Application d’une Stimulation chronique pour étudier les Rat d’induite par l’activité Contractile du Muscle squelettique phénotypique Adaptations

Le modèle d’activité contractile chronique de l’exercice est utile pour étudier les adaptations des muscles squelettiques aux stimuli d’entraînement à l’exercice in vivo. En particulier, ce modèle suscite les adaptations phénotypiques d’un protocole d’entraînement de six semaines en sept jours. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la physiologie musculaire comme la biogenèse mitochondriale, l’autophagie et de nombreuses autres adaptations cellulaires associées à l’exercice.

Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet d’observer des adaptations musculaires spécifiques sur une courte période de sept jours par rapport à d’autres protocoles d’entraînement physique qui nécessitent plusieurs mois. Les implications de cette technique s’étendent au traitement de l’atrophie musculaire, car il a été démontré que la stimulation musculaire chronique a un effet sur l’amélioration de la faiblesse musculaire liée au vieillissement. Généralement, les personnes novices dans cette méthode auront du mal en raison de la difficulté à marquer le nerf péronier commun et à fixer des bobines électriques à chaque extrémité, car cela nécessite de la pratique et de la précision.

Commencez par anesthésier le rat sous une inhalation d’isoflurane à 3 % avec de l’oxygène et confirmez la sédation complète en vérifiant la réponse à un pincement de l’orteil des membres postérieurs et en observant la profondeur et la fréquence respiratoires. Appliquez un lubrifiant oculaire sur les yeux pour éviter la sécheresse et placez le rat sur un coussin chauffant à un réglage faible à moyen. Rasez doucement le membre postérieur gauche ainsi qu’une bande autour du torse à partir de l’arrière du cou, derrière les membres antérieurs et à travers le thorax antérieur.

Essuyez délicatement les zones rasées avec de l’iode et de l’alcool éthylique pour désinfecter. Avec l’animal allongé sur le ventre, utilisez un scalpel stérile avec une lame numéro 10 pour faire une petite incision d’environ 0,5 centimètre à l’arrière du cou au centre de la région rasée. Ensuite, roulez l’animal sur son côté droit et faites une incision de deux à trois centimètres dans la peau du membre postérieur gauche entre la fossette de l’articulation du genou et près de l’origine de la queue.

À l’aide de ciseaux chirurgicaux incurvés à pointe émoussée, disséquez la zone sous-cutanée à environ 3,5 à 4 centimètres, séparant la peau du muscle sous-jacent pour créer une poche entre la peau ouverte et le muscle sous-jacent. Ensuite, utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une petite incision de moins de 0,5 centimètre sur le muscle biceps fémoral en veillant à ce que les pointes des ciseaux coupent directement à travers le muscle. Ouvrez ensuite doucement la zone coupée jusqu’à ce que les groupes musculaires internes et le nerf péronier commun soient visibles.

Soyez extrêmement prudent pour éviter de couper ou d’endommager le nerf. Ensuite, préparez 50 à 60 centimètres de fil d’acier inoxydable fin recouvert de PTFE et pliez-le en deux. Accrochez la partie pliée du fil dans la fente d’une tige en acier inoxydable de 30 centimètres.

Utilisez la tige pour passer le fil à travers la poche ouverte du membre postérieur le long de la jambe et le long du centre du dos en forme de L pour atteindre la petite zone d’incision à l’arrière du cou. Fixez la fenêtre en l’ouvrant à l’aide d’écarteurs métalliques jusqu’à ce que la taille de la fenêtre soit d’environ 1,5 centimètre carré avec le nerf péronier situé au centre de la fenêtre. À l’aide d’un scalpel, dénudez soigneusement les extrémités du fil de 1,5 centimètre.

Enroulez cinq fois les extrémités du fil dénudé autour d’une aiguille de calibre 21 émoussée pour former une bobine. Une fois que les bobines sont correctement fabriquées, libérez-en l’aiguille. Faites un nœud à l’extrémité de la bobine et suturez-la sur le côté gauche du nerf en vous assurant que la bobine est à 1,5 à 2,5 millimètres du nerf.

