Name: Mesure de l’Expression des gènes dans les couches d’Aleurone orge bombardé avec un débit plus élevé (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 29 s
Description: Découvrez une méthode de bombardement de particules pour mesurer l'expression des gènes dans les cellules d'aleurone d'orge. Ce protocole à haut débit utilise des plaques 96 puits pour étudier la régulation hormonale des gènes.

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Les auteurs remercient Greyson Butler et Margaret Barrett pour les aider à réaliser les expériences, Judy Stone pour obtenir des conseils sur l’homogénéisation de grain et Lynn Hannum pour obtenir des conseils sur la fluorométrie. Ce travail a été soutenu par la National Science Foundation (IOB 0443676), par une sentence de développement institutionnel (IDeA) de la National Institute of General Medical Sciences, de la National Institutes of Health, sous le numéro de licence P20GM0103423 et par des subventions de la Division de Colby College des Sciences naturelles.

1. préparation des effecteurs et gène rapporteur construit
<ol><li>Construire des constructions d’effecteur qui emploient un promoteur constitutif (p. ex. maïs ubiquitine, UBI) à l’expression de la voiture d’un cadre de lecture souhaité. Par exemple, construire un plasmide contenant UBI::TaABF1 à disque forte l’expression constitutive de TaABF15.</li>
	<li>Construire des constructions de journaliste qui incluent le promoteur dont l’activité consiste à mesurer, placé en amont d’un cadre de lecture ouvert comme GUS. Par exemple, construire un plasmide contenant HVA1::GUS permettant de mesurer l’expression de la HVA1 promoteur2,5.</li>
	<li>Construire une structure de contrôle interne (p. ex. UBI::luciférase).</li>
	<li>À l’aide d’une colonne de silice liaison protocole (voir Table des matières), préparer le plasmide de haute qualité pour chacune des constructions gène nécessaire. En utilisant la spectroscopie ultraviolette (voir Table des matières), soigneusement mesurer la concentration de chaque préparation de plasmide.</li>
</ol>2. préparation des Grains d’orge bombardement
<ol><li>Mettre en place une feuille de calcul (voir Figure 1 pour un exemple) indiquant les plasmides qui seront bombardés, les traitements appropriés de l’hormone et autres informations pertinentes pour chaque traitement qui fera partie de l’expérience.</li>
	<li>À l’aide d’une planche à découper et une lame de rasoir stérile, couper les embryons de grains d’orge Himalaya (40 pour chaque traitement comprise dans le test). Exclure les grains qui sont décolorés ou sensiblement inférieur à la moyenne.</li>
	<li>Placez tous les grains d’embryoless dans un tube de 50 mL. Ajouter 40 mL d’eau et de roche pendant 10 minutes.</li>
	<li>Versez l’eau soigneusement (pour éviter de perdre des grains), ajouter 40 mL d’eau de Javel de 10 %. Rock pendant 20 minutes.</li>
	<li>Versez l’eau de Javel, ajouter 40 mL d’eau stérile. Rock pendant 5 minutes. Répéter ce lavage à l’eau stérile, quatre fois plus.</li>
	<li>Ajouter 40 mL de Solution d’imbibition (succinate sodique de 20 mM, 20 mM chlorure de calcium, pH 5.0) et 40 μL de solution étalon de chloramphénicol (10 mg/mL).</li>
	<li>Transférer la plus grande partie de la Solution de s’imbiber (avec chloramphenicol) du tube dans une assiette de Vermiculite (voir Table des matières). Puis transférez les grains à la surface du papier filtre humide dans les plaques de Vermiculite. Étaler uniformément les grains. Verser dans une solution assez on pour garder les grains partiellement (mais pas complètement) immergé. Placez le couvercle sur la plaque de Vermiculite.</li>
	<li>Incuber les grains embryoless à 24 ° C pendant environ 48 heures avec un éclairage fluorescent. Ajouter la Solution de s’imbiber supplémentaires si nécessaire.</li>
	<li>Ouvrir une boîte de Pétri plastique 90 mm et verser 20 mL de Solution s’imbiber dans le plat lui-même et 20 mL dans le couvercle inversé. Ajouter 20 μL de chloramphénicol (10 mg/mL) à chacun. Stériliser les deux paires de pinces à pointe fine en les plongeant dans de l’alcool.</li>
	<li>Placez quelques uns des grains embryoless dans le couvercle de la boîte de Pétri. À l’aide de la pince, retirez délicatement le tégument (transparent) de chaque grain. Tout en éliminant les téguments de la graine du côté du grain lisse, ne pas endommager les cellules (aleurone) sous-jacentes. Transférer le grain Pelé dans la boîte de Pétri contenant la Solution de s’imbiber.</li>
	<li>Après avoir épluché les téguments de la graine de tous les grains, les retourner à la plaque de Vermiculite. Incuber les grains embryoless pelées à 24 ° C pendant 16 à 20 heures.</li>
	<li>Juste avant d’utiliser les grains pour le bombardement, enlever l’humidité de surface par les secousses entre papier-filtre dans une boîte de Pétri.</li>
