Name: Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Découvrez l'enregistrement de la pression intracaverneuse chez le rat pour évaluer la fonction érectile. Cette méthode par cathétérisme et stimulation nerveuse permet d'étudier les mécanismes de l'érection et de tester de nouvelles thérapies.

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Ce travail a été soutenu par le Fonds de recherche fondamentale pour les universités centrale (020814380018, 020814380077), The China Scholarship Council (CSC, no 201606195024), Fondation sciences naturelles de la Province du Jiangsu (BK20160138) et projet clés en soutenu par la Science and Technology Development Foundation, Université médicale de Nanjing (2014NJMUZD053).

Trois mois et 18 mois des rats Sprague-Dawley ont été utilisés dans la présente étude. Tous les animaux ont été traités conformément aux directives NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique et de locaux institutionnels animalier avec un effort pour minimiser les souffrances animales. Les protocoles ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à l’Université de technologie de Nanjing (Nankin, Chine).
Les rats ont été divisés en deux groupes selon leur âge et leur performance préliminaire dans le test de la fonction érectile induite par l’APO avant enregistrement ICP : les jeune normaux (groupe YN) et âgé de la dysfonction érectile group (groupe d’évacuation aéromédicale)10.
1. préparation avant la chirurgie
<ol><li>Manuellement, faire une paire d’électrodes bipolaires pour l’enregistrement de l’ICP (Figure 1). Légèrement plier les extrémités des électrodes et régler la distance entre deux électrodes sur 1-2 mm de large, comme le montre la Figure 1 a.</li>
	<li>Connecter les électrodes au stimulateur à l’aide de deux pinces crocodile (Figure 1 aB).</li>
	<li>
Assemblage du système de cathéter : Tout d’abord, connectez une aiguille hypodermique de 23G à un robinet à 3 voies avec tubulure, puis le robinet vers le transducteur de pression. Ensuite, fixez une seringue de 10 mL à la troisième fin de robinet pour fournir une solution saline de l’héparine.</li>
	<li>Vérifier soigneusement des fuites après avoir rempli l’ensemble du système avec une solution saline de l’héparine (200 U/mL). Tourner ensuite le robinet à 3 voies pour fermer le canal de la seringue ou le canal de transducteur de pression (Figure 1).</li>
	<li>Soulevez l’aiguille 20 cm au niveau de la garniture en bois. Ensuite de calibrer la pression enregistrement système à 20 cm H2O. Ensuite, déplacez la hauteur de l’aiguille pour vérifier l’exactitude de l’enregistrement de système. Répéter l’étalonnage jusqu'à ce que l’exactitude a été confirmée.</li>
	<li>Transférer les rats de l’animalerie à la salle de chirurgie et permettez-leur de s’habituer à la salle de chirurgie au moins 30 min.</li>
	<li>Les instruments stérilisés à l’autoclave sont pulvérisés avec de l’éthanol 70 % juste avant la chirurgie</li>
</ol>2. procédure de chirurgie
<ol><li>Anesthésier le rat avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital de sodium à une dose de 45 mg/kg de poids corporel et attendre 5-10 min. pincer les orteils pour confirmer une bonne anesthetization.</li>
	<li>Raser la fourrure de l’abdomen et le cou avec un rasoir électrique et placez le rat sur le dos sur un coussin chauffant.</li>
	<li>Essuyer la zone de chirurgie avec des boules de coton imbibée de solution 10 % povidone-iode suivies de boules de coton imbibée d’éthanol 70 %. Aussi, appliquer une pommade ophtalmique pour empêcher les yeux ne se dessèchent pas.</li>
	<li>Section de l’artère carotide gauche.<ol>
<li>Saisir la peau du cou avec une pince et faire une incision horizontale au milieu du cou. Inciser les muscles, soigneusement exposer l’artère carotide gauche et isoler une section de 5 mm du navire.</li>
		<li>Soigneusement séparer la carotide du nerf avec une pincette, dessiner une suture de soie sous la carotide et mettre une cravate lâche sur l’extrémité caudale du navire, puis faire un autre noeud serré sur l’extrémité crânienne du navire.</li>
		<li>Direction caudale serrez le navire avec un collier de bouledogue au-dessus de la suture pour arrêter l’écoulement de sang.</li>
		<li>Soigneusement faites une incision sur le navire avec des ciseaux de microchirurgie et insérer le cathéter artériel vers le cœur avec l’aide du micro-dissection crochet et pince.</li>
		<li>Serrer le garrot caudal lâche autour du cathéter pour le fixer. Enlever le collier de bulldog pour récupérer le flux sanguin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Isoler la CN et placer l’électrode
