Name: Étude In Vivo du métabolisme du Glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et Test de tolérance à l’insuline (ITT) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Découvrez les tests de tolérance au glucose et à l'insuline chez des souris soumises à un régime riche en graisses. Ces méthodes permettent d'évaluer le métabolisme glucidique et la résistance à l'insuline in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette recherche a été financée par le Fonds scientifique médicale du maire de la ville de Vienne et de la Österreichische Gesellschaft für Laboratoriumsmedizin und Klinische Chemie.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par le Comité de l’urbanisme de l’Université médicale de Vienne et animalier et réalisées selon la Fédération des européen Laboratory Animal Science Associations (FELASA). Veuillez noter que toutes les procédures décrites dans le présent protocole doivent être effectuées uniquement après approbation institutionnelle et gouvernementale, ainsi que par le personnel qui est techniquement compétent.
1. HFD-nourris de souris
Remarque : Maintenir toutes les souris C57BL/6J sur un cycle lumière/obscurité de 12 h avec accès gratuit à la nourriture et l’eau.
<ol><li>À l’âge de 6 semaines, placez la souris pendant 8 à 12 semaines sur un HFD (40-60 % graisse calories) pour provoquer l’obésité, tout en alimentant le groupe témoin maigre une diète faible en gras (écoute) (10 % graisse calories).</li>
	<li>Déterminer le poids du corps des souris sur une base hebdomadaire. Les courbes de poids devraient montrer des tendances similaires dans les deux groupes, avec une pente plus élevée dans le groupe nourri HFD.</li>
</ol>2. HGPO
Remarque : Si les points de temps pour le prélèvement sanguin sont choisis au cours de l’HGPO à toutes les 15 min, l’expérience devrait être effectuée avec un maximum de 15 souris en parallèle, afin d’avoir au moins 1 min manutention-temps par souris.
<ol><li>Préparation la veille de l’HGPO<ol>
<li>Transférer les souris dans une cage avec literie douce et rapide durant la nuit avant l’essai (14 h), tout en s’assurant que les souris aient accès à l’eau potable (par exemple, supprimer les aliments à 18:00 pour une heure de début sur le lendemain matin à 08:00). NOTE : Jeûne souris pendant la nuit est l’approche standard, cependant un jeûne plus court (5-6 h) est plus physiologique pour la souris (voir pour plus de détails) .</li>
	</ol></li>
	<li>Préparations, le jour de l’expérience (mais avant l’expérience)<ol>
<li>Préparer 10 mL d’une solution de glucose 20 % (dissoudre D-(+)-Glucose dans de l’eau distillée). Remarque : Tous les réactifs qui sont administrés aux animaux doivent être de classe pharmacologique et stérile.</li>
		<li>Préparer une plaque à 96 puits pour la collecte de plasma, en remplissant un puits pour chaque point de prélèvement temps et chaque souris, 5 µl NaEDTA (0,5 M EDTA, pH 8.0 à 0,9 % NaCl, stockage à ta). Pendant l’expérience, stocker cette plaque sur la glace. Remarque : Voir supplémentaire Figure 1 pour une liste détaillée.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesurer le poids des souris et marquer leurs queues avec un marqueur permanent afin de rendre les souris faciles à distinguer (p. ex., souris 1 = 1 dash, tirets souris 2 = 2, etc.).</li>
	<li>Mesure de la glycémie et des prélèvements sanguins (Figure 2)<ol>
<li>Découpez soigneusement 1-2 mm de l’extrémité de la queue à l’aide de ciseaux pointus (« variante A » dans la Figure 2). Toujours essuyer la première goutte de sang pour éviter l’hémolyse ou une contamination par tissu liquide avant de prendre des échantillons de sang neuf pour le dosage du glucose sanguin. Obtenir un échantillon de sang petit (~ 3 µL) pour mesurer le niveau de glucose sanguin basal (= point de temps 0) avec le glucomètre. ATTENTION : Vérifier et ajuster le nombre de charge de bandelettes de test sur un glucomètre. Remarque : Comme une méthode d’échantillonnage de sang alternative, entailler la veine latérale queue d’une souris avec une lame de scalpel tranchant (« variante B » à la Figure 2). La veine caudale latéral est généralement accessible environ un tiers sur toute la longueur de la queue de l’extrémité de la queue, se déplaçant vers la base de la queue pour des échantillons multiples. L’utilisation d’une crème d’anesthésique local est recommandée. Arrêter la circulation sanguine en appliquant une pression du doigt sur les tissus mous au moins 30 s avant que l’animal est renvoyé à sa cage.</li>
		<li>Prélever un échantillon de sang (environ 30 µL) à l’aide d’un tube capillaire frais (Gardez le tube capillaire horizontale). Vider le tube capillaire à l’aide d’une pipette en plaçant l’embout de la pipette en haut de l’extrémité du tube capillaire et soigneusement en poussant le sang recueilli dans un puits de la plaque à 96 puits, tout en évitant les bulles d’air. Répétez cette procédure pour toutes les souris - un à la fois. Remarque : Comme une alternative pour la collecte de sang par un tube capillaire, utiliser une pipette réglée sur le volume correct (par exemple, 30 µL) pour recueillir le sang, ou de collecter une goutte de sang de la queue sur le film de paraffine et pipette il dans la solution d’EDTA. Strictement éviter le contact de la gelée de pétrole avec des bandelettes de test sanguin ou glucomètre, puisqu’il peut influencer les mesures ultérieures de glucose et d’insuline. ATTENTION : L’HGPO est très stressant pour les souris : souris maigres peuvent perdre environ 15 % de leur poids corporel au cours du jeûne d’une nuit. En outre, les prélèvements sanguins à différents moments conduit à une perte considérable de sang. Pour les prélèvements sanguins plus facile, il est possible de masser soigneusement la mouse-tail de vaseline. Remarque : Les directives institutionnelles peuvent limiter le montant admissible du sang prélevé dans un délai déterminé. Les volumes de prélèvement d’échantillons et on doit être redressé pour ne pas dépasser les taux maximaux autorisés. Le poids du corps des souris doit être utilisé pour calculer le total retrait autorisé de sang.</li>
	</ol></li>
	<li>Calculer le volume nécessaire de solution de glucose selon le poids corporel (1 g de glucose/kg poids corporel, ce qui peut être augmentée jusqu'à 3 g/kg) qui serait administré par gavage pour chaque souris. Par exemple, une souris avec un poids de 30 g faudrait 150 µL d’une solution de glucose 20 % pour l’administration de 30 mg de glucose. Remarque : À la base de la dose de glucose sur le poids de la souris est la procédure standard. S’il existent des données de composition de corps, la dose de glucose pour HGPO devrait être calculé basé sur le maigre de la masse corporelle (voir pour plus de détails) .</li>
	<li>Administration de glucose<ol>
<li>Préparer everythingthat est nécessaire pendant l’expérience entière à l’avance (minuterie, fiche d’expérience, glucose moniteur et bandes, capillaires, seringues, solution de glucose, plaque à 96 puits, bistouri, calculatrice, équilibre, marqueur permanent, papiers de banc, un pipette avec une pointe et gants).</li>
		<li>Pour l’application de glucose, restreindre la souris en le saisissant fermement par la peau du cou. Appliquer suffisamment de fermeté à la peau autour du cou pour empêcher la torsion de la retenue de la souris et de bien pencher sa tête en arrière. Également de veiller à ce que la souris peut respirer correctement. Remarque : Une fois que l’administration de glucose est démarrée, gestion du temps est très importante.</li>