</ol>3. préparation d’ADN plasmidique de bombardement
<ol><li>Étiqueter un tube de 1,5 mL pour chaque traitement qui figurera dans l’expérience de bombardement. Dans chaque tube, ajouter 2,5 µg d’UBI:: plasmide contrôle interneluciférase , 2,5 µg d’un plasmide de journaliste de GUS et la quantité désirée (en général 0,025 µg à 2,5 µg) d’un plasmide effecteur. Ajouter de l’eau pour porter le volume total à 5 µL.</li>
	<li>Préparer 1,6 µm or microporteurs (voir Table des matières) protocoles6publiés.</li>
	<li>Pour chaque traitement, ajouter 50 µL de suspension microporteurs dans le tube de 1,5 mL contenant l’ADN de plasmide. Enrober les microporteurs avec l’ADN de plasmide selon protocoles6 du fabricant.</li>
	<li>Dans l’étape finale, lorsque les plasmide-enduit microporteurs sont suspendus dans 48 µL 100 % d’éthanol, pipette 8 μL des microporteurs suspendu sur chacun des cinq macrocarriers et laissez-les à l’air sec.</li>
</ol>4. particules bombardement de Grains d’orge Embryoless
<ol><li>Mettre en place l’appareil de bombardement de particules (voir la Table des matières)6.</li>
	<li>Placez un disque de rupture 1550 lb/po2 dans la PAC retenue et installez-le sur l’instrument.</li>
	<li>Placez un macrocarrier contenant la combinaison désirée plasmidique (avec un écran d’arrêt) dans l’ensemble de lancement avec des microporteurs. Insérer l’ensemble dans la fente supérieure de la chambre de bombardement. La distance entre le disque de rupture, garder le cap et le macrocarrier du couvercle à la distance standard (6 mm) et y déposer le support d’écran arrêt la position centrale (standard), ce qui permet une distance de voyage macrocarrier de 11 mm (Figure 2 a).</li>
	<li>Disposer 8 grains d’embryoless dans un modèle radial serré (avec les extrémités plus minces pointant vers l’intérieur) sur un cercle de papier filtre qui est collé à plat sur le couvercle d’une boîte de Pétri 90 mm (voir Figure 2 b).</li>
	<li>Placez le plat avec les grains dans la chambre de bombardement, à une distance de 6 cm de l’écran de s’arrêter.</li>
	<li>Évacuer la chambre de bombardement à 95 kPa et puis bombarde l’échantillon.</li>
	<li>Après avoir relâché le vide, transférer les grains ont bombardé à un marqué 60 mm boîte de Pétri contenant 4 mL de Solution s’imbiber contenant 1 mg/ml de chloramphénicol.</li>
	<li>Répétez jusqu'à ce que tous les bombardements sont terminés. Incuber (sur une plateforme vibrante à 100 tr/min) à 24 ° C pendant 24 heures.</li>
</ol>5. extraction des protéines solubles des Grains ont bombardé
<ol><li>À l’aide de pinces, retirer les 8 grains ont bombardé un plat de Pétri de 60 mm et épongez les sécher sur du papier absorbant. Diviser les grains en deux tubes étiquetés 2,0 mL (4 grains par tube) chacun contenant 800 μL tampon de meulage (100 mM Na phosphate pH 7,2, 5 mM DTT, 10 µg/mL leupeptine, 20 % de glycérol) et une bille en acier inoxydable de 5 mm. Répétez ce processus pour tous les grains ont bombardé.</li>
	<li>Placer (jusqu'à 48) 2,0 mL tubes dans les deux paniers de l’homogénéisateur de perle (voir Table des matières). Monter les supports sur l’homogénéisateur.</li>
	<li>Agiter les échantillons à 30 Hz pendant 3 minutes.</li>
	<li>Retirer les grilles de l’homogénéisateur de l’homogénéisateur et placez-les sur la glace (5 min) pour re-refroidir les échantillons.</li>
	<li>Monter les supports sur l’homogénéisateur - dans le sens opposé. Agiter à nouveau les échantillons à 30 Hz pendant 3 minutes.</li>
	<li>Refroidir les grilles sur la glace, puis répétez les étapes 5.3 à 5.5. Cela s’ajoutera jusqu'à un total de 12 minutes d’agitation.</li>
	<li>Centrifuger les extraits de grains à 16 000 x g à 4 ° C pendant 10 minutes.</li>
	<li>
Décanter immédiatement après la centrifugation, le surnageant clair dans une seconde série de tubes de microcentrifuge. Donner à chaque tube un tourbillon rapide. Stocker les tubes sur la glace.</li>
	<li>Après avoir transféré le surnageant, récupérer les billes en acier de boulettes donc ils peuvent être lavés et réutilisés.</li>
</ol>6. mesure de l’activité de la luciférase dans des extraits de Grain
<ol><li>Pour chaque tube d’extrait de grain à doser, préparer un tube de verre de 12 mm x 75 mm contenant 200 μl du mélange d’essai luciférase (45 mM Tris sulfate pH = 7,7, 15 mM MgCl2, 20 mM DTT, 1,5 mM EDTA, luciférine de 1 mM, 1 mM ATP).</li>
	<li>Ajouter 100 μl de l’extrait de grain premier dans le premier tube de dosage. Vortex rapidement pour bien mélanger. Immédiatement , placer le tube dans le porte-tube de luminomètre et fermer la porte. Lorsque la mesure est terminée, retirer le tube du luminomètre – laissant la porte ouverte pour placer le tube suivant.</li>
