Name: Collecte de sperme provenant de l’appareil reproducteur féminin et la mesure de la liquéfaction du sperme chez les souris après l’accouplement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 6 s
Description: Découvrez la collecte de sperme post-accouplement chez la souris et la mesure du temps de liquéfaction séminal. Cette méthode permet d'étudier la libération des spermatozoïdes et la biologie de la reproduction.

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Ce travail est soutenu par le Fonds de lancement du Collège de médecine vétérinaire (UWS) à WW. Les auteurs remercient Sierra Olsen (UWS) pour une lecture critique de ce manuscrit.

Tous les animaux et les procédures utilisées dans cette étude ont été traitées conformément aux directives animalier Washington State University (WSU) et le Comité d’urbanisme et dans le respect de protocoles animales approuvé par WSU 4702 # et #4735.
1. souris
<ol><li>
Utilisation standard C57BL/6J souris mâles adultes ou autres souches d’intérêt. Maintenir les animaux dans un environnement de température et humidité contrôlées, avec un accès ad libitum d’eau et de nourriture.
	<ol>
<li>Utiliser des mâles reproducteurs allant de 8 semaines à 10 mois. Utilisez uniquement les éleveurs éprouvés dans les expériences.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Utilisez la souris femelle adultes avec une suppression sélective de tissus du tractus génital oestrogène récepteur α (codée par le gène Esr1 ) dans les cellules épithéliales10 (Wnt7aCre / +; Esr1f/f, appelée masquage ou « KO ») et contrôler la même portée (Esr1f/f, appelée « CTRL ») dans cette étude.
	<ol>
<li>Utilisez les 8 femelles semaines. Âge des femelles varie en fonction de l’expérience d’intérêt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Déterminer les phases du cycle oestral à 08:00 h du matin. Utilisez uniquement des femelles au stade du cycle oestral. Pour les méthodes détaillées de bavures vaginale et analyse cytologique, consultez les procédures précédemment publiées11.</li>
</ol>2. l’accouplement et d’évaluer les bouchons copulateurs
<ol><li>Au jour de l’oestrus (16:00 h), maison de la femelle dans la cage du mâle.</li>
	<li>Le lendemain matin (08:00 h), séparer la femelle de la souris mâle.</li>
	<li>Une adaptation d’une méthode déjà publiées12 permet d’accéder à la présence ou l’absence d’un bouchon copulatoire ou vaginal comme une indication de l’accouplement.</li>
	<li>Maintenez la souris femelle de la base de la queue de soulever brièvement des membres postérieurs.</li>
	<li>Trouver le bouchon copulatoire par la présence d’un coagulum séminal blanc cassé à l’ouverture du vagin à l’aide d’un cure-dent. Si le bouchon copulatoire est présent, le cure-dent ne sera pas en mesure d’être inséré dans le canal vaginal.</li>
</ol>3. préparation avant le prélèvement de tissus
<ol><li>Préparer 10 mL de médias de L-15 de Leibovitz, additionnés de sérum de veau fœtal 1 % (appelé L15 médias + 1 % FBS) dans un tube de 15 mL. Incuber les médias à 37 ° C pendant 15 min dans un bain d’eau.</li>
	<li>Afin de préserver la viabilité du tissu et du sperme pour des applications en aval, aliquote 2 mL de préchauffé L15 médias + 1 % FBS dans une micro-centrifugeuse 2 mL tube de prélèvement tissulaire.</li>
	<li>Chauffer le stade de la stéréomicroscope à 37 ° C. La valeur de la chaleur-bloc à 37 ° C et placer un tube de microcentrifuge de vide de 1,5 mL dans le bloc.</li>
	<li>Si les applications en aval besoin d’imagerie de la motilité des spermatozoïdes, chauffer la lame de verre à 37 ° C.</li>
</ol>4. tissu Collection
<ol><li>Venir préchauffé L15 médias + aliquote FBS de 1 % pour la zone de collecte de tissus.</li>