		<li>Soigneusement administrer la solution de glucose (basée sur l’étape 2.5) directement dans l’estomac à l’aide d’une aiguille d’alimentation. Prudemment, diriger l’aiguille alimentation par la bouche vers le œsophage. Laissez la souris à avaler l’aiguille : l’aiguille s’enfonce entièrement dans le bas oesophage/estomac de la souris. Puis injecter la solution de glucose (Figure 3 a).<ol>
<li>Si une résistance est remplie ou si l’animal se débat immédiatement, retirer l’aiguille et le repositionner. Démarrer la minuterie immédiatement après le premier gavage et administrer glucose à toutes les autres souris à intervalles de 1 min. Remarque : Il peut être utile d’appliquer une goutte de solution de glucose directement à partir de l’alimentation de l’aiguille jusqu'à l’embouchure de la souris, ce qui stimulera les lécher et avaler, facilitant ainsi faciliter l’introduction de l’aiguille d’alimentation. N’appliquez pas de pression lors de l’insertion de l’aiguille alimentation car cela peut blesser gravement l’animal.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Après 15 min, mesurer le taux de glucose sanguin avec le glucomètre et en outre prendre des échantillons (~ 30 µL) de sang (comme décrit en détail à l’étape 2.4) de chaque souris dans le même ordre qu’ils ont reçu une injection. NOTE : La gestion du temps est très importante ; suivre d’aussi près que possible en utilisant les mêmes intervalles de temps en ce qui concerne le gavage. Laissez les souris déplacer aussi librement que possible et à endiguer les limite au minimum pendant toute la procédure pour réduire le stress, qui peut modifier les résultats. Queue d’une main de lait et de recueillir le sang avec l’autre.</li>
	<li>Répétez l’étape 2.7 aux moments choisis en fonction des résultats escomptés (par exemple, au 30, 45, 60, 90, 120, 150 et 180 min après l’administration de glucose). Si les points de l’heure sélectionnée sont plus de 120 min, veiller à ce que les souris aient accès à l’eau potable. Veiller à ce que les souris ont toujours accès à l’eau potable. Lorsque vous avez terminé avec l’expérience, retourner les souris à leurs domicile cages équipées de nourriture et d’eau. ATTENTION : L’HGPO est très épuisant pour les souris. Donc attendre au moins 1 semaine avant d’effectuer le prochain test métabolique, comme une ITT.</li>
	<li>Après l’expérience, centrifuger les échantillons de sang à 2 500 x g, 30 min, 4 ° C. Transférer le surnageant (plasma) pour vider les puits de la plaque et la stocker à-20 ° C jusqu'à l’analyse.<ol>
<li>Enregistrer une hémolyse des échantillons s’il est présent (voir Section 3).</li>
	</ol></li>
	<li>Déterminer le taux d’insuline plasmatique à l’aide d’un ELISA commercial nécessaire (voir la Table des matières) suivant les instructions du fabricant de la trousse. Remarque : Selon l’état de jeûne, ainsi que sur le métabolisme des souris étudiées, des difficultés au cours de cet essai peuvent survenir : insuline jeûne pendant la nuit les niveaux (instant 0) sont très bas et donc à proximité de la limite de détection. Pour éviter ce problème, doubler la quantité de volume plasmatique recommandée et par conséquent réduire de moitié le résultat du test ELISA. En revanche, si la souris a atteindre le sommet de l’insuline au cours de l’HGPO, surtout chez les souris nourries HFD, le taux d’insuline peut dépasser la limite de détection : diluer l’échantillon (par exemple, 10 fois avec 0,9 % NaCl) et répétez le test ELISA. Hémolyse dans des échantillons de plasma peut conduire à la dégradation de l’insuline, ce qui entraîne une diminution des valeurs d’affichage. La dégradation dépend de la durée, la température et la concentration d’hémoglobine dans l’échantillon. Gardez toujours les échantillons hémolysés froid ou sur la glace pour réduire la dégradation de l’insuline.</li>
</ol>3. ITT
NOTE : Les mêmes précautions pour le HGPO (manipulation de la souris, du sang, glucomètre et utilisation de la gelée de pétrole) devraient également s’appliquer lors de l’exécution de l’ITT. Par exemple, toutes les injections doivent être effectuées dans les 15 min à intervalles de 1 min si 15 souris sont testés en parallèle. Pour l’invitation à soumissionner, la collecte ultérieure des échantillons de sang avec tubes capillaires est facultative.
<ol><li>Préparatifs avant l’expérience<ol>
<li>Rapide des souris pendant au moins 2 h avant l’injection d’insuline, tout en s’assurant que les souris aient accès à l’eau potable (p. ex., retirez les aliments à 08:00, test souris 2-5 h plus tard).</li>
		<li>Diluer l’insuline 1 : 1 000 à 0,9 % NaCl (Stock : 100 U/mL d’insuline ; travail concentration 0,1 U/mL) et de préparer les 20 % de glucose (D-(+)-solution de Glucose dissoute dans l’eau distillée) à administrer si les souris deviennent hypoglycémiques. NOTE : L’invitation à soumissionner est généralement effectuée après qu’un jeûne court pour éviter l’hypoglycémie qui peut survenir dans le cas contraire dans toute la nuit à jeun animaux. Tous les réactifs qui sont administrés aux animaux doivent être de classe pharmacologique et stérile.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mesurer le poids corporel des souris, marquer la queue, couper l’extrémité de la queue à l’aide de ciseaux pointus et mesurer la glycémie basale comme décrit plus haut pour l’HGPO à l’étape 2.4.</li>
	<li>Injection d’insuline<ol>
<li>Pour injecter de l’insuline par voie intrapéritonéale (0.75 U d’insuline/kg de poids corporel, calculé au préalable), restreindre la souris par la méthode de la peau du cou.</li>
		<li>Utiliser une nouvelle, 27 ou 30 stérile aiguille pour chaque animal afin d’éviter l’inconfort et le risque d’une infection du site d’injection de calibre. NOTE : Stérilisation de la peau peut prolonger la durée de l’administration d’insuline et donc peut provoquer des perturbations supplémentaires à l’animal. Par conséquent, il n’est pas recommandé.</li>
		<li>Inclinez la tête de la souris vers le bas avec un léger angle d’exposer la face ventrale de l’animal. Placer l’aiguille stérile avec le biseau vers le haut et un angle de 30 ° dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen de l’animal (Figure 3 b). Démarrer la minuterie immédiatement après que la première souris est injectée. NOTE : Faible dose ITTs (0,1 U/kg) peut être effectuée afin d’évaluer plus précisément la sensibilité d’insuline hépatique. En ce qui concerne l’HGPO, calculer le volume d’injection selon le poids corporel est la procédure standard, tout en fondant la dose sur maigre masse est préférable si les données de composition de corps sont disponibles.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mesurer la glycémie aux moments choisis (par exemple, après 15, 30, 45, 60 et 90 min). Remarque : Comme l’insuline a une courte demi-vie de ~ 10 min dans la souris13, différences fin après l’administration d’insuline (par exemple, après 2 h) ne reflètent pas un effet direct de l’action de l’insuline. Administrer une solution de glucose 20 % dans le cas où une souris devient hypoglycémie (glycémie inférieure à 35 mg/dL de sang) et est à risque de mourir.</li>
	<li>Après que le temps final points, replacez les souris dans leur cage maison préparé avec beaucoup de nourriture et d’eau.</li>
</ol>