	<li>Répétez ce processus jusqu'à ce que tous les échantillons ont été mesurés.</li>
</ol>7. mesure de l’activité de GUS dans des extraits de Grain
<ol><li>Ajouter 200 μl de tampon de GUS (50 mM Na phosphate, pH 7,2, 2,5 mM 4-méthylumbelliféryl - D-glucuronide, 10 mM TNT, 2 mM EDTA, 10 µg/mL leupeptine, 20 % de méthanol, 0,02 % d’azide de sodium) dans chaque puits d’une plaque 96 puits.</li>
	<li>Place 50 μL de chaque extrait de grain dans le bien qui correspond. Mélanger avec le bout après l’ajout. Sceller la partie supérieure avec film d’étanchéité.</li>
	<li>Incuber la plaque 96 puits à 37 ° C dans l’obscurité pendant 20 heures.</li>
	<li>Centrifuger la plaque 96 puits à 4 000 x g à 4 ° C pendant 10 minutes et placez-le sur la glace.</li>
	<li>Ajouter 250 μL de 0,2 M Na2CO3 dans chaque puits d’une plaque bien noir 96.</li>
	<li>Ajouter 6,25 μL de chaque mélange de dosage GUS centrifugé dans la correspond bien (contenant 0,2 M Na2CO3) de la black 96 bien plate. Mélanger avec le bout après l’ajout. Inclure les puits avec 6,25 μL de 10 μM, 40 μM et 100 μM 4-méthylumbelliférone comme normes.</li>
	<li>Placez la plaque noire dans un fluorimètre plaque et lire la fluorescence de la méthylumbelliférone. Prendre la lecture à une longueur d’onde d’excitation de 360 nm et une longueur d’onde d’émission de 460 nm. Réglez le gain de l’instrument tel qu’un bien contenant μL 6,25 de 40 μM 4-méthylumbelliférone et 250 μL de 0,2 M Na2CO3 donnent une lecture de 1000 unités de fluorescence.</li>
</ol>8. analyse des données
<ol><li>Entrez les valeurs de la luciférase et dosages de GUS dans un tableur. Exclure de tout échantillon avec une lecture de la luciférase d’inférieur à 20 000 luminescence relative unités s-1, car cela indique que les gènes chimères n’étaient pas correctement livrés pour les cellules d’aleurone.</li>
	<li>Pour chaque grain bombardé avec succès extrait (représentant un groupe de quatre grains d’embryoless), à calculer l’expression normalisée de GUS partir des données brutes de GUS et de la luciférase comme suit : normalisé GUS = [(expression GUS - GUS vide) x (2 000 000)] / (luciférase expression – luciférase vide). Remarque : Cela normalise le volume d’activité GUS à ce qui serait ont été observé dans un bombardement qui a donné une lecture de la luciférase de 2 000 000.</li>
	<li>Signaler le niveau relatif d’expression d’une construction particulière de journaliste en présence d’effecteur des constructions ou des traitements hormonaux testées en comparant le niveau d’expression en l’absence d’hormones ou les effecteurs.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, K., An, Y. Q. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+responses+to+gibberellin+and+abscisic+acid+in+barley+aleurone%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Integ.+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Transcriptional responses to gibberellin and abscisic acid in barley aleurone.</a> J. Integ. Plant Biol. 48, 591-612 (2006).</li>
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<li>Shen, Q., Zhang, P., Ho, T. H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+nature+of+abscisic+acid+%28ABA%29+response+complexes%3B+composite+promoter+units+that+are+necessary+and+sufficient+for+ABA+induction+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Modular nature of abscisic acid (ABA) response complexes; composite promoter units that are necessary and sufficient for ABA induction of gene expression.</a> Plant Cell. 8, 1107-1119 (1996).</li>
<li>Gómez-Cadenas, A., Zentella, R., Walker-Simmons, M. K., Ho, T. H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gibberellin%2Fabscisic+acid+antagonism+in+barley+aleurone+cells%3A+site+of+action+of+the+protein+kinase+PKABA1+in+relation+to+gibberellin+signaling+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Gibberellin/abscisic acid antagonism in barley aleurone cells: site of action of the protein kinase PKABA1 in relation to gibberellin signaling molecules.</a> Plant Cell. 13, 667-679 (2001).</li>
<li>Johnson, R. R., Shin, M., Shen, J. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+wheat+PKABA1-interacting+factor+TaABF1+mediates+both+abscisic+acid-suppressed+and+abscisic+acid-induced+gene+expression+in+bombarded+aleurone+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The wheat PKABA1-interacting factor TaABF1 mediates both abscisic acid-suppressed and abscisic acid-induced gene expression in bombarded aleurone cells.</a> Plant Mol. Biol. 68, 93-103 (2008).</li>
<li>Harris, L. J., Martinez, S. A., Keyser, B. R., Dyer, W. E., Johnson, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+analysis+of+TaABF1+during+abscisic+acid+and+gibberellin+signaling+in+aleurone+cells+of+cereal+grains%5BTitle%5D)+AND+%22Seed+Science+Res%22%5BJournal%5D)">Functional analysis of TaABF1 during abscisic acid and gibberellin signaling in aleurone cells of cereal grains.</a> Seed Science Res. 23, 89-98 (2013).</li>
