Name: Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: Découvrez une méthode standardisée d'échantillonnage sanguin et de détermination de la taille de l'infarctus dans un modèle porcin d'infarctus du myocarde à thorax fermé. Cette technique améliore la reproductibilité des études sur les lésions d'ischémie-reperfusion myocardique.

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Les auteurs tiennent à remercier le professeur Christian Heinis qui fournissant l’inhibiteur de la FXIIa et le contrôle respectif. Nous remercions également Olgica Beslac, Dr. Daniel Mettler et Kay Nettelbeck de l’unité de chirurgie expérimentale, département de la recherche biomédicale, Université de Berne pour le support technique. Celine Guillod et Matthias Rausch du Département pour l’interventionnel, de Diagnostic et de radiologie pédiatrique, hôpital universitaire de Berne, Inselspital apporté un soutien avec des appareils à rayons x et des techniques. Ce projet a été financé par la Swiss National Science Foundation, projet n° 320030_156193. Nous tenons également à remercier M. Reto Haenni, de communication et marketing, hôpital universitaire de Berne, Inselspital pour l’enregistrement de notre expérience de la vidéo.

1. les animaux :
Tous les animaux ont été traités conformément aux directives de la législation nationale suisse. L’étude a été approuvée par le Comité local de l’expérimentation animale du Canton de Berne (autorisation aucun. ÊTRE 25/16).
Utiliser de gros porcs blancs des deux sexes (~ 30 ± 5 kg). Diviser les animaux aveuglément en deux groupes, un groupe recevant un bicycliques (80 kDa) inhibiteur de FXIIa ou le traitement de choix et l’autre un contrôle inactif.
2. opération chirurgicale (Figure 1)
<ol><li>Anesthésie et préparation de l’animal :
	<ol>
<li>Rapidement les animaux pendant 12 h avant de commencer l’expérience.</li>
		<li>Avant de soigner l’animal avec 20 mg/kg la kétamine et 2 mg/kg de Xylazine via une injection intramusculaire dans le cou, à l’aide d’une seringue de 10 mL. Enregistrer le poids de l’animal et le sexe.</li>
		<li>Induire l’anesthésie par l’injection de 0,5 mg/kg de Midazolam et 0,05 mg/kg Atropin dans la veine auriculaire. Intuber l’animal avec une sonde endotrachéale.</li>
		<li>Maintenir l’anesthésie par ventilation mécanique à l’aide d’un respirateur (O2/air 1:3, Sevorane 1,5 %), un tube de voies aériennes de 7-8 mm et un filtre. Ajuster la fraction d’oxygène inspiré (FiO2) à 35 % et le volume de marée de 6 à 10 mL/kg.</li>
		<li>Profondeur de l’anesthésie est évaluée comme adéquate en absence de réponses ni moteurs ni autonomes à vous pincer le nez. Réflexes palpébrales et le ton de la mâchoire ont été surveillés en permanence aussi bien cibler ton mâchoire détendue et absence de réflexes palpébrales. Température à cœur a été surveillée de façon continue et le maintien de la normothermie (38 à 38,5 ° C) a été assurée avec réchauffement passif (isoler les couvertures et bouteilles chaudes).</li>
		<li>Disséquer gratuit, comme précédemment décrits par Koudstaal et ses pas de collègues 3-1 à 3-318, les artères carotides des deux côtés et canule dans eux avec une gaine 7F. Cathétériser la veine jugulaire gauche avec une gaine 7F pour prélèvement de sang veineux.</li>
		<li>Administrer une dose de bolus de 250 µg analgésique de Fentanyl à travers la voie veineuse centrale suivie par 250 µg/h par perfusion intraveineuse continue à l’aide d’une pompe à perfusion. Surveiller la température corporelle, rythme cardiaque et le rythme avec une avance de 3 électrocardiogramme (ECG), la pression veineuse artérielle et centrale pendant l’expérience entière.</li>