<ol><li>Qatanani, M., Lazar, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+obesity-associated+insulin+resistance%3A+many+choices+on+the+menu%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of obesity-associated insulin resistance: many choices on the menu.</a> Genes Dev. 21 (12), 1443-1455 (2007).</li>
<li>Wilcox, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+and+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Biochem+Rev%22%5BJournal%5D)">Insulin and insulin resistance.</a> Clin Biochem Rev. 26 (2), 19-39 (2005).</li>
<li>Reaven, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+of+insulin+resistance+in+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology of insulin resistance in human disease.</a> Physiol Rev. 75 (3), 473-486 (1995).</li>
<li>Kahn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Type+2+diabetes%3A+when+insulin+secretion+fails+to+compensate+for+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Type 2 diabetes: when insulin secretion fails to compensate for insulin resistance.</a> Cell. 92 (5), 593-596 (1998).</li>
<li>Gregor, M. F., Hotamisligil, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+mechanisms+in+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Inflammatory mechanisms in obesity.</a> Annu Rev Immunol. 29, 415-445 (2011).</li>
<li>Odegaard, J. I., Chawla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pleiotropic+actions+of+insulin+resistance+and+inflammation+in+metabolic+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Pleiotropic actions of insulin resistance and inflammation in metabolic homeostasis.</a> Science. 339 (6116), 172-177 (2013).</li>
<li>Srinivasan, K., Ramarao, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+in+type+2+diabetes+research%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models in type 2 diabetes research: an overview.</a> Indian J Med Res. 125 (3), 451-472 (2007).</li>
<li>Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., McCubbin, J. A., Feinglos, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diet-induced+type+II+diabetes+in+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).</li>
<li>Winzell, M. S., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+high-fat+diet-fed+mouse%3A+a+model+for+studying+mechanisms+and+treatment+of+impaired+glucose+tolerance+and+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">The high-fat diet-fed mouse: a model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes.</a> Diabetes. 53, Suppl 3. S215-S219 (2004).</li>
<li>Ayala, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+operating+procedures+for+describing+and+performing+metabolic+tests+of+glucose+homeostasis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Dis+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice.</a> Dis Model Mech. 3 (9-10), 525-534 (2010).</li>
<li>Jais, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+drives+metaflammation+and+insulin+resistance+in+mouse+and+man%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 drives metaflammation and insulin resistance in mouse and man.</a> Cell. 158 (1), 25-40 (2014).</li>
<li>Teperino, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hedgehog+partial+agonism+drives+Warburg-like+metabolism+in+muscle+and+brown+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Hedgehog partial agonism drives Warburg-like metabolism in muscle and brown fat.</a> Cell. 151 (2), 414-426 (2012).</li>
<li>Cresto, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Half+life+of+injected+125I-insulin+in+control+and+ob%2Fob+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Lat+Am%22%5BJournal%5D)">Half life of injected 125I-insulin in control and ob/ob mice.</a> Acta Physiol Lat Am. 27 (1), 7-15 (1977).</li>
<li>First report of the BVA/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+blood+from+laboratory+mammals+and+birds%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Removal of blood from laboratory mammals and birds.</a> Lab Anim. 27 (1), 1-22 (1993).</li>
<li>McGuill, M., Rowan, A. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/ilarjournal/article/31/4/5/655393/Biological-Effects-of-Blood-Loss-Implications-for">Biological Effects of Blood Loss: Implications for Sampling Volumes and Techniques.</a> ILAR. 31 (4), 5-18 (1989).</li>
<li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.osa.sunysb.edu/dlar/newitems/mouseblood.pdf">Methods of Blood Collection in the Mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li>
<li>NIH. National Institute of Health - Guidelines for Survival Bleeding of Mice and Rats. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf">http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf</a> (2017).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Counterregulatory+deficits+occur+within+24+h+of+a+single+hypoglycemic+episode+in+conscious%2C+unrestrained%2C+chronically+cannulated+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 290 (4), E678-E684 (2006).</li>
<li>Guariguata, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+estimates+of+diabetes+prevalence+for+2013+and+projections+for+2035%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035.</a> Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).</li>
<li>Freeman, H. C., Hugill, A., Dear, N. T., Ashcroft, F. M., Cox, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+nicotinamide+nucleotide+transhydrogenase%3A+a+new+quantitive+trait+locus+accounting+for+glucose+intolerance+in+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Deletion of nicotinamide nucleotide transhydrogenase: a new quantitive trait locus accounting for glucose intolerance in C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 55 (7), 2153-2156 (2006).</li>
<li>Pelleymounter, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+the+obese+gene+product+on+body+weight+regulation+in+ob%2Fob+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Effects of the obese gene product on body weight regulation in ob/ob mice.</a> Science. 269 (5223), 540-543 (1995).</li>
<li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+that+the+diabetes+gene+encodes+the+leptin+receptor%3A+identification+of+a+mutation+in+the+leptin+receptor+gene+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Evidence that the diabetes gene encodes the leptin receptor: identification of a mutation in the leptin receptor gene in db/db mice.</a> Cell. 84 (3), 491-495 (1996).</li>
<li>Rossini, A. A., Like, A. A., Dulin, W. E., Cahill, G. F. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pancreatic+beta+cell+toxicity+by+streptozotocin+anomers%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Pancreatic beta cell toxicity by streptozotocin anomers.</a> Diabetes. 26 (12), 1120-1124 (1977).</li>
<li>Bailey, C. J., Flatt, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hormonal+control+of+glucose+homeostasis+during+development+and+ageing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolism%22%5BJournal%5D)">Hormonal control of glucose homeostasis during development and ageing in mice.</a> Metabolism. 31 (3), 238-246 (1982).</li>
<li>Shi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexually+different+actions+of+leptin+in+proopiomelanocortin+neurons+to+regulate+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Sexually different actions of leptin in proopiomelanocortin neurons to regulate glucose homeostasis.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (3), E630-E639 (2008).</li>
<li>Collins, S., Martin, T. L., Surwit, R. S., Robidoux, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+vulnerability+to+diet-induced+obesity+in+the+C57BL%2F6J+mouse%3A+physiological+and+molecular+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Genetic vulnerability to diet-induced obesity in the C57BL/6J mouse: physiological and molecular characteristics.</a> Physiol Behav. 81 (2), 243-248 (2004).</li>
<li>Heijboer, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sixteen+hours+of+fasting+differentially+affects+hepatic+and+muscle+insulin+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lipid+Res%22%5BJournal%5D)">Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice.</a> J Lipid Res. 46 (3), 582-588 (2005).</li>
<li>Kohsaka, A., Bass, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sense+of+time%3A+how+molecular+clocks+organize+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">A sense of time: how molecular clocks organize metabolism.</a> Trends Endocrinol Metab. 18 (1), 4-11 (2007).</li>
<li>Drucker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incretin+action+in+the+pancreas%3A+potential+promise%2C+possible+perils%2C+and+pathological+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Incretin action in the pancreas: potential promise, possible perils, and pathological pitfalls.</a> Diabetes. 62 (10), 3316-3323 (2013).</li>
<li>Andrikopoulos, S., Blair, A. R., Deluca, N., Fam, B. C., Proietto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+the+glucose+tolerance+test+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Evaluating the glucose tolerance test in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 295 (6), E1323-E1332 (2008).</li>
<li>Ahren, B., Winzell, M. S., Pacini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+augmenting+effect+on+insulin+secretion+by+oral+versus+intravenous+glucose+is+exaggerated+by+high-fat+diet+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">The augmenting effect on insulin secretion by oral versus intravenous glucose is exaggerated by high-fat diet in mice.</a> J Endocrinol. 197 (1), 181-187 (2008).</li>
<li>Bowe, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+phenotyping+guidelines%3A+assessing+glucose+homeostasis+in+rodent+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Metabolic phenotyping guidelines: assessing glucose homeostasis in rodent models.</a> J Endocrinol. 222 (3), G13-G25 (2014).</li>
<li>Arioli, V., Rossi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Errors+related+to+different+techniques+of+intraperitoneal+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Errors related to different techniques of intraperitoneal injection in mice.</a> Appl Microbiol. 19 (4), 704-705 (1970).</li>
<li>Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+injection+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal injection of mice.</a> Appl Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).</li>
<li>Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mol+Biol.+Chapter%22%5BJournal%5D)">Evaluation of glucose homeostasis.</a> Curr Protoc Mol Biol. Chapter. , Chapter 29 Unit 29B 23(2007).</li>
<li>Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+for+assessing+insulin+sensitivity+and+resistance+in+vivo%3A+advantages%2C+limitations%2C+and+appropriate+usage%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (1), E15-E26 (2008).</li>
<li>McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+experiment+in+centralized+mouse+phenotyping%3A+the+Vanderbilt+experience+and+recommendations+for+evaluating+glucose+homeostasis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).</li>
<li>Pacini, G., Omar, B., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+and+models+for+metabolic+assessment+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Diabetes+Res%22%5BJournal%5D)">Methods and models for metabolic assessment in mice.</a> J Diabetes Res. 2013, 986906(2013).</li>
<li>Polonsky, K. S., Rubenstein, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C-peptide+as+a+measure+of+the+secretion+and+hepatic+extraction+of+insulin.+Pitfalls+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">C-peptide as a measure of the secretion and hepatic extraction of insulin. Pitfalls and limitations.</a> Diabetes. 33 (5), 486-494 (1984).</li>
<li>Hughey, C. C., Wasserman, D. H., Lee-Young, R. S., Lantier, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approach+to+assessing+determinants+of+glucose+homeostasis+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Mamm+Genome%22%5BJournal%5D)">Approach to assessing determinants of glucose homeostasis in the conscious mouse.</a> Mamm Genome. 25 (9-10), 522-538 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Avec la forte prévalence du diabète et des maladies associées à la population mondiale, il y a une exigence forte pour une recherche portant sur le mécanisme moléculaire, prévention et traitement de la maladie,19. Le protocole présenté décrit des méthodes bien établies pour la génération de souris HFD, un modèle animal robuste utilisé pour les recherches métaboliques, ainsi que la conduction de l’HGPO et ITT, qui sont des outils puissants pour l’évaluation des modifications métaboliques confiné co...