<li>Shen, Q., Casaretto, J., Zhang, P., Ho, T. H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+definition+of+ABA-response+complexes%3A+the+promoter+units+necessary+and+sufficient+for+ABA+induction+of+gene+expression+in+barley+%28Hordeum+vulgare%29%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Functional definition of ABA-response complexes: the promoter units necessary and sufficient for ABA induction of gene expression in barley (Hordeum vulgare).</a> Plant Mol. Biol. 54, 111-124 (2004).</li>
<li>Ritchie, S., Gilroy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abscisic+acid+signal+transduction+in+the+barley+aleurone+is+mediated+by+phospholipase+D+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Abscisic acid signal transduction in the barley aleurone is mediated by phospholipase D activity.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95, 2697-2702 (1998).</li>
<li>Takemiya, A., Shimazaki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidic+acid+inhibits+blue+light-induced+stomatal+opening+via+inhibition+of+protein+phosphatase+1%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidic acid inhibits blue light-induced stomatal opening via inhibition of protein phosphatase 1.</a> Plant Physiol. 153, 1555-1562 (2010).</li>
<li>Zou, X., Seeman, J. R., Neuman, D., Shen, Q. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+WRKY+gene+from+creosote+bush+encodes+an+activator+of+the+abscisic+acid+signaling+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">A WRKY gene from creosote bush encodes an activator of the abscisic acid signaling pathway.</a> J. Biol. Chem. 279, 55770-55779 (2004).</li>
<li>Ishibashi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+are+involved+in+gibberellin%2Fabscisic+acid+signaling+in+barley+aleurone+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species are involved in gibberellin/abscisic acid signaling in barley aleurone cells.</a> Plant Physiol. 158, 1705-1714 (2012).</li>
<li>Piskurewicz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+gibberellic+acid+signaling+repressor+RGL2+inhibits+Arabidopsis+seed+germination+by+stimulating+abscisic+acid+synthesis+and+ABI5+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The gibberellic acid signaling repressor RGL2 inhibits Arabidopsis seed germination by stimulating abscisic acid synthesis and ABI5 activity.</a> Plant Cell. 20, 2729-2745 (2008).</li>
<li>Hong, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphorylation-mediated+regulation+of+a+rice+ABA+responsive+element+binding+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Phytochemistry%22%5BJournal%5D)">Phosphorylation-mediated regulation of a rice ABA responsive element binding factor.</a> Phytochemistry. 72, 27-36 (2011).</li>
<li>Lopez-Molina, L., Mongrand, S., McLachlin, D. T., Chait, B. T., Chua, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ABI5+acts+downstream+of+ABI3+to+execute+an+ABA-dependent+growth+arrest+during+germination%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">ABI5 acts downstream of ABI3 to execute an ABA-dependent growth arrest during germination.</a> Plant J. 32, 317-328 (2002).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SOS2-LIKE+PROTEIN+KINASE5%2C+an+SNF1-RELATED+PROTEIN+KINASE3-Type+protein+kinase%2C+is+important+for+abscisic+acid+responses+in+Arabidopsis+through+phosphorylation+of+ABSCISIC+ACID-INSESENSITIVE5%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">SOS2-LIKE PROTEIN KINASE5, an SNF1-RELATED PROTEIN KINASE3-Type protein kinase, is important for abscisic acid responses in Arabidopsis through phosphorylation of ABSCISIC ACID-INSESENSITIVE5.</a> Plant Physiol. 168, 659-676 (2015).</li>
<li>Zong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedback+regulation+of+ABA+signaling+and+biosynthesis+by+a+bZIP+transcription+factor+targets+drought-resistance-related+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Feedback regulation of ABA signaling and biosynthesis by a bZIP transcription factor targets drought-resistance-related genes.</a> Plant Physiol. 171, 2810-2825 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’introduction du gène de l’effecteur construit par bombardement par des particules, suivie d’une expression transitoire de constructions de journaliste est une stratégie utile pour disséquer le rôle des acteurs particuliers dans la signalisation de GA/ABA et du gène réglementés hormone qui en résulte expression. Cependant, les protocoles existants pour mener à bien de telles expériences dans l’orge aleurone cellules2,3,4<sup...