		<li>À l’aide de tubes de prélèvement sanguin standard, retirer les échantillons sanguins de départ à l’adresse suivante de la ligne veineuse : 5 mL de plasma citraté et plasma EDTA 2,9 mL dans les tubes respectifs. Centrifuger immédiatement à 2 000 x g pendant 15 min à 4 ° C. Prendre 2,9 mL de sang dans un tube de sérum et laisser pour coaguler pendant 30 min à température ambiante avant la centrifugation comme décrit ci-dessus.</li>
		<li>Aliquote 200 µL de plasma ou de sérum dans 500 µL tubes et garder tous les échantillons à-80 ° C pour une analyse plus approfondie.</li>
		<li>Retirer 0,5 mL de sang de la ligne artérielle à l’aide de que l’analyse des gaz sanguins spéciaux (BGA) seringues pour mesurer BGA à l’aide de la machine BGA selon les instructions du fabricant.</li>
		<li>Retirer la ligne veineuse à l’aide d’une seringue standard de 2 mL de 0,5 mL de sang et transférer immédiatement dans la cartouche de la loi à l’aide d’une aiguille de 30 G. Insérez la cartouche remplie dans la machine ACT pour mesurer les temps de coagulation selon les instructions du fabricant. Voir la Figure 2 pour les points dans le temps.</li>
		<li>Administrer les 5000 IU fractionnée héparine dans la ligne veineuse à l’aide d’une seringue de 2 mL et laisser l’animal se stabiliser pendant 20 min avant de commencer l’expérience MI.</li>
		<li>Moniteur agissent toutes les 30-45 min comme indiqué au 2.1.11. Injecter par voie intraveineuse 2500 IU fractionnée héparine si l’acte est < 180 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Expérience de l’infarctus du myocarde
	<ol>
<li>Utiliser un équipement standard de la fluoroscopie sur les bras de C (programme de coronarographie, angle 0°, 12 images par seconde, ~ 70 kV) - ou alternativement un système dédié angiographie - pour effectuer l’intervention coronaire.</li>
		<li>Utilisez radioscopique à insérer un cathéter de pression (5F, 120 cm) par l’intermédiaire de la gaine précédemment placée dans l’artère carotide gauche. Il avance dans le ventricule gauche. Connecter la sonde de pression d’un système d’acquisition pour enregistrer la pression ventriculaire gauche. Le système d’acquisition doit constamment calculer et enregistrer la fréquence cardiaque, mis au point de pression, dP/dt maximal (contractilité du ventricule gauche) et dP/dt minimum (relaxation du ventricule gauche) pendant l’expérience entière. Enregistrer les valeurs de base pendant 10 min.</li>
		<li>Insérer un 6F (100 cm, EB3.75) cathéter guide par la gaine précédemment placée dans l’artère carotide droite. Il avance à l’artère coronaire gauche pour atteindre l’artère descendante antérieure gauche coronaire (LAD) présidaient aux rayons x. Injecter le contraste à l’aide d’une seringue de 20 mL via le cathéter guide pour effectuer une coronarographie de base. Remarque : L’Injection de produit de contraste se faisait par pression manuelle, mais un système d’injecteur de puissance dédié peut aussi être utilisé.</li>
		<li>Évaluer la taille du garçon sur le moniteur de rayons x pour choisir la taille appropriée du cathéter intervention coronarienne percutanée (ICP). Utilisez les ballons PCI avec une longueur de 15 à 25 mm et des diamètres compris entre 2 et 3,5 mm selon la taille LAD. Assembler le cathéter PCI et guide coronaire (F 014/J, 175 cm). Raccorder le cathéter PCI avec le dispositif de gonflage pré-remplie avec contraste. NOTE : Le diamètre LAD peut être mesuré directement sur un moniteur calibré à l’aide d’une règle et la taille du ballon PCI est alors sélectionnée en conséquence.</li>
		<li>Insérer le système assemblé de 2.2.4 dans la lumière du cathéter-guide. Avancer le fil-guide dans le jeune garçon jusqu'à ce qu’elle va au-delà de la deuxième branche diagonale du garçon.</li>