Dans les pays développés, l’obésité et le diabète atteint des dimensions épidémies due à la sédentarité et la consommation excessive d’aliments transformés, les effets qui résultent de l’urbanisation, industrialisation, mais aussi la mondialisation. Bien que les recherches sur la résistance à l’insuline et ses co-morbidités, tels que les hyperlipidémies et l’athérosclérose, a gagné la proéminence pendant les dernières décennies, les mécanismes biologiques complexes qui régulent le métabolisme de la santé et la maladie restent incomplètement compris et il n’y a toujours un besoin urgent de nouvelles modalités de traitement prévenir et traiter ces maladies1.
L’insuline et du glucagon d’hormone hyperglycémiante c' est servent les principaux régulateurs cellulaires d’alimentation et macronutriments du bilan d’énergie, donc maintenant bon sang systémique glucose concentration2. Glucose lui-même agit comme parmi les principaux stimulateurs de sécrétion d’insuline par les cellules β du pancréas, tandis que les autres macronutriments, facteurs humoraux comme entrée neuronale plus modifier cette réponse. L’insuline déclenche par conséquent des processus anaboliques de jeun en facilitant la diffusion des excès de glycémie dans le muscle et les cellules adipeuses et en outre activant la glycolyse comme protéine - ou synthèse des acides gras, respectivement. En outre, l’insuline supprime la production hépatique de glucose en inhibant la néoglucogenèse. Consommation d’énergie excessive chronique et meta-inflammation mènent à une hyperinsulinémie et insulinorésistance périphérique due à la régulation de l’expression des récepteurs de l’insuline ainsi que les modifications dans les voies de signalisation en aval, ce qui a entraîné une déficience sensibilité à la disposition de la glycémie induite par l’insuline ainsi qu’insuffisante inhibition de la production de glucose hépatique3,4,5,6.
Une large gamme de modèles animaux avec induction génétique, nutritionnelle ou expérimentale de la maladie s’est avéré pour être d’excellents outils pour étudier les mécanismes moléculaires de la résistance à l’insuline et les diverses formes de diabète ainsi que son accompagnement des maladies7 . Un exemple typique est le modèle largement utilisé et bien établie de souris induite par le SIH, qui se caractérise par la prise de poids rapide en raison de l’apport alimentaire accrue en combinaison avec l’efficacité métabolique réduite, ce qui entraîne l’insuline résistance8, 9. tant chez des modèles animaux et les humains, une élévation à jeun niveaux de glucose et d’insuline sanguins, ainsi qu’une intolérance à l’administration de glucose sont fréquemment utilisés indicateurs de résistance à l’insuline et d’autres modifications systémiques du glucose métabolisme. Surveillance insuline et glucose sanguin à l’état basal ou après stimulation est donc facilement accessibles lectures.
Le présent protocole décrit la génération de souris nourries HFD ainsi que deux méthodes fréquemment utilisées, l’épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et l’essai de résistance d’insuline (ITT), qui sont utiles pour caractériser le phénotype métabolique et d’enquêter sur altérations du métabolisme du glucose. Nous décrivons l’HGPO en détail, ce qui permet d’évaluer la disposition d’une sécrétion glucose administré par voie orale de charge et de l’insuline au fil du temps. En outre, nous fournissent des instructions sur la façon de mener l’invitation à soumissionner pour enquêter sur tout le corps-action de l’insuline en surveillant la concentration de glucose en réponse à un bolus d’insuline. Les protocoles décrits dans cet article sont bien établis et ont été utilisées dans plusieurs études10,11,12. En plus de légères modifications qui peuvent contribuer à accroître le succès, nous fournissons des lignes directrices pour la conception expérimentale et analyse des données, ainsi que des conseils utiles éviter les pièges potentiels. Les protocoles décrits dans les présentes peuvent être des outils très puissants pour étudier l’influence de facteurs génétiques, pharmacologiques, alimentaires et autres sur le métabolisme du glucose tout le corps et sur ses troubles associés comme la résistance à l’insuline. Outre la stimulation avec le glucose ou l’insuline, une variété d’autres composés peut être utilisée pour la stimulation selon le but d’une recherche individuelle. Bien qu’en dehors de la portée de ce manuscrit, de nombreuses autres applications en aval peuvent être effectuées sur les échantillons de sang dessinés, comme l’analyse des valeurs de sang autres que le glucose et d’insuline (par ex., lipides et lipoprotéines profils) ainsi que détaillées analyse des marqueurs métaboliques (par exemple, en temps réel quantitative Polymerase Chain Reaction (PCR), analyse par Western blot et enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA)). Outre cytométrie en flux et tri cellulaire activé par Fluorescence (FACS) peut être appliquée afin d’étudier les effets chez les populations de cellules simples distinctes, tandis que la transcriptomique, protéomique et métabolomique approches peuvent également être utilisés pour l’analyse non ciblée.
Dans l’ensemble, nous fournissons un protocole simple pour générer un modèle de souris induite par le SIH, tout en décrivant plus deux approches puissants pour étudier les modifications métaboliques dans tout l’organisme, l’HGPO et l’invitation à soumissionner, qui peut être des outils utiles pour étudier la pathogenèse de la maladie et développement de nouvelles thérapies, notamment dans le domaine des maladies associées au métabolisme tels que la résistance à l’insuline et le diabète.