	<li>Euthanasier la femelle (~ 08 : 30h) à l’aide de dioxyde de carbone asphyxie suivie d’une dislocation cervicale. NOTE : C’est environ 8 h après l’accouplement, en supposant que l’accouplement a lieu à minuit.</li>
	<li>Placer l’animal dans une position en décubitus dorsal pour exposer la zone abdominale.</li>
	<li>Spray alcool à 70 % sur l’abdomen près de membres postérieurs.</li>
	<li>Utiliser des ciseaux de dissection pour faire une petite coupure (~ 1 cm) sur la peau du bas-ventre.</li>
	<li>Utiliser la main dominante pour tirer la queue (et les membres postérieurs si nécessaire) tandis que la main non dominante tire la peau dans le sens inverse (vers la tête) pour exposer les muscles abdominaux. Cette méthode est utilisée pour réduire au minimum la quantité de cheveux contamination aux organes viscéraux.</li>
	<li>Couper le muscle de l’abdomen en forme de V à la base de l’abdomen, près du vagin, d’exposer les organes viscéraux.</li>
	<li>Déplacer les intestins et la graisse abdominale sur le côté afin d’exposer l’appareil reproducteur.</li>
	<li>Coupez la vessie et d’autres tissus au-dessus de la zone vaginale.</li>
	<li>Symphyse pubienne couper dehors pour avoir accès à du tissu vaginal.</li>
	<li>Soulevez le tissu vaginal à l’ouverture du vagin et à l’aide de ciseaux pour séparer le canal vaginal le tissu rectal.</li>
	<li>Enlevez soigneusement la graisse mésentérique des deux côtés de l’utérus à l’aide de ciseaux de printemps. ATTENTION : L’utérus est très fragile avec le sperme à l’intérieur. Veillez à ne pas perforer l’utérus, ou bien le sperme sera perdu.</li>
	<li>Soulevez l’appareil génital inférieur et coupez les coussinets adipeux ovarienne hors des deux côtés.</li>
	<li>Transférer l’ensemble génital dans le tube de préchauffé Leibovitz L-15 media + 1 % FBS.</li>
</ol>5. mesure de sperme de liquéfaction (viscosité) de la Collection de contenu utérine
<ol><li>Sur la platine chauffante du stéréomicroscope, transfert les tissus dans une boite de culture de tissus stériles 35 mm remplis de 3,5 mL préchauffée des médias L-15 + 1 % FBS pour nettoyer les tissus, de sang et d’autres contaminants. ATTENTION : Étant lavage, saisir les tissus de la graisse, pas de l’utérus. À ce stade, le sperme est prévu être intacts à l’intérieur de l’utérus.</li>
	<li>Épongez les tissus des excès média à l’aide de lingettes de laboratoire.</li>
	<li>Tenir le tissu vaginal fin tout en plaçant les extrémités ovariennes dans le tube de microcentrifuge préchauffé. Tout en tenant l’extrémité vaginale, couper les cornes utérines à la base de l’utérus, ce qui permet des cornes utérines de tomber dans le tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Laisser le sperme sortir les cornes utérines dans le tube. Pinces sans dents permet de presser doucement les cornes utérines de la fin des ovaire à l’extrémité vaginale, expulser les reste sperme.</li>
	<li>Jeter les tissus dans le sac de biohazard et incinérer.</li>
	<li>Tournez brièvement en bas le sperme dans un minicentrifuge (~ 1-2 s).</li>
	<li>Poser le tube, parallèle à la platine chauffante - sperme ne renversera pas dehors.</li>
	<li>Que la minuterie du prête et la valeur « décompter ».</li>
	<li>Insérez un tube capillaire de 25 µL de l’échantillon de sperme à un angle de 180° (parallèle à la paroi du tube). Il s’agit de réduire au minimum la variabilité entre chaque chercheur de tenir le tube capillaire avec des angles différents.</li>
	<li>Appuyez sur le minuteur dès que le tube capillaire fait contact avec le sperme.</li>
	<li>Enregistrer l’heure (s) qu’il faut pour la semence atteindre la ligne de 25 µL.</li>
	<li>Lorsque la mesure est terminée, mettre immédiatement le tube contenant le sperme dans le bloc de chaleur sèche pour une analyse ultérieure fonctionnel, tels que l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes.</li>