		<li>Radioscopique permet de faire progresser le cathéter PCI jusqu'à ce qu’il atteigne vers le milieu du garçon. Choisissez le site blocage LAD selon l’anatomie de l’infarctus, habituellement après la seconde, parfois après le premier volet de diagonale (Figure 3) afin d’avoir des pourcentages semblables de l’AAR du ventricule gauche (VG). Remarque : Le choix du site blocage dépend de la longueur des branches diagonales et donc la zone du tissu qui est fournie par le sang via la branche respective. Dans le cas d’une longue et bifurquée première diagonale direction le site blocage sera juste après cela. Dans le cas d’une première branche diagonale plus courte, le blocage se fait après la deuxième diagonale.</li>
		<li>Retirer le guide et ensuite augmenter la pression dans le dispositif de gonflage à 7-10 bar pour gonfler le ballonnet de la sonde PCI et induire une ischémie du myocarde, pour 1 h. Augmentez graduellement la FiO2 à 50-60 % entre 15 et 40 min d’ischémie. Garder le volume de marée à 6-10 mL/kg. Remarque : Cette procédure va réduire l’incidence des extrasystoles et diminuer la fréquence de Kammerflimmern.</li>
		<li>Enregistrer une séquence vidéo de 5 à 10 s tandis que l’injection de contraste à travers le cathéter guide d’avoir une angiographie du ballonnet de la sonde PCI en place juste après le début de l’ischémie ; Répéter après 10 min d’ischémie pour vérifier l’occlusion complète du garçon distale du ballonnet de la sonde PCI.</li>
		<li>Surveiller l’animal près afin de détecter et de traiter (2.2.10) immédiatement des arythmies cardiaques. Extrasystoles habituellement se produisent et augmentation de la fréquence (> 3 / min) entre 20 et 40 min après l’induction de l’ischémie myocardique. Si cela se produit, masser le cou des deux côtés juste en dessous de la joue. Dans la plupart des cas, ce sera suffisant pour rétablir un rythme cardiaque régulier, probablement par la stimulation des barorécepteurs nerf vagal situé sur l’artère carotide commune.</li>
		<li>Si le progrès en fibrillation ventriculaire, arythmies cardiaques utiliser un défibrillateur biphasique externe, pour rétablir un rythme sinusal. Appliquer les compressions thoraciques de 5 à 10 en utilisant les touches de défibrillateur immédiatement avant d’appliquer le choc afin de combler les résultats avec le sang oxygéné et puis choc avec 150 J (pour les animaux de 30 kg).</li>
		<li>Réitérez l’opération si nécessaire et augmentation de l’énergie à 175 J après le choc de la 3rd . Utilisez des paramètres plus élevés de l’énergie pour les animaux plus lourds.</li>
		<li>Cinq minutes avant la fin de la durée d’ischémie répéter les prélèvements sanguins mentionnés dans 2.1.8-2.1.13. Injecter la substance d’essai (soit l’inhibiteur FXIIa bicyclique ou contrôler 4 mg/kg, cela cela aveuglément) par voie intraveineuse par l’intermédiaire de la voie veineuse centrale et rincer la ligne avec 20 mL de solution saline.</li>
		<li>Retirer un échantillon de citrate de plasma (comme mentionné dans 2.1.8 et 2.1.9) 4 min après l’injection de la substance à 2.2.12.</li>
		<li>Effectuer une coronarographie (2.2.3) pour confirmer l’occlusion de la DAG, puis dégonfler le ballonnet de la sonde PCI et retirer le cathéter guide de ce cathéter. Confirmer la perfusion du garçon distale sur le site de l’occlusion par angiographie immédiatement après le retrait du ballonnet de la sonde PCI, 10 min après et la déflation lorsque les signes d’ischémie myocardique étaient visibles par ECG pendant plus de 5 min et juste avant re-occlusion du garçon.</li>
		<li>Permettent de ré-perfusion du myocarde ischémique pendant 2 h. Prélever des échantillons de sérum et le plasma à 10, 30, 60 et 115 min de reperfusion (2.1.8 et 2.1.9). Moniteur BGA à 60 et 115 min (2.1.10).</li>