La couche d’aleurone de l’orge est un système de modèle bien établi pour l’étude de l’expression génique réglé par hormone en plantes1. En particulier, un certain nombre de gènes nécessaires à la germination ou du développement de la plantule est activé par la gibbérelline (GA), tandis que les gènes associés à des réactions de stress sont activés par l’acide abscissique (ABA). Le GA et ABA, voies de signalisation sont entrelacées, comme l’expression de certains gènes activés par le GA est inhibée par l’ABA et vice versa1.
Une stratégie utile pour comprendre que le rôle des acteurs particuliers dans la signalisation de GA/ABA a été l’introduction d’effecteur gènes chimères par bombardement par des particules, suivi d’une expression transitoire de constructions de journaliste qui permettent l’effet qui en résulte sur expression des gènes en aval à déterminer. L’utilisation de gènes rapporteurs comme GUS (β-glucuronidase) ou de la luciférase permet la mesure sensible et quantitative de l’expression des gènes spécifiquement dans les cellules qui ont reçu la construction de l’effecteur. Par exemple, l’introduction d’une construction d’effecteur codant le facteur de transcription TaABF15,6 établi que gènes induite par l’ABA comme HVA1 sont induits par la TaABF1, tout en GA-induite des gènes tels que Amy32b sont réprimés. Bombardement de particules comme une stratégie expérimentale a été utilisé par plusieurs laboratoires pour étudier divers aspects de la GA/ABA de signalisation. Ce travail a conduit à l’identification des éléments du promoteur importants pour l’activation de gènes induite par l’ABA3et induite par le GA2 et à la découverte des protéines kinases4 et facteurs de transcription5 qui régulent la expression de ces gènes.
L’existant protocoles2,3,4,5,6 pour le bombardement par des particules et mesure subséquente d’expression transitoire sont travail très intensif, comme chaque ensemble de bombardé à peine les grains soit homogène à la main dans un mortier et un pilon et les dosages enzymatiques sont effectués individuellement. Ce manuscrit rapporte un protocole amélioré que partiellement automatise et simplifie l’étape d’homogénéisation et le GUS dosages pour permettre un débit nettement plus, permettant un plus grand nombre de traitements pour être testés dans la même expérience, ou la inclusion de plusieurs répétitions pour chaque traitement afin d’obtenir davantage de résultats statistiquement robuste. Résultats représentatifs sont indiqués pour l’expression de constructions journaliste HVA1 et Amy32b , régie par le facteur de transcription TaABF1, ainsi que par les GA, ABA et autres molécules régulatrices.

