empêchera la réflexion excessive de la lumière et le chauffage de l’entrée de la ruche. Étalonnez ensuite la balance à l’aide de poids qui représentent au moins la moitié de la capacité maximale de la balance.Répétez cet étalonnage périodiquement et effectuez toujours un lorsqu’une balance est déplacée. Pour les capteurs de température, utilisez des thermocouples connectés à un enregistreur de données alimenté par batterie ou de petits appareils alimentés par batterie avec capteurs et enregistreurs de données intégrés. Protégez les capteurs et les récipients pour les protéger de la cire et de la propolis.Fixez un capteur juste en dessous de la barre supérieure au centre de la boîte. Utilisez un court morceau de fil pour connecter le capteur protégé au haut du cadre. Les agrafes fonctionneront.Un régime d’échantillonnage typique consiste à prélever trois grammes de cire, de miel et de pain d’abeille à au moins trois endroits d’une ruche, puis à combiner ces collections en un seul échantillon. Pour échantillonner la cire, ouvrez un tube à centrifuger de 50 millilitres, sélectionnez une section de rayon vide et raclez l’ouverture ouverte du tube le long du peigne jusqu’à ce que la quantité souhaitée de max ait été collectée. Assurez-vous d’éviter de toucher la cire dans le tube lorsque vous bouchez et étiquetez le tube.Pour prélever du miel ou du nectar, ouvrez un tube à centrifuger et appuyez l’embouchure du tube contre la section du rayon contenant le miel ou le nectar. Laissez le matériau s’écouler dans le tube au lieu d’utiliser une technique de grattage pour réduire la quantité de cire dans l’échantillon. Pour échantillonner le pain d’abeille, utilisez une spatule propre pour retirer le contenu de plusieurs cellules contenant du pain d’abeille et transférez le matériau dans un seul tube de centrifugation.Pour appliquer un traitement au sirop, versez le sirop dans la mangeoire le plus rapidement possible et veillez à ne pas en renverser à l’extérieur de la ruche où les abeilles d’autres colonies pourraient le trouver. Dans imageJ, utilisez l’outil polygone pour définir la zone du cadre recouverte d’un peigne. Cliquez ensuite sur analyser et sélectionnez mesurer.Une nouvelle boîte de dialogue apparaîtra qui indiquera le nombre de pixels dans la zone définie. Pour définir la zone des couvées coiffées, utilisez l’outil à main libre pour entourer ces cellules. Cliquez ensuite sur analyser et sélectionnez mesurer.Si le modèle de couvain n’est pas solide, en raison de facteurs tels qu’une maladie, utilisez l’outil de sélection multipoint pour compter les cellules à la place. Chaque cellule mesure environ 1/4 de centimètre carré. Utilisez la zone connue du cadre pour convertir les pixels en centimètres carrés.À partir de ces mesures, calculez la surface et le pourcentage du cadre occupé par les cellules de couvain. Les masses d’abeilles adultes n’ont pas été significativement affectées par l’exposition à des concentrations sublétales de cinq et de 100 parties par milliard. La croissance et la phénologie des colonies d’abeilles mellifères ont révélé une production de couvain significativement plus faible parmi les colonies exposées à l’imidadlopride, à 100 parties par milliard.Les données sur le poids de la ruche comprenaient les moyennes mobiles sur 25 heures et la variance horaire par rapport à ces moyennes. Les amplitudes quotidiennes du changement de poids sont liées à l’activité de recherche de nourriture et donnent donc des informations sur le comportement de la colonie. La température de la ruche est indiquée sous forme de courbes sinusoïdales ajustées aux données de température continues.Les amplitudes des courbes étaient significativement plus élevées dans le groupe de traitement à 100 parties par milliard que dans le groupe à cinq parties par milliard, mais aucune n’était significativement différente par rapport au groupe témoin. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de mener une évaluation objective de la taille de la population et des ressources d’une ruche d’abeilles. Une fois maîtrisées, les évaluations complètes de la ruche peuvent être effectuées en 15 minutes ou moins et l’évaluation partielle encore plus rapidement.Tout en essayant cette procédure, il est important de travailler rapidement et consciemment, en faisant attention de ne pas heurter ou laisser tomber les parties de la ruche contenant des abeilles. Ces techniques ont été développées pour fournir aux chercheurs en apiculture un moyen d’obtenir des données objectives dans des études qui explorent l’impact de la nutrition, de l’exposition aux produits agrochimiques et des traitements antiparasitaires sur la croissance et l’activité au niveau de la colonie.

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