		<li>Réinsérez le cathéter PCI ainsi que le guide à exactement la même position que celle utilisée pour l’ischémie. Gonfler le ballonnet de la sonde PCI comme avant et confirmer l’occlusion de la DAG par angiographie (2.2.3). Retirer le cathéter de pression du ventricule gauche et arrêter l’enregistrement.</li>
		<li>Injecter 100 mL 2 % bleu Evans en phosphate buffered salin (PBS, pH 7,4) dans le cathéter veineux central. Environ 30 s plus tard, lorsque l’animal entier devient bleue, injecter 40 mL 20 % KCl pour euthanasier l’animal. La mort a été confirmée par l’absence des signaux ECG et des vagues d’impulsion.</li>
	</ol></li>
</ol>3. techniques d’échantillonnage
<ol><li>
Extraction, dissection et échantillonnage du cœur (figure 4)
	<ol>
<li>Effectuer une sternotomie pour exposer le cœur. Suivre le protocole décrit précédemment par Koudstaal et collègues, étapes 8-2 et 8-318. Fend le péricarde lors de l’inspection des anomalies, qui pourraient découlent de péricardite antérieure et exclure une évaluation plus approfondie de l’animal.</li>
		<li>Dégonfler et retirer le PCI ainsi que le cathéter guide. Le cœur pour une analyse ultérieure de l’accise. Couper la veine cave et enlever le sang à l’aide d’une pompe aspirante, puis coupez tous les grands navires reliant le cœur avec le corps.</li>
		<li>Rincez le cœur à l’intérieur et l’extérieur avec du sérum physiologique de la température ambiante. Peser le coeur entier.</li>
		<li>Dans 30-40 min, coupez le cœur en tranches d’environ 3-5 mm de l’apex de la tendinae de Chordae de la valve mitrale, perpendiculaire à l’axe longitudinal à l’aide d’un couteau bien aiguisé.</li>
		<li>Veillez à toujours placer le coeur dans le même sens avec la face ventrale vers le haut afin de maintenir l’orientation des échantillons coupés (Figure 5).</li>
		<li>Photographier les tranches du cœur à l’aide d’un numérique appareil photo reflex.</li>
		<li>Découper le ventricule droit (jeter pas suff). Photographier les tranches du ventricule gauche et peser toutes les tranches pour le poids total du ventricule gauche.</li>
		<li>La différence entre le bleu Evans positive et Evans Blue tissu négatif dans toutes les sections. Disséquer les tranches pour séparer l’ischémique (Evans Blue négatif) des tissus non ischémique (positif bleu Evans) à l’aide d’un scalpel.</li>
		<li>Tout d’abord analyser les sections négatives bleu Evans (la zone ischémique en péril, AAR). Pesez-les tous et mettez-les dans un récipient en plastique.</li>
		<li>Couvrir les tranches entièrement avec la solution de chlorure de 100-150 mL (selon la taille du coeur) triphényl tétrazolium (2Go ECC, 16 g Dextran, poids moléculaire 48000-90000, dans 200 mL de PBS, fraîchement préparé) afin que les morceaux de cœur peuvent circuler librement à l’intérieur de la solution. Couvrir le récipient et laisser incuber 20 min à 37 ° C tout en secouant doucement.</li>
		<li>Lors de cette pesée de temps d’incubation 20 min le bleu Evans pièces positives (zone non en péril, ANR), prélever des échantillons pour l’incorporation de tissu-Tek (choisir la partie plus distale de la lésion) et stocker à-80 ° C pour une analyse ultérieure. Transférer le reste en solution à 4 % formaldéhyde et conserver à température ambiante pour les sections de l’histologie.</li>
		<li>Retirer les morceaux de l’AAR de la solution TTC. Le tissu teinté rouge tissu ischémique viable (VIT) et les tissus non teinté sont nécrotique tissu ischémique (NIT). Couper 2 petits morceaux (blocs de 2-3 mm) de fois la NIT et le VIT, les intégrer dans le tissu - Tek et stocker à-80 ° C pour une analyse ultérieure. Ces échantillons devraient avoir le même poids.</li>
		<li>Corriger le reste des morceaux (tranches tous les dérivés de l’AAR