<table><tbody><tr><td>Souche de souris : C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td>LFD/HFD</td></tr><tr><td>Accu Chek Performa - Glucomètre</td><td>Roche</td><td>6870228</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Accu Chek Performa - Bandelettes</td><td>Roche</td><td>6454038</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8769</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Actrapid - Insuline</td><td>Novo Nordisk</td><td>417642</td><td>ITT</td></tr><tr><td>Aiguilles d’alimentation réutilisables</td><td>Fine Science Tools</td><td>#18061-22</td><td>OGTT ; calibre 22 (calibre -24 pour les jeunes souris)</td></tr><tr><td>Seringues doseuses Omnifix-Fine</td><td>Braun</td><td>9161406V</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Aiguille à insuline Sterican (30G x 1/3 » ; &oslash ; 0.30 x 13 mm)</td><td>Braun</td><td>304000</td><td>ITT ; souris maigres</td></tr><tr><td>Sterican (G 27 x 3/4 » ; &oslash ; 0.40 x 20 mm)&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Braun</td><td>4657705</td><td>ITT ; souris sur</td></tr><tr><td>des plaques PCR HFD 96 Well, sans jupe, flexibles</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SP0016</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Souris Ultrasensible Insuline ELISA</td><td>kit Crystam Chem</td><td>90080</td><td>OGTT</td></tr><tr><td>Régime pour rongeurs avec 60 % de kcal % de matières</td><td>grasses Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>souris sur HFD</td></tr><tr><td>Régime pour rongeurs avec 10 % de matières grasses.</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12450B</td><td>souris sur LFD</td></tr><tr><td>BRAND micro hématocrite capillaire</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BR749321</td><td>OGTT/ITT</td></tr><tr><td>Vaseline - crème</td><td>Riviera P1768677</td><td></td><td>OGTT/ITT</td></tr></tbody></table>