	<ol>
<li>Soulever la peau et des muscles de l’abdomen avec une paire de pinces. Avec les ciseaux de dissection, couper à travers le bas de l’abdomen vers le pénis pour faire une incision médiane.</li>
		<li>Poussez doucement l’intestin avec l’écouvillon dans la partie supérieure de la cavité abdominale.</li>
		<li>Saisir la vessie avec une paire de pinces et tirer sur la vessie de la cavité abdominale. Exposer le lobe ventral de la prostate, qui se trouve sur la partie ventrale de l’urètre.</li>
		<li>Retirer le lobe ventral de la prostate, vésicules séminales et canal déférent pour exposer le lobe dorsal de la prostate. Trouver le point de l’adhérence du canal déférent et de la prostate.</li>
		<li>Séparer l’espace entre la prostate et le canal déférent. Soigneusement exposer la capsule fibreuse, qui se trouve postérieur jusqu’au point de jonction de la prostate et le canal déférent. Ensuite, trouvez le ganglion pelvien important (Figure 2). Remarque : Le ganglion pelvienne majeure et les nerfs caverneux sont visibles à la surface de la prostate.</li>
		<li>Sécher soigneusement la zone NC avec un écouvillon stérile. Soigneusement isoler et accrochez le nerf caverneux droit avec les électrodes bipolaires.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Section les piliers gauche
	<ol>
<li>Couper une petite incision dans la peau du pénis avec des ciseaux de dissection et ensuite soigneusement DDE la peau de l’arbre du pénis.</li>
		<li>Disséquer la musculature striée du pénis. Trouver la branche supérieure de l’os du pubis.</li>
		<li>Exposer le muscle bulbospongieux, qui couvre le bulbe spongieux.</li>
		<li>Diviser le muscle bulbospongieux du muscle d’ischiocavernosus à l’aide de la pince courbée.</li>
		<li>Soigneusement isoler le muscle ischiocavernosus avec une pince courbée et couper le muscle ischiocavernosus pour exposer la blanc albuginée des corps caverneux crus.</li>
		<li>Suite à la direction anatomique du corps caverneux crus, soigneusement Insérez l’aiguille dans le corps caverneux de crus par le biais de l’albuginée blanc. NOTE : Ceci est une étape cruciale pour le succès cathétérisme. Une petite quantité de sérum physiologique hépariné peut être injectée, et une légère tumescence pénienne doit être observée, si l’aiguille est insérée correctement.</li>
		<li>Soigneusement libérer l’aiguille et d’éviter tout glissement de l’aiguille ou la perturbation de la tube de raccordement. Inspecter l’étanchéité.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. stimuler la CN
<ol><li>Ouvrez le logiciel pour l’enregistrement de signaux de pression et commence l’enregistrement de signaux de pression.</li>
	<li>Réglez les paramètres de la stimulation : 15 Hertz, largeur d’impulsion de 5 millisecondes, 5 volts et une durée de s 60. Stimuler la CN à une fréquence de 15 Hz, avec une largeur d’impulsion de 5 ms. Remarque : Vous pouvez observer une forte hausse de l’ICP en appliquant la stimulation électrique.</li>
	<li>Laissez un intervalle de 30 minutes de repos entre les stimulations. Le maximum de stimulation consécutive chez chaque animal est trois fois.</li>
</ol>4. mettre fin à la procédure
<ol><li>Après l’enregistrement, administrer l’euthanasie par injection d’une surdose de pentobarbital sodique à une dose de 150 mg/kg de poids corporel. Confirmer la mort des rats en vérifiant leur pression artérielle. Enlever les rats et nettoyer les outils de chirurgie.</li>
</ol>5. analyse
<ol><li>Enregistrer et exporter les données depuis le logiciel. La réponse est généralement exprimée en ratio du pic de la pression artérielle systémique moyenne (PAM). Le rapport du pic Pic/MAP a été calculé pour évaluer la fonction érectile.</li>
	<li>Regrouper les données des rats au moins cinq et d’analyser avec le logiciel statistique. Différences sont considérés comme statistiquement significatifs lorsque p < 0,05, en utilisant le test t de Student.</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Consensus+Conference.+Impotence.+NIH+Consensus+Development+Panel+on+Impotence%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence.</a> JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).</li>
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<li>Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Prot+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li>
<li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats%3A+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li>
<li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer

Comme une mesure directe de la fonction érectile, ICP est une méthode fiable de14. Il permet pour le plateau de l’acquisition de données sur basale pic, pic, pic, pic, temps en temps l’érection et la détumescence, durée d’intervention, etc.. Sans compter que ces directs des paramètres mesurés, il y a quelques autres paramètres d’index : « T80 » (1), le temps d’atteindre 80 % du pic Pic ; (2) « D20 », à la fois être ramené à 20 % du pic Pic ; (3) « ΔT80 », le taux d’augmentation de pressio...

ED est défini comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis et est devenue une commune des troubles sexuels masculins1. Les animaux de laboratoire sont utilisés et fournissent des modèles reproductibles afin d’étudier la fonction érectile2. Pendant une longue période, plusieurs grands modèles animaux ont été utilisés pour étudier la fonction érectile3,4,5. Bien que les rongeurs sont relativement faibles par rapport aux autres animaux, ils sont également utilisés pour l’étude de la dysfonction érectile en raison présentant plusieurs avantages6. Tout d’abord, les caractéristiques sexuelles morphologiques et fonctionnelles des humains sont récapitulées dans les rongeurs. Deuxièmement, par rapport aux plus grands animaux utilisés dans les études de ED, rongeurs sont plus économiques à acheter, maison et à entretenir. Les modèles de rongeurs Troisièmement, génétiquement modifiés fournissent des avantages dans les études comportementales ainsi que neurophysiologiques reproductibles et suivantes. Par conséquent, les rongeurs sont rapidement devenus les animaux primaires utilisées dans l’étude de la dysfonction érectile.
Bénéficiant d’un patrimoine génétique pur et les conditions de culture uniforme, les modèles de rongeurs ont fourni des données constamment reproductible5,6,7,8. Parmi les nombreuses études disponibles relies à plusieurs aspects des fonctions érectiles, l’apomorphine (APO)-la réponse érectile induite et le test de réponse ICP induites par la stimulation électrique sont les méthodes plus largement utilisés qui reflètent fidèlement érectile fonction9,10,11,12. Le critère de la fonction érectile induite par l’APO, développé par Heaton et al. 13, est un bio-essai qui utilise le phénomène qu’administration d’apomorphine chez le rat provoque des érections et bâillements. Comme un simple, non invasif et stable bio-test pour évaluer la fonction érectile, le test de la fonction érectile induite par l’APO est largement utilisé dans de nombreuses études. Toutefois, ce test ne reflète pas adéquatement la qualité des érections ou les changements dynamiques dans la circulation sanguine associée à une réponse érectile14. Mesures ICP ont été initialement développés par Quinlan et al. 15. dans cette méthode, un cathéter est placé dans l’artère carotide pour mesurer la pression artérielle systémique, et un autre cathéter est inséré dans le corps caverneux de crus pour enregistrer le Pack client international. Avant ou pendant le pic d’enregistrement, un agent vasoactif et/ou une stimulation électrique du ganglion pelvien majeur (mi/gal) ou CN ont été souvent donné à des rats14. Cet essai a été un outil fiable pour évaluer les traitements et médicaments pour ED et sera probablement utilisé comme une méthode d’évaluation vitale dans le futur6.
Par rapport au test effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention aux détails, pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Donc, ici, nous fournir une description détaillée de la façon d’effectuer l’enregistrement de l’ICP.