<table><tbody><tr><td>GeneElute HP plasmide Maxiprep kit</td><td>Sigma</td><td>NA0310-1KT</td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotomètre UV-vis</td><td>Nanodrop</td><td>ND-1000</td><td></td></tr><tr><td>Grains d’orge de l’Himalaya</td><td>/</td><td>/</td><td>Une variété d’orge à grains nus (stocker dans l’obscurité à 4&deg ; C)</td></tr>Réactif pour solution <tr><td></td> d’absorption <td>Sigma</td><td>S2378</td><td>Réactif pour solution d’absorption</td></tr><tr><td>chlorure de calcium (dihydraté)</td><td>Fisher</td><td>C79-500</td><td>Réactif pour</td></tr> solution <tr><td>d’absorption Solution d’absorption</td><td>faite maison</td><td>/</td><td>20 mM de succinate de sodium, 20 mM de chlorure de calcium, pH 5,0. Stériliser à l’autoclave avant utilisation.</td></tr><tr><td>chloramphénicol</td><td>Sigma</td><td>C0378</td><td>Préparer une solution mère à 10 mg/mL dans de l’éthanol à 70 %.</td></tr><tr><td>vermiculite</td><td>Fisher</td><td>NC0430369</td><td>Utilisé pour les plaques de vermiculite.</td></tr><tr><td>cercles en papier filtre (90 mm)</td><td>Whatman</td><td>1001 090</td><td>Utilisé pour la vermiculite et pour la préparation des grains avant le bombardement</td></tr><tr><td>Vermiculite Plaques</td><td>faites maison</td><td>/</td><td>Ajouter 50 mL de vermiculite dans une boîte de Pétri en verre. Placez un cercle de papier de 90 mm sur la vermiculite. Autoclave.</td></tr><tr><td>Pince (à pointe fine)</td><td>Fisher</td><td>13-812-42</td><td>Utilisée pour enlever le tégument des grains d’orge.</td></tr><tr><td>Pince (pointe ultra fine)</td><td>Fisher</td><td>12-000-122</td><td>Utilisée pour enlever le tégument des grains d’orge.</td></tr><tr><td>microporteurs d’or (1.6 &mu ; m)</td><td>BioRad</td><td>1652264</td><td></td></tr><tr><td>macrotransporteurs</td><td>BioRad</td><td>1652335</td> chlorure de <td></td></tr><tr><td>calcium (dihydraté)</td><td>Fisher</td><td>C79-500</td><td>Préparez une solution mère de 2,5 M et conservez 1 mL d’aliquotes à -20°C.</td></tr><tr><td>spermidine</td><td>Sigma</td><td>S0266 Préparer</td><td>une solution mère de 100 mM et stocker 500 &mu ; L aliquotes à -20&deg ; C (à utiliser dans les 2 mois).</td></tr><tr><td>disques de rupture (1550 psi)</td><td>Écrans</td><td>d’arrêt 1652331</td> BioRad 1652336 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> supports de macrotransporteurs BioRad 1652322 <td></td></tr><tr><td>Système de distribution de particules</td><td>BioRad</td><td>PDS-1000/He</td><td></td></tr> phosphate <tr><td>de sodium monobasique monohydraté</td><td>Sigma</td><td>S9638</td><td>Réactif pour phosphate de sodium 1M pH 7,2</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>phosphate <td>de sodium dibasique</td><td>Sigma</td><td>S9763</td><td>Réactif pour phosphate de sodium 1M pH 7,2</td></tr><tr><td>1M phosphate de sodium pH 7,2</td><td>fait maison</td><td>/</td><td>Combinez 6,9 g de phosphate de sodium monobasique monohydraté avec 7,1 g de phosphate de sodium dibasique. Ajouter de l’eau à 100 ml. Ajoutez du NaOH pour obtenir un pH de 7,2.</td></tr><tr><td>dithiothrietol (DTT)</td><td>Sigma</td><td>43819</td><td>Dissoudre dans l’eau jusqu’à 1 M. Conserver à -20&deg ; dans 1 mL d’aliquotes.</td></tr><tr><td>leupeptine</td><td>Sigma</td><td>L2884</td><td>Dissoudre dans l’eau à 10 mg/mL. Conserver à -20&deg ; </td></tr><tr><td>C.glycerol</td><td>Sigma</td><td>G5516</td><td>Préparez une solution à 50 % dans l’eau.</td></tr><tr><td>Tampon de broyage</td><td>fait maison</td><td>/</td><td>Combiner 10 mL de phosphate de sodium 1 M pH 7,2, 500 &mu ; L de 1 M DTT, 100 &mu ; L de 10 mg/mL de leupeptine et 40 mL de glycérol à 50 %. Ajouter de l’eau à 100 ml.</td></tr><tr><td>billes en acier inoxydable (5 mm)</td><td>Qiagen</td><td>69989</td><td></td></tr><tr><td>Tubes de 2,0 mL</td><td>Eppendorf</td><td>22363352</td><td>Ce modèle spécifique de tube est recommandé pour une utilisation avec l’homogénéisateur.</td></tr><tr><td>homogénéisateur de billes (TissueLyser)</td><td>Qiagen</td><td>85210</td><td></td></tr><tr><td>Tubes à essai en verre de 12 mm x 75 mm</td><td>Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>luciferin</td><td>Goldbio</td><td>LUCK-100</td><td>Préparez une solution mère de 25 mM et conservez 1 mL d’aliquotes à -20°C.</td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma</td><td>A7699</td><td>Préparez une solution mère de 100 mM et stockez-en 250 &mu ; L aliquotes à -20&deg ; &nbsp ;C.</td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Sigma</td><td>T1503</td><td>Réactif pour 1M Tris sulfate pH 7,7.</td></tr><tr>acide <td>sulfurique</td><td>Sigma</td><td>258105</td><td>réactif pour 1M Tris sulfate pH 7,7.</td></tr><tr><td>1M Tris sulfate pH 7,7</td><td>fait maison</td><td>/</td><td>Dissoudre 12,1 g de base Tris dans 100 mL d’eau. Ajustez le pH à 7,7 avec de l’acide sulfurique.</td></tr><tr><td>chlorure</td><td>de magnésium Sigma</td><td>M9397</td><td>Dissoudre dans l’eau à 2 M.</td></tr><tr><td>Tampon de dosage de luciférase (LAB)</td> <td>fait maison</td><td>/</td><td>Combiner 3 mL de 1 M de sulfate de Tris pH 7,7, 500 &mu ; L de chlorure de magnésium 2 M, 1 mL de DTT 1 M et 200 &mu ; L de 0,5 M EDTA. Ajouter de l’eau à 50&nbsp ; Ml.</td></tr><tr><td>Mélange de dosage de luciférase</td><td>fait maison</td><td>/</td><td>Combiner 15 mL de LAB, 800 &mu ; L de 25 mM de luciférine, 200 &mu ; L de 100 mM d’ATP et 4 mL d’eau. Cela fait suffisamment de mélange de dosage (20&nbsp ; mL) pour 100 dosages de luciférase.</td></tr><tr><td>luminomètre (Sirius)</td><td>Berthold</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>4-methylumbelliferyl-&beta ;-D-glucuronide (MUG)</td><td>Goldbio</td><td>MUG1</td><td>Dissoudre dans le DMSO à 100 mM.</td></tr><tr><td>azoture de sodium</td><td>Sigma</td><td>S8032</td><td>Préparez une solution mère à 2 % dans l’eau et conservez 1 mL d’aliquotes à -20°C.</td></tr><tr><td>Plaques de 96 puits (standard)</td><td>Tampon de dosage Fisher</td><td>12565501</td><td></td></tr><tr><td>GUS</td><td>fait maison</td><td>/</td><td>Combiner 2,5 mL de MUG, 5 mL de 1 M de phosphate de sodium pH 7,2, 400 &mu ; L de 0,5 M EDTA, 1 mL de 1 M DTT, 100 &mu ; L de 10 mg/ml de leupeptine, 20 mL de méthanol et 1 mL d’azoture de sodium à 2 %. Ajouter de l’eau à 100 ml.</td></tr><tr><td>Film d’étanchéité</td><td>TempPlate USA Scientific</td><td>2921-1000</td><td></td></tr><tr><td>96 plaques de puits (noir)</td><td>Costar</td><td>3916</td><td></td></tr><tr><td>carbonate</td><td>de sodium Sigma</td><td>S7795</td><td>Préparer une solution de 200 mM dans l’eau.</td></tr><tr><td>4-méthylumbellifère</td><td>Sigma</td><td>M1381</td><td>Préparez un 100 &mu ; M dans l’eau. Congeler 1 mL d’aliquotes à -20&deg ; &nbsp ;C.</td></tr><tr><td>lecteur de fluourescence de microplaques</td><td>Bio-Tek</td><td>FLX-800</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de l’expression des gènes dans les couches d’aleurone orge bombardé avec un débit plus élevé