	<li>Désinfecter le tube capillaire contenant du sperme en plongeant le tube dans la solution 10 % eau de Javel pendant 20 min et jeter le tube capillaire dans le conteneur d’objets pointus ou tranchants.</li>
</ol>6. vidéo imagerie de la motilité des spermatozoïdes
<ol><li>Allumez le microscope et les logiciels d’imagerie vidéo.</li>
	<li>Pipeter 20 µL du sperme restant sur la lame de verre préchauffé, tandis que la lame de verre est placée sur la platine chauffante.</li>
	<li>Couvrir avec une lamelle de verre.</li>
	<li>Déposer la glissière lamelle côté sur le microscope.</li>
	<li>20 X objectif permet de trouver la zone d’intérêt.</li>
	<li>Changer de lentille d’objectif X 100 pour l’imagerie vidéo.</li>
	<li>Enregistrer la vidéo à 12 images/s (fps) pendant 30 s.</li>
	<li>Au hasard, enregistrer les vidéos dans au moins 3 différents domaines par animal.</li>
	<li>Effectuer l’imagerie rapidement et de minimiser l’exposition à la lumière de la diapositive afin de préserver la mobilité des spermatozoïdes et la viabilité. Remarque : Cette procédure d’imagerie doit être fait dans les 2-3 min.</li>
	<li>Effectuer l’analyse de données à l’aide de logiciels ImageJ comme décrit précédemment8.</li>
</ol>

<ol><li>Suarez, S. S., Pacey, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sperm+transport+in+the+female+reproductive+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Reprod+Update%22%5BJournal%5D)">Sperm transport in the female reproductive tract.</a> Hum Reprod Update. 12 (1), 23-37 (2006).</li>
<li>Bedford, J. M., Yanagimachi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initiation+of+sperm+motility+after+mating+in+the+rat+and+hamster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Androl%22%5BJournal%5D)">Initiation of sperm motility after mating in the rat and hamster.</a> J Androl. 13 (5), 444-449 (1992).</li>
<li>Lilja, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+biology+of+semenogelin%5BTitle%5D)+AND+%22Andrologia%22%5BJournal%5D)">Cell biology of semenogelin.</a> Andrologia. 22 Suppl 1, 132-141 (1990).</li>
<li>Lilja, H., Abrahamsson, P. A., Lundwall, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semenogelin%2C+the+predominant+protein+in+human+semen.+Primary+structure+and+identification+of+closely+related+proteins+in+the+male+accessory+sex+glands+and+on+the+spermatozoa%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Semenogelin, the predominant protein in human semen. Primary structure and identification of closely related proteins in the male accessory sex glands and on the spermatozoa.</a> J Biol Chem. 264 (3), 1894-1900 (1989).</li>
<li>Veveris-Lowe, T. L., Kruger, S. J., Walsh, T., Gardiner, R. A., Clements, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seminal+fluid+characterization+for+male+fertility+and+prostate+cancer%3A+kallikrein-related+serine+proteases+and+whole+proteome+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Thromb+Hemost%22%5BJournal%5D)">Seminal fluid characterization for male fertility and prostate cancer: kallikrein-related serine proteases and whole proteome approaches.</a> Semin Thromb Hemost. (33), 87-99 (2007).</li>
<li>Emami, N., Deperthes, D., Malm, J., Diamandis, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Major+role+of+human+KLK14+in+seminal+clot+liquefaction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Major role of human KLK14 in seminal clot liquefaction.</a> J Biol Chem. 283 (28), 19561-19569 (2008).</li>
<li>Gerhard, I., Roth, B., Eggert-Kruse, W., Runnebaum, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+kallikrein+on+sperm+motility%2C+capillary+tube+test%2C+and+pregnancy+rate+in+an+AIH+program%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Androl%22%5BJournal%5D)">Effects of kallikrein on sperm motility, capillary tube test, and pregnancy rate in an AIH program.</a> Arch Androl. 24 (2), 129-145 (1990).</li>