<table><tbody><tr><td>Animal</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Souche : Sprague-Dawley Âge : 2-3 mois</td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Souches : Sprague-Dawley Âge : 15-18 mois</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td><réactifs fort>s</forts></td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>salins</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>dissoudre 8,5 grammes de chlorure de sodium dans de l’eau distillée solution</td></tr><tr><td>sodique de pentobarbital</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>dissoudre 1 gramme dans 100 ml de solution saline</td></tr><tr><td>de povidone iodée</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10 % (V/V)</td></tr><tr><td>Éthanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70 % (V/V)</td></tr><tr><td>Héparine</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>dissoudre l’héparine 20000U dans 100 ml de solution saline</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</strong</td><td>>Comments</td></tr><tr><td>Materials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aiguille hypodermique</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp ;</td><td>Seringue 23G</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Robinet d’arrêt à trois voies</td><td>Chengdu Usine d’instruments</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Électrode</td><td>Chengdu Usine d’instruments</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Tube de cathéter</td><td>Chengdu Usine d’instruments</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de fonctionnement</td><td>Shanghai Équipement d’opération usine</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux opératoires ophtalmiques Shanghai</td><td>équipement d’opération usine</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>Pince ophtalmique</td><td>Shanghai équipement d’opération usine</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>MicroScissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>WAA260</td><td></td></tr><tr><td>suture en soie</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp ;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (modèle 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, impulsion de 5 ms, 5 V, durée de 60 s et intervalle de 5 minutes</td></tr><tr><td>Système de traitement de la collecte de signaux multicanaux</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (modèle 4C501H)</td><td></td><td>Modèle de pression artérielle</td></tr><tr><td>Transducteur de pression</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (modèle YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

La dysfonction érectile (de) est définie comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis, et cela est devenu un trouble sexuel masculin répandu. Les rongeurs sont employés par de nombreuses études à la recherche de la physiologie/pathologie de la fonction érectile. La fonction érectile chez les rongeurs peut être évaluée en mesurant la pression intracaverneuse (ICP). Dans la pratique, ICP peut être surveillé après stimulation électrique des nerfs caverneux (CNs). La pression artérielle de l’artère carotide (la pression artérielle moyenne) est utilisée comme référence pour pic. À l’aide d’ICP protocoles d’enregistrement, plusieurs paramètres clés de la fonction érectile peuvent être mesurées de la courbe de réponse du pic. La mesure des ICP fournit davantage d’informations que le test de l’apomorphine induites par l’érection du pénis et est moins cher que le suivi télémétrique du pénis corpus spongiosum, faire cette méthode la plus populaire pour évaluer la fonction érectile. Toutefois, par rapport à l’essai effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention au détail, la pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Dans cet ouvrage, une introduction à l’enregistrement de pic chez les rats est fournie pour compléter la procédure efficacement.

De nombreuses études ont montré que la dysfonction érectile en âge les hommes devient un problème courant. Cependant, un traitement médical est limité dans la gestion de liées au vieillissement ED16. Dans les modèles de rongeurs de la dysfonction érectile liées au vieillissement, beaucoup de thérapies est testés sur la fonction érectile des rats âgés. Comme nous l’avons présenté ci-dessus, le critère d’enregistrement ICP pourrait servir à distinguer les animaux ED ...

Enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) est une méthode importante pour évaluer la fonction érectile d’animaux de laboratoire. Ici, un protocole détaillé est démontré pour la procédure d’enregistrement du pic par catheterizing pénis crura et puis électrique stimule les nerfs caverneux chez les rats.

Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

L’objectif global de cette procédure est de tester la fonction érectile des rats en cathétérisant le corps caverneux et en enregistrant la pression intracaverneuse après stimulation des nerfs caverneux. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la dysfonction érectile masculine, telles que l’évaluation des thérapies et des médicaments pour la dysfonction érectile. L’un des avantages de cette technique est qu’elle fournit une évaluation plus précise de la fonction d’érection et des réflexes, le changement dynamique du flux sanguin associé à la réponse érectile.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car le cathétérisme est difficile à apprendre car la petite surface de la tunique albuginée blanche des crus corps caverneux rend difficile l’insertion de l’aiguille dans le pénis crura. Pour vous préparer à l’opération, fabriquez une paire d’électrodes bipolaires pour l’enregistrement de la pression intracaverneuse. Pliez légèrement les extrémités des électrodes et ajustez la distance entre elles à un à deux millimètres.Connectez ensuite les électrodes au stimulateur à l’aide de deux pinces crocodiles. Ensuite, assemblez le système de

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Le CODA 8-canaux à haut débit système non invasif de pression artérielle mesure la pression sanguine dans jusqu'à 8 simultanément souris ou les rats. Ce système utilise la queue-coiffe enregistrement de la pression du volume (VPR) pour mesurer la pression artérielle en déterminant le volume de sang de la queue.