Measuring Gene Expression in Bombarded Barley Aleurone Layers with Increased Throughput

La couche d’aleurone de grains d’orge est un important système modèle pour l’expression génique réglé par hormone chez les plantes. Dans les cellules d’aleurone, gènes requis pour la germination ou du développement de la plantule sont activés par la gibbérelline (GA), tandis que les gènes associés à des réactions de stress sont activés par l’acide abscissique (ABA). Les mécanismes de signalisation de GA et ABA peuvent être interrogés en introduisant des constructions de gène de journaliste dans les cellules d’aleurone par bombardement par des particules, avec l’expression transitoire résultante mesurée à l’aide d’essais enzymatiques. Un protocole amélioré est rapporté que partiellement automatise et simplifie l’étape d’homogénéisation de grain et les dosages enzymatiques, ce qui permet un débit nettement plus que les méthodes existantes. Homogénéisation des échantillons de grain se faite avec un homogénéisateur tissus automatisés, et GUS (β-glucuronidase) essais sont effectués à l’aide d’un système de plaque à 96 puits. Les résultats représentatifs en utilisant le protocole suggèrent que l’activité phospholipase D jouerait un rôle important dans l’activation de l’expression de gène HVA1 par l’ABA, par le facteur de transcription TaABF1.

La technique décrite ici peut servir à introduire toute construction de test génétique dans des cellules d’aleurone de grains d’orge. Le niveau d’expression du gène de l’essai peut alors être idéalement mesuré (Figure 2). Le protocole de débit supérieur décrit ici grandement augmente l’efficacité de la graine de meulage et les étapes de test enzyme. Cette méthode a été utilisée pour évaluer la capacité de la transcription factor TaABF15</sup...