<li>Li, S., Garcia, M., Gewiss, R. L., Winuthayanon, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+of+estrogen+for+the+mammalian+female+in+regulating+semen+coagulation+and+liquefaction+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Crucial role of estrogen for the mammalian female in regulating semen coagulation and liquefaction in vivo.</a> PLoS Genet. 13 (4), e1006743(2017).</li>
<li>Elia, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+semen+hyperviscosity%3A+prevalence%2C+pathogenesis+and+therapeutic+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+J+Androl%22%5BJournal%5D)">Human semen hyperviscosity: prevalence, pathogenesis and therapeutic aspects.</a> Asian J Androl. 11 (5), 609-615 (2009).</li>
<li>Winuthayanon, W., Hewitt, S. C., Orvis, G. D., Behringer, R. R., Korach, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uterine+epithelial+estrogen+receptor+alpha+is+dispensable+for+proliferation+but+essential+for+complete+biological+and+biochemical+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Uterine epithelial estrogen receptor alpha is dispensable for proliferation but essential for complete biological and biochemical responses.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (45), 19272-19277 (2010).</li>
<li>McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performing+vaginal+lavage%2C+crystal+violet+staining%2C+and+vaginal+cytological+evaluation+for+mouse+estrous+cycle+staging+identification%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification.</a> J Vis Exp. (67), e4389(2012).</li>
<li>JoVE Science Education Database. <a target="_blank" href="http://www.jove.com/science-education/10293">Lab Animal Research. Fundamentals of Breeding and Weaning.</a> JoVE. , Cambridge, MA (2017).</li>
<li>Prassas, I., Eissa, A., Poda, G., Diamandis, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unleashing+the+therapeutic+potential+of+human+kallikrein-related+serine+proteases%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Unleashing the therapeutic potential of human kallikrein-related serine proteases.</a> Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 183-202 (2015).</li>
<li>Muytjens, C. M., Vasiliou, S. K., Oikonomopoulou, K., Prassas, I., Diamandis, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Putative+functions+of+tissue+kallikrein-related+peptidases+in+vaginal+fluid%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Urol%22%5BJournal%5D)">Putative functions of tissue kallikrein-related peptidases in vaginal fluid.</a> Nat Rev Urol. 13 (10), 596-607 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Collecte de sperme de l’utérus de souris peut fournir des avantages par rapport aux sperme analyse in vitro que l’ancien peut illustrer les interactions physiologiques entre le sperme et les sécrétions de l’appareil reproducteur féminin. Les techniques présentées dans cette étude permettent aux chercheurs de déterminer la qualité du sperme ainsi que la viabilité de sperme et la motilité dans des conditions physiologiques idéales. En outre, il existe diverses analyses en aval qui peuvent être effectuées ...

L’appareil reproducteur féminin est constitué des voies supérieures et inférieures. Les voies génitales supérieures comprennent des trompes de Fallope, l’utérus et l’endocol. L’appareil génital inférieur comprend l’exocol et le vagin. Chez l’homme, le sperme éjaculé est déposé à la paroi antérieure du vagin, adjacent à l' exocol1. Chez les souris, cependant, le sperme est balayé dans l’utérus quelques minutes après l’accouplement2.