Étude in vivo du métabolisme du glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (hgpo) et test de tolérance à l’insuline (itt)

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

L’obésité représente le seul facteur de risque plus important dans la pathogenèse du diabète de type 2, une maladie qui se caractérise par une résistance à l’absorption du glucose stimulée par l’insuline et une décompensation brute du métabolisme du glucose systémique. Malgré des progrès considérables dans la compréhension du métabolisme du glucose, les mécanismes moléculaires de sa réglementation en santé et la maladie demeurent sous visé par l’enquête, alors qu’il existe un besoin urgent de nouvelles approches pour prévenir et traiter le diabète. Alimentation dérivée de glucose stimule la sécrétion pancréatique d’insuline, qui sert à l’organisme de réglementation principal de processus anaboliques cellulaires pendant l’État nourri et soldes ainsi la glycémie niveaux pour maintenir le statut énergétique systémique. Suralimentation déclencheurs meta-inflammation chronique, qui entraîne des modifications en insuline périphérique associés aux récepteurs de signalisation et réduit ainsi la sensibilité à la disposition de la glycémie induite par l’insuline. Ces événements aboutirait à glycémie élevée à jeun et de taux d’insuline, mais aussi une réduction de la tolérance au glucose, qui à son tour servir d’indicateurs importants de résistance à l’insuline. Nous présentons ici un protocole pour la production et la caractérisation métabolique d’alimentation riche en graisses (HFD)-nourri des souris comme un modèle souvent utilisé de résistance à l’insuline induite par l’alimentation. Nous illustrons en détail l’épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO), qui surveille l’élimination périphérique d’une sécrétion glucose administré par voie orale de charge et de l’insuline au fil du temps. En outre, nous présentons un protocole pour l’épreuve d’hyperglycémie provoquée insuline (ITT) de surveiller l’action de l’insuline de l’organisme entier. Ensemble, ces méthodes et leurs applications en aval, représentent des outils puissants pour caractériser le phénotype métabolique général de souris aussi bien quant à évaluer plus précisément les altérations du métabolisme du glucose. Ils peuvent être particulièrement utiles dans le domaine de la recherche large de résistance à l’insuline, le diabète et l’obésité pour fournir une meilleure compréhension de la pathogenèse, aussi bien quant à tester les effets des interventions thérapeutiques.

La figure 1 illustre un calendrier schématique pour Phénotypage métabolique de la souris sur le régime alimentaire. À un âge d’environ 6 semaines, les souris doivent être placés sur un HFD, alors qu’un groupe d’écoute peut servir le groupe témoin. Ce qui est important, poids corporel doit être déterminé chaque semaine pour observer si il y a une augmentation du poids corporel. Tout type de stress (p. ex., bruit ou le comportement agressif des hommes)...