Un protocole amélioré est présenté pour la mesure de l’expression transitoire de constructions de journaliste dans les cellules d’aleurone orge après le bombardement par des particules. La combinaison d’automatisé grain de meulage avec essais enzymatiques plaque 96 puits offre un débit élevé pour la procédure.

Mesure de l’Expression des gènes dans les couches d’Aleurone orge bombardé avec un débit plus élevé

The aleurone layer of barley grains is an important model system for hormone-regulated gene expression in plants. In aleurone cells, genes required for ...

L’objectif global de cette procédure est de mesurer l’expression génique à partir de constructions rapporteures après les avoir introduites dans des cellules d’aleurone d’orge par bombardement de particules. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur l’expression des gènes régulés par les hormones végétales, telles que la façon dont des molécules de signalisation spécifiques agissent pour réguler l’acide abscissique en gènes induits par l’orge. Le principal avantage de cette technique est qu’elle offre un débit plus élevé que les méthodes précédentes, ce qui permet de tester un grand nombre de constructions génétiques et de conditions d’incubation.La démonstration du protocole sera faite par Grace, une étudiante de mon laboratoire. Tout d’abord, placez quelques grains sans embryons dans le couvercle d’une boîte de Pétri en plastique de 90 millimètres contenant 20 millilitres de solution d’absorption et 20 microlitres de chloramphénicol. À l’aide d’une pince stérile, retirez délicatement le tégument transparent de chaque grain.L’épluchage des téguments du grain d’orge est une étape cruciale. Si les téguments ne sont pas complètement éliminés, les microporteurs d’or

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Génétique

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Obtenir des données transcriptome de haute qualité à partir de graines de céréales par une méthode modifiée pour le profilage de l’expression génique

Présenté ici est un protocole pour la microdésection laser-capture (LCM) des tissus végétaux. LCM est une technique microscopique pour isoler les zones de tissu d’une manière sans contamination. La procédure comprend la fixation des tissus, l’incorporation de paraffine, la sectionnement, l’extraction de LCM et d’ARN. L’ARN est utilisé dans l’analyse spécifique aux tissus en aval et résolue temporellement des transcriptomes.

Analyse de l’ARN de microdissection à capture laser pour analyse d’expression génique spécifique aux tissus spatiaux et temporels chez les plantes

Découvrez une méthode de bombardement de particules pour mesurer l'expression des gènes dans les cellules d'aleurone d'orge. Ce protocole à haut débit utilise des plaques 96 puits pour étudier la régulation hormonale des gènes.

Mesure de l’Expression des gènes dans les couches d’Aleurone orge bombardé avec un débit plus élevé

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