Le sperme contient gel séminal qui est solidifié dans les secondes après l’éjaculation, causant le sperme être pris au piège et immobilisée3. Liquéfaction libère les spermatozoïdes immobilisés en changeant de sperme d’un gélatineuse à une consistance aqueuse. Ce processus est essentiel pour la motilité des spermatozoïdes et de la reproduction chez les mammifères. Connaissance de la liquéfaction du sperme repose principalement sur des études in vitro où le sperme devient liquéfié dans une boîte de Petri. Chez l’homme, l’activité enzymatique de l’antigène spécifique de la prostate ou PSA (également connu sous le nom axés sur la kallikréine peptidase 3 ou KLK3) est le principal contributeur pour la liquéfaction par hydrolyse du semenogelins (formation de gel de protéines présentes dans le sperme)4 ,5,6. Dégradation de semenogelins libère le sperme prélevé le coagulum séminal, accroissement de la mobilité des spermatozoïdes. Libéré des spermatozoïdes nager vers la trompe de Fallope pour féconder l’ovule. Liquéfaction (ou la viscosité du sperme) tests sont parmi les projections initiales standards pour l’analyse de sperme dans les cliniques de fertilité afin d’évaluer la fertilité mâle7.
Un article publié récemment montre que l’analyse du liquide séminal provenant d’appareil reproducteur l'de souris femelle après accouplement peut servir à illustrer une carence en liquéfaction qui peut causer par la suite de défauts de fertilité8. Liquéfaction défectueuse comme sperme hyperviscosité contribue à 11,8-32,3 % des cas peu fertile en hommes9, ce qui suggère que la liquéfaction normale est indispensable pour la reproduction chez les mammifères. Cependant, les études et le traitement des défauts de liquéfaction ont porté exclusivement sur le mâle7. La possibilité que l’appareil reproducteur féminin joue un rôle dans la liquéfaction du sperme n’a pas été explorée. Par conséquent, les méthodes de collecte de sperme et de mesurer le temps de liquéfaction seront aux chercheurs un nouvel outil de diagnostic pour déterminer si la liquéfaction pourrait être une des causes de stérilité chez l’organisme modèle d’intérêt.

<table><tbody><tr><td>Cure-dent</td><td>Diamond</td><td>750-Flat</td><td>Autoclavé stérile, utilisez un cure-dent émoussé. Ne pas utiliser de</td></tr><tr><td>ciseaux de dissection</td><td>à pointe Fisher</td><td>08-940</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>Roboz</td><td>RS-5600</td><td></td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>Roboz</td><td>RS-5045</td><td></td></tr><tr><td>25-&mu ; Tube capillaire en verre L</td><td>VWR</td><td>53432-761</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz' s L-15 media</td><td>Life Technologies</td><td>11415064</td><td>Supplément avec 1 % FBS</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS)</td><td>Gemini Bio-Products</td><td>100-106</td><td></td></tr><tr><td>Tube de microcentrifugation de 1,5 mL</td> Tube de microcentrifugation <td>Axygen</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr><tr><td>Tube de microcentrifugation de 2 mL</td><td>Axygen</td><td>MCT-200-A</td><td></td></tr><tr><td>Chauffe-bloc sec numérique</td><td>VWR</td><td>13259-052</td><td>Pour réchauffer le tube de microcentrifugation avant le prélèvement de sperme</td></tr><tr><td>Minicentrifugeuse</td><td>Corning</td><td>LSE 6765</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de culture de 35 mm</td><td>VWR</td><td>10861-656</td><td></td></tr><tr><td>Tube de centrifugation en polypropylène de 15 mL</td><td>VWR</td><td>10025-686</td><td></td></tr><tr><td>Bain d’eau</td><td>Précision</td><td>TSGP05</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope à platine chauffée</td><td>Leica Microsystems</td><td>MZ10F</td><td>Pour maintenir les tissus au chaud avant prélèvement de sperme</td></tr><tr><td>Microscope à fond clair</td><td>Leica Microsystems</td><td>DMi8</td><td>En option. Pour l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes, la</td></tr><tr><td>caméra</td><td>Leica Microsystems</td><td>DMC2900</td><td>en option. Pour l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes</td></tr><tr><td>Lames en verre</td><td>Fisher</td><td>12-552-3</td><td>En option. Pour l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes</td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>VWR</td><td>48393-059</td><td>En option. Pour l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes Eau de</td></tr><tr><td>Javel</td><td></td><td></td><td>Diluer en dH2O à une concentration de 10 %</td></tr></tbody></table>

collecte de sperme provenant de l’appareil reproducteur féminin et la mesure de la liquéfaction du sperme chez les souris après l’accouplement

Collection of Post-mating Semen from the Female Reproductive Tract and Measurement of Semen Liquefaction in Mice

Chez la souris, le sperme éjaculé est déposé dans l’utérus. Après l’éjaculation, le sperme varie de consistance gélifiée aqueuse, un processus appelé liquéfaction. Dans cette étude, nous montrons comment recueillir le sperme éjaculé après de l’appareil reproducteur féminin dans un modèle murin. Tout d’abord, adultes femelles dans la phase d’oestrus étaient logés dans la cage du mâle pendant la nuit. Le lendemain matin, la copulation a été confirmée par la présence du bouchon copulatoire lors de l’ouverture vaginale. Les souris femelles à des bouchons copulateurs ont été euthanasiés, et chaque appareil reproducteur a été recueilli dans son ensemble (vagin, utérus, ovaires, oviductes), assurant un système fermé pour contenir le sperme. L’appareil génital a été placé dans un tube de microtubes de 1,5 mL, et le vagin a été coupé pour libérer le sperme dans le tube. Pour assurer le volume de sperme maximum pour analyse, pinces édentés servaient à serrer les cornes utérines de fin ovarienne à extrémité vaginale expulser le sperme restant. L’ensemble génital a été défaussée. Le tube contenant du sperme a été brièvement tourné vers le bas. Une pipette capillaire 25 μL a été placée dans le tube à un angle de 180° (parallèle à la paroi du tube). L’intervalle de temps utilisé pour remplir le tube capillaire à la ligne 25 de μL a été enregistré. Sperme d’un éleveur mâle éprouvé prend habituellement environ 60-180 s à remplir un tube capillaire 25 μL. Cette technique de collecte de sperme peut aussi être utilisée dans d’autres applications en aval telles que l’analyse d’imagerie et de la motilité du sperme.

Sperme a été collecté de CTRL et KO femelles environ 8 h après l’accouplement avec des mâles fertiles de CTRL. Liquéfaction (ou la viscosité du sperme) est quantifiée par le temps nécessaire pour remplir le tube capillaire de 25 μl avec du sperme. Sperme collecté de l’utérus CTRL a 2,06 ±0.12 min (mean±S.E.M, n = 5) pour remplir le tube capillaire (Figure 1). Cependant, le sperme collecté de l’utérus KO a pris plu de 60 min (60,0 ±0, 0, mean±S.E.M, n = 5) du temps expérimen...

Liquéfaction du sperme est nécessaire pour les spermatozoïdes de se libérer du gel séminal. Cette étude fournit les procédures de collecte de sperme du coït postérieure de l’appareil reproducteur féminin et mesurer le temps de liquéfaction de sperme.

Collecte de sperme provenant de l’appareil reproducteur féminin et la mesure de la liquéfaction du sperme chez les souris après l’accouplement

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called ...

Le but de cette étude est de déterminer comment collecter le sperme post-accouplement de l’appareil reproducteur femelle et comment mesurer la liquéfaction du sperme chez la souris. Les animaux utilisés dans cette étude ont été manipulés conformément aux directives du comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Université de l’État de Washington et conformément aux protocoles 4702 et 4735 approuvés par la WSU. Chez l’homme, le sperme éjaculé se dépose sur la paroi antérieure du vagin adjacente à l’ectocol.Chez la souris, cependant, le sperme est balayé dans l’utérus quelques minutes après l’accouplement. Le sperme contient du gel séminal qui se solidifie dans les secondes qui suivent l’éjaculation, provoquant l’immobilisation des spermatozoïdes. Le processus de liquéfaction fait passer le sperme d’une consistance gélatineuse à une consistance aqueuse.Ce processus est essentiel à la motilité des spermatozoïdes et à la reproduction des mammifères. L’activité enzymatique de l’antigène spécifique de la prostate ou PSA est le principal contributeur à la liquéfaction par hydrolyse du gel séminal ou de la protéine formant un gel présente dans le sperme. La dégradation de la protéine gélifiante libère les spermatozoïdes du coagulum séminal, augmentant la mobilité des spermatozoïdes de sorte que les spermatozoïdes nagent vers l’appareil reproducteur féminin supérieur pour féconder l’ovule dans la trompe de Fallope.La méthode de collecte de sperme de l’appareil reproducteur féminin et la mesure du temps de liquéfaction présentes dans cette étude fourniront aux chercheurs un nouvel outil de diagnostic pour déterminer si la liquéfaction pourrait être l’une des causes d’infertilité dans l’organisme modèle d’intérêt. Viennent ensuite les procédures où les souris sont accouplées et le plug vaginal est déterminé. Des souris mâles adultes standard C57BL/6 ou d’autres souches d’intérêt peuvent être utilisées.Seules les femelles au stade de l’œstrus du cycle ont été utilisées. Pour la méthode détaillée de frottis vaginal et d’analyse cytologique, veuillez vous référer aux procédures publiées précédemment. À quatre heures de l’après-midi.Le jour de l’œstrus, la femelle était logée dans la cage du mâle. Le lendemain matin à huit heures, la femelle est séparée de la cage du mâle. À l’aide d’un cure-dent plat stérile, la présence ou l’absence d’un dépôt d’un bouchon vaginal ou copulatoire a été évaluée comme une indication d’accouplement à l’aide d’une procédure adaptée d’une méthode publiée précédemment.Vient ensuite la procédure de préparation avant le prélèvement de tissus. Préparez un milieu L-15 de 10 millilitres complété par 1 % de sérum bovin fœtal ou un milieu L-15 plus 1 % de FBS dans un tube de 15 millilitres. Réchauffez le média à 37 degrés Celsius pendant 15 minutes.Afin de préserver la viabilité des tissus et des spermatozoïdes pour les applications en aval, aliquote deux millilitres de milieu dans un tube de deux millilitres pour le prélèvement de tissus. Réchauffez la platine du stéréomicroscope à 37 degrés Celsius. Réglez le bloc de chaleur à 37 degrés Celsius.Placez un tube vide dans le bloc chauffant. Réchauffez également la lame de verre à 37 degrés Celsius si l’application en aval nécessite l’imagerie de la motilité des spermatozoïdes. Viennent ensuite les procédures de prélèvement de tissus.Voici les outils qui seront utilisés pour le prélèvement de tissus. Euthanasier la femelle immédiatement après avoir vérifié le bouchon en utilisant l’asphyxie au dioxyde de carbone suivie d’une luxation cervicale. Placez l’animal en position couchée pour exposer la région abdominale.Vaporisez de l’éthanol à 70 % sur l’abdomen. Faites une petite incision d’environ un centimètre sur la peau du bas-ventre. Tirez la queue et la peau dans des directions opposées pour exposer le muscle abdominal.Coupez le muscle abdominal en forme de V à la base de l’abdomen. Déplacez les intestins et la graisse abdominale sur le côté pour exposer l’appareil reproducteur. Coupez la vessie et les autres tissus au-dessus de la région vaginale.Coupez la symphyse pubienne pour accéder aux tissus vaginaux. Tirez la partie liée à la symphyse pubienne à l’aide d’une pince à tube pour exposer le canal vaginal. Soulevez le tissu vaginal au niveau de l’ouverture vaginale et utilisez des ciseaux pour séparer le canal vaginal du tissu rectal situé en dessous.Coupez soigneusement la graisse mésentérique des deux côtés de l’utérus à l’aide de ciseaux à ressort. L’utérus est très fragile avec le sperme à l’intérieur. Par conséquent, l’investigateur doit faire attention à ne pas percer l’utérus, sinon le sperme sera perdu.Coupez le coussinet adipeux ovarien des deux côtés des ovaires. Transférez l’ensemble de l’appareil reproducteur dans le tube de milieu préchauffé. Vient ensuite la méthode de mesure de la liquéfaction du sperme.Voici les outils pour la collecte de sperme. Transférer trois millilitres de média chaud dans un plat de 3,5 centimètres. Transférez le mouchoir dans le plat.Lavez le mouchoir plusieurs fois en saisissant le coussinet adipeux. À ce stade, le sperme doit encore être intact à l’intérieur de l’utérus. Épongez le tissu sur les lingettes Kimwipes pour éliminer l’excès de support.Tenez le tissu à l’extrémité vaginale et placez-le dans le tube préchauffé en soulevant les extrémités des ovaires à l’intérieur d’un tube vide. Coupez les deux cornes utérines entre le vagin et l’utérus. Laissez le sperme s’écouler des cornes utérines dans le tube.Utilisez une pince édentée pour presser et expulser doucement le sperme restant dans les cornes utérines. Faites tourner brièvement le sperme une à deux secondes. Posez le tube parallèlement à l’étage chauffé.Insérez un tube capillaire de 25 microlitres dans l’échantillon de sperme à un angle de 180 degrés. Il s’agit de minimiser la variabilité entre chaque investigateur qui tient le tube capillaire à différents angles. Notez le temps qu’il faut pour que le sperme atteigne une ligne de 25 microlitres.Le temps de liquéfaction est quantifié par le temps nécessaire pour remplir un tube capillaire de 25 microlitres avec du sperme. Le sperme prélevé dans l’utérus de contrôle a pris environ deux minutes pour remplir le tube capillaire. Cependant, le sperme prélevé à partir d’un utérus knock-out a pris plus de 60 minutes de temps expérimental.Ces données suggèrent que le sperme est significativement plus liquéfié dans l’utérus témoin par rapport à l’utérus knock-out. Voici l’un des exemples d’application en aval utilisant l’imagerie vidéo de la motilité des spermatozoïdes. À l’aide d’une pointe de pipette, on pipette 25 microlitres du sperme restant sur la lame de verre préchauffée pendant que la lame de verre est placée sur la platine chauffante.Plaquez la diapositive à l’aide d’une lamelle en verre. Transférez la lame dans le microscope en plaçant la lamelle de la lame vers le bas. Utilisez un objectif 20X pour trouver les spermatozoïdes.Passez ensuite à l’objectif 100X pour l’imagerie vidéo. Enregistrez la vidéo à 12 images par seconde pendant 30 secondes. Le sperme recueilli dans l’utérus de contrôle montre que les spermatozoïdes nagent librement dans le champ microscopique.Cependant, le sperme prélevé dans l’utérus knock-out a montré que la majorité des spermatozoïdes étaient regroupés avec une mobilité minimale. Ces résultats suggèrent que le sperme recueilli dans l’appareil reproducteur femelle huit heures après l’accouplement peut être utilisé pour une analyse plus approfondie. En plus de ces applications en aval, les chercheurs peuvent également évaluer l’effet des inhibiteurs ou des composés d’intérêt qui interfèrent dans différents processus de transport des spermatozoïdes, des processus tels que la liquéfaction des spermatozoïdes, le nombre de spermatozoïdes dans le tractus, la motilité des spermatozoïdes ou la migration des spermatozoïdes dans différentes zones de l’appareil reproducteur féminin.Les composés peuvent être appliqués dans l’appareil reproducteur femelle avant l’accouplement. Ensuite, l’impact de ces inhibiteurs ou composés peut être évalué à partir d’un échantillon de sperme après l’accouplement. Cette méthode peut être utile pour tester la praticité des médicaments contraceptifs qui inhibent le transport des spermatozoïdes.

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