L’article décrit la génération et la caractérisation métabolique de chez les souris nourries à la diète riche en gras comme un modèle de résistance à l’insuline induite par le régime alimentaire et l’obésité. Il dispose également des protocoles détaillés pour effectuer l’épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale et le test de tolérance de l’insuline, suivi des altérations du corps entier de glucose métabolisme in vivo.

Étude In Vivo du métabolisme du Glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et Test de tolérance à l’insuline (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

L’objectif global de ces procédures est de caractériser le phénotype métabolique général des souris et d’évaluer spécifiquement les altérations du métabolisme du glucose in vivo. Ces méthodes peuvent aider à répondre à des questions clés dans le domaine du métabolisme. Ce sont des outils représentatifs et puissants pour étudier l’influence de facteurs génétiques, pharmacologiques ou alimentaires sur le métabolisme du glucose in vivo.Le principal avantage de ces techniques est qu’elles sont relativement faciles à réaliser. La veille du test de tolérance au glucose par voie orale, transférez les souris dans une cage avec de la litière fraîche et de l’eau potable, mais sans nourriture pour les faire jeûner toute la nuit avant le test. Le lendemain, préparez 10 millilitres de solution de glucose à 20 % en diluant 45 % de glucose D dans de l’eau distillée.Ensuite, préparez une plaque pour la collecte de plasma en ajoutant cinq microlitres d’EDTA de sodium par point temporel pour chaque souris dans les puits d’une plaque à 96 puits. Pendant l’expérience, conservez cette assiette sur de la glace. Ensuite, mesurez le poids corporel de toutes les souris et marquez leur queue avec un marqueur permanent pour rendre les souris facilement reconnaissables.Pour prélever du sang en vue de l’échantillonnage de base, utilisez des ciseaux tranchants pour couper soigneusement un à deux millimètres de l’extrémité de la queue. Essuyez la première goutte de sang pour éviter l’hémolyse ou la contamination par le liquide tissulaire avant de prélever de nouveaux échantillons de sang pour la détermination de la glycémie. Prélevez un petit échantillon de sang pour la mesure de la glycémie basale à l’aide du glucomètre.Prélevez ensuite un échantillon de sang plus important à l’aide d’un tube capillaire frais. Videz le tube capillaire à l’aide d’une pipette en plaçant l’embout de la pipette en haut de l’extrémité du tube capillaire et en poussant soigneusement le sang collecté dans un puits de la plaque à 96 puits tout en évitant les bulles d’air. Préparez du glucose à 20 % de vitamine D dissous dans de l’eau distillée.Pour administrer une solution de glucose, retenez d’abord la souris en la saisissant fermement par la peau. Appliquez suffisamment de fermeté sur la peau autour du cou pour empêcher la souris de se tordre et d’incliner sa tête vers l’arrière. Assurez-vous que la souris peut respirer correctement.Ensuite, dirigez prudemment l’aiguille d’alimentation à travers la bouche vers l’œsophage. Laissez la souris avaler l’aiguille. Une fois que l’aiguille s’enfonce dans la partie inférieure de l’œsophage de la souris, injectez la solution de glucose.Démarrez la minuterie immédiatement après le premier gavage et administrez du glucose à toutes les autres souris à intervalles d’une minute. Une fois l’administration de glucose commencée, une bonne gestion du temps est très importante. Après 15 minutes, mesurez la glycémie avec le glucomètre comme précédemment.Ensuite, prélevez un autre échantillon de sang de 30 microlitres de chaque souris dans le même ordre qu’elles ont été injectées. Le prélèvement sanguin doit être répété 30, 45, 60, 90, 120, 150 et 180 minutes après l’administration du glucose. Assurez-vous que les souris ont accès à de l’eau potable pendant cette période.Une fois les mesures terminées, retournez les souris dans leurs cages domestiques équipées de nourriture et d’eau. Ensuite, centrifugez les échantillons de sang à 2 500 fois G pendant 30 minutes à quatre degrés Celsius. Transférez le surnageant de plasma dans les puits vides de la plaque à 96 puits.Et puis conservez la plaque à moins 20 degrés Celsius jusqu’à l’analyse. Au moins une semaine après le test de tolérance au glucose, faites jeûner les souris pendant au moins deux heures avant l’injection d’insuline en veillant à ce qu’elles aient accès à de l’eau potable. Diluez une solution mère d’insuline de un à mille avec du chlorure de sodium à 0,9 % et préparez du D-glucose à 20 % dissous dans de l’eau distillée à administrer si les souris deviennent hypoglycémiques.Après avoir pesé les souris et marqué leur queue, calculez le volume d’insuline nécessaire pour administrer 0,75 unité d’insuline par kilogramme de poids corporel. Ensuite, coupez le bout de la queue à l’aide de ciseaux bien aiguisés et mesurez la glycémie basale comme précédemment. Pour injecter de l’insuline par voie intrapéritonéale, retenez la souris par la méthode de la peau et inclinez la tête de la souris vers le bas à un léger angle pour exposer la face ventrale de l’animal.Placez la seringue remplie à un angle de 30 degrés dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen de l’animal et injectez le volume avec le biseau de l’aiguille stérile de calibre 30 tourné vers le haut. Démarrez le minuteur immédiatement après l’injection de la première souris. Mesurez la glycémie à des moments sélectionnés.Après les derniers points de temps, remettez les souris dans leurs cages domestiques préparées avec beaucoup de nourriture et d’eau. Le test de tolérance au glucose par voie orale a été utilisé pour comparer le phénotype métabolique de souris nourries avec un régime riche en graisses pendant 12 semaines avec des souris nourries avec un régime pauvre en graisses. Chez les souris LFD tolérantes au glucose, le pic de glycémie d’environ 240 milligrammes par décilitre a été atteint environ 15 minutes après l’administration du glucose et immédiatement suivi d’une diminution vers le niveau de base indiquant une élimination correcte du glucose.En revanche, les souris HFD ont culminé à environ 320 milligrammes par décilitre de glucose et n’ont montré presque aucune élimination de glucose. Étant donné que les niveaux de glucose sanguin entre les deux groupes diffèrent dans l’état de jeûne, un calcul de l’aire sous la courbe au-dessus de la glycémie de base a été effectué, ce qui a validé les résultats précédents. De plus, les taux d’insuline dans le sang ont été déterminés à l’aide d’un ELISA d’insuline.Les souris nourries à HFD ont montré des niveaux élevés d’insuline à jeun par rapport au groupe témoin, ainsi qu’une réponse insulinique accrue indiquant une hyperinsulinémie compensatoire induite par HFD. Pour mesurer la sensibilité à l’insuline chez les souris nourries à HFD, un test de tolérance à l’insuline a été effectué une semaine après le test de tolérance au glucose par voie orale. Par rapport au groupe témoin nourri au LFD, les souris nourries au HFD ont montré une réduction altérée de la glycémie après l’administration d’insuline, ce qui suggère une résistance à l’insuline.Lors de cette procédure, il est particulièrement important de maintenir une bonne gestion du temps ainsi que de réduire au minimum les niveaux de stress des souris afin de générer des résultats robustes et reproductibles. Les différences de tolérance au glucose, de niveaux d’insuline et de sensibilité à l’insuline, qui sont toutes obtenues par le pourcentage de méthodes, peuvent aider à mélanger les prochaines étapes complexes. Il peut s’agir, par exemple, d’allégations d’hyperglycémie ou d’hyperinsulinémie ou d’expériences avec des îlots pancréatiques isolés.

study-vivo-glucose-metabolism-high-fat-diet-fed-mice-using-oral

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

La pince hyperinsulinémique-euglycémique, ou pince à l'insuline, est le gold standard pour évaluer action de...

Hyperinsulinémique euglycémique-pinces dans Conscient, Souris illimités

Cette vidéo explique comment effectuer un test de tolérance au glucose par voie orale sur une souris de laboratoire.

Test de tolérance au glucose par voie orale (OGTT) : mesure du métabolisme du glucose chez la souris

L'objectif de ce protocole est de présenter une méthode standard pour effectuer des tests de tolérance au glucose par voie intraveineuse (IVGTTs) pour évaluer le contrôle glycémique chez les primates non humains et d'évaluer leur état métabolique de santé à dysmétabolique.

Caractérisation de la situation dans la Metabolic Nonhuman Primates avec le test de tolérance au glucose intraveineux

Ce protocole étudie le rôle de ligand de chemokine (C-C motif) 5 (CCL5) dans l’hypothalamus en livrant un antagoniste, MetCCL5, dans le cerveau de souris à l’aide d’un système de perfusion de cerveau pompe micro-osmotique. Cette inhibition transitoire de l’activité CCL5 interrompu insuline hypothalamique, signalisation, entraînant une intolérance au glucose et sensibilité à l’insuline systémiques périphériques.

Étudier le Signal hypothalamique de l’insuline à l’intolérance au Glucose périphérique avec un système de perfusion continue de drogues dans le cerveau de souris

L’incidence de l’obésité augmente et augmente le risque de maladies pulmonaires chroniques. Modèles sont nécessaires pour établir les mécanismes sous-jacents et des stratégies préventives, animal bien défini. Ici, nous fournissons trois méthodes (épreuve d’hyperglycémie provoquée, pléthysmographie de corps et fixation du poumon) pour étudier l’effet de l’obésité sur résultats pulmonaires chez des souris.

Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires

Dans cette étude, nous décrivons un système in-ovo comme un outil prometteur aux insulino-mimétiques composés d’essai dans un organisme vivant. Les principaux avantages comprennent un débit adéquat et des coûts acceptables, qui permettent l’identification de composés phytochimiques aux propriétés insulino-mimétiques.

Un modèle In Ovo pour tester les composés insulino-mimétiques

Ce protocole décrit l’utilisation d’un analyseur de composition corporelle et le système de surveillance animale métabolique pour caractériser la composition corporelle et des paramètres métaboliques chez les souris. Un modèle de l’obésité induit par l’alimentation riche en graisses est utilisé à titre d’exemple pour l’application de ces techniques.

Composition corporelle et l’analyse mise en cage métabolique in Mice Fed graisse haute

L'article actuel décrit un protocole détaillé pour le jeûne intermittent isocalorique 2:1 pour protéger et traiter contre l'obésité et le métabolisme altéré de glucose dans les souris sauvages-type et ob/ob.

Évaluation des effets métaboliques du jeûne isocalorique 2:1 intermittent chez les souris

Cette étude décrit la mesure directe de la production hépatique de glucose dans un modèle murin du syndrome des ovaires polykystiques en utilisant un traceur de glucose isotopique stable via la veine caudale à jeun et riche en glucose en tandem.

Évaluation de la production de glucose hépatique dans un modèle murin du syndrome des ovaires polykystiques

Une pince hyperglycémique est utilisée pour mesurer la libération d’insuline avec une concentration de glucose sanguin plus élevée. Un clamp hypoglycémique sert à mesurer la production de glucose induite par des réponses contre-régulatrices. Les deux méthodes utilisent la même procédure chirurgicale. Ici, nous présentons une technique de clamp pour évaluer le métabolisme systémique du glucose.

Pince hyperglycémique et pince hypoglycémique chez la souris consciente

Découvrez les tests de tolérance au glucose et à l'insuline chez des souris soumises à un régime riche en graisses. Ces méthodes permettent d'évaluer le métabolisme glucidique et la résistance à l'insuline in vivo.

Étude In Vivo du métabolisme du Glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et Test de tolérance à l’insuline (ITT) (Vidéo) | JoVE Journal

Étude In Vivo du métabolisme du Glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et Test de tolérance à l’insuline (ITT)

Explorer plus de vidéos