Mesurer la pression sanguine chez des souris en utilisant enregistrement de la pression du volume, une méthode Queue-coiffe

Une nouvelle technique pour enregistrer les pressions à l'intérieur du crâne est décrite. Procédé minimalement invasive utilise un système de pression à fibre optique de détection pour mesurer la pression intracrânienne (PIC) chez le rat anesthésié sans provoquer un traumatisme cérébral significative. La technique peut être utilisée dans un large éventail de modèles expérimentaux.

Péridurale Mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique

Cette vidéo présente une technique d’étude de l’activité des nerfs sympathiques rénaux (RSN) en réponse aux changements de pression artérielle chez le rat. Lors de la fixation d’un cathéter sensible à la pression à l’artère fémorale, les nerfs sympathiques rénaux sont exposés. Les nerfs sont ensuite soulevés sur une électrode d’enregistrement, et leur activité électrique est enregistrée. Ensuite, un médicament vasoconstricteur est injecté pour élever la pression artérielle, et les changements...

Enregistrement des changements dans l’activité du nerf sympathique rénal en réponse à la pression artérielle chez le rat

Cette vidéo montre l’isolement et la stimulation du nerf caverneux chez un rat anesthésié pour étudier les changements de pression artérielle dans le corps caverneux.

Réalisation d’une stimulation nerveuse caverneuse chez le rat pour mesurer la pression intracaverneuse

Ce manuscrit fournit un protocole pour l’implantation de télémètres dans la souris dans le but de mesurer les pressions intra-utérines pendant la grossesse.

Télémétrie intra-utérine mesurer souris contractile pression<em&gt; In Vivo</em

Anesthésiés souris présentent artérielle systémique non physiologiques, qui s’oppose à une évaluation pertinente de tonus autonome étant donné la relation intime entre la pression artérielle et le système nerveux autonome. Ainsi, une nouvelle méthode pour l’activité nerveuse sympathique rénale en même temps record et la pression artérielle avec une perfusion intraveineuse chez des souris conscientes est exposée.

Nouvelle approche pour l’enregistrement simultané de l’activité nerveuse sympathique rénale et de la pression artérielle avec une perfusion intraveineuse, conscients, souris sans retenue.

Ce protocole décrit d’abord l’intervention chirurgicale de l’implantation permanente d’un cathéter de vessie combinée avec électrodes du sphincter urétral externe et, deuxièmement, la mesure de la fonction de la vessie et l’urètre externe sphincter chez des animaux éveillés implantés.

Mesures de Sphincter urétral cystométriques et externe chez le rat éveillé avec cathéter implanté et électrodes permettant des mesures répétées

Cette étude décrit une procédure chirurgicale simplifiée et la technique permettant d’effectuer la stimulation du nerf caverneux avec l’isolement de l’électrode nerveuses complexes à l’aide de colle silicone et mesure de la pression intracaverneuse.

Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat

Nous décrivons ici une configuration pour l’enregistrement simultané de l’électrocardiographie et intra-artérielle pression artérielle (PA) chez les rats expérimentaux, qui peuvent être faits avec un équipement standard dans les animaleries et peuvent être appliquées à physiologique ou pharmacologique études pour étudier les mécanismes pathogènes ou thérapeutiques en médecine cardiovasculaire.

Enregistrement simultané de l’électrocardiographie et envahissantes sang pression mesure chez les Rats

Ce protocole décrit la procédure de mesure des concentrations d’ATP dans la lumière de la vessie chez un rongeur anesthésié.

In vivo Mesure luminale de la libération d’ATP urothéliale évoquée par distension chez les rongeurs

Découvrez l'enregistrement de la pression intracaverneuse chez le rat pour évaluer la fonction érectile. Cette méthode par cathétérisme et stimulation nerveuse permet d'étudier les mécanismes de l'érection et de tester de nouvelles thérapies.

Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

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