Pour fixer le stérilet, appliquez deux ou trois sutures supplémentaires le long du stérilet. Cette étape nécessite beaucoup de pratique et de patience afin d’éviter d’endommager le nerf et le muscle sous-jacent et d’obtenir toutes les conditions de stimulation cohérentes chez tous les animaux. Il est préférable d’avoir un chercheur qualifié pour effectuer toutes les procédures chirurgicales au cours d’une étude.

Appliquez deux ou trois gouttes de solution antibiotique, puis suturez soigneusement la fenêtre à l’aide de soie de taille 5-0. Enroulez sans serrer le mou restant du fil et enfoncez-le dans la poche sous-cutanée au-dessus de l’incision suturée du muscle biceps fémoral au-dessus de la hanche. Appliquez deux à trois gouttes de solution antibiotique et fermez la peau ouverte en l’agrafant.

Ensuite, déplacez l’animal en position sternale et coupez la boucle de fil sortant de l’incision en haut du cou pour créer deux extrémités de fil. À l’aide d’un scalpel, dénudez les extrémités des fils de 0,5 centimètre. Coupez tous les fils effilochés.

Poussez lentement les parties dénudées des fils dans le trou des douilles à broches et, à l’aide d’un fer à souder, soudez les fils sur les prises à broches. Passez les extrémités du fil connecté à la goupille dans un tampon de gaze stérile de 4,4 centimètres. Passez ensuite les fils à travers le trou situé à la base du boîtier du stimulateur.

Insérez les broches dans les prises de connexion de l’unité CCA. Insérez délicatement l’unité CCA dans la chambre à l’aide d’une punaise collante pour fixer l’unité CCA au fond de la chambre. Utilisez du ruban athlétique ou du ruban chirurgical poreux pour fixer la chambre autour du torse rasé.

Fermez le haut de la chambre avec trois couches de ruban adhésif. Et terminez en enroulant du ruban adhésif sur les côtés du boîtier du stimulateur pour fixer le boîtier. Vérifiez si le CCA fonctionne en exposant l’appareil à une seule impulsion de lumière infrarouge émise par une lumière stroboscopique infrarouge portable.

Si le CCA fonctionne correctement, les muscles des membres postérieurs se contractent en réponse à la lumière infrarouge. Peser les animaux peu de temps avant de commencer la procédure d’ACC afin d’enregistrer une mesure de référence pour aider à identifier tout stress grave ou effet indésirable dû à un changement de poids corporel après la procédure d’ACC. Le jour de la stimulation CCA, allumez le CCA en exposant l’unité de stimulation à une seule impulsion de lumière infrarouge par une lumière stroboscopique infrarouge portable et appliquez trois ou six heures de stimulation CCA de 10 hertz.

Vérifiez la stimulation et l’animal toutes les 30 à 60 minutes. Après la période CCA souhaitée, éteignez l’unité CCA par exposition à la lumière infrarouge. Les rats soumis à sept jours d’ACC pendant six heures par jour présentent une biogenèse mitochondriale accrue dans le muscle stimulé par rapport au membre postérieur controlatéral non stimulé.

Cette augmentation de la biogenèse mitochondriale est indiquée par une augmentation de l’expression protéique de PGC-1 alpha. L’examen des fibres musculaires perméabilisées pour mesurer la capacité respiratoire mitochondriale révèle que l’ACC a entraîné une augmentation de la capacité respiratoire maximale du muscle par rapport au muscle témoin. Les populations mitochondriales sous-sarcolemmales et intermyofibrillaires ont augmenté après sept jours d’ACC par rapport au muscle témoin non stimulé.

Des adaptations aux systèmes autophagie et lysosomal peuvent également être provoquées par l’ACC. Une augmentation de l’abondance protéique du facteur de transcription EB, le principal régulateur de la biogenèse lysosomale, est observée après l’ACC à tous les points temporels. Suite à cette procédure, d’autres méthodes telles que des injections générales, sous-cutanées ou intrapéritonéales peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que l’estimation du flux d’autophagie avec un traitement à la colchicine.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’appliquer le modèle actuel d’activité contractile chronique afin d’examiner les changements phénotypiques musculaires après un entraînement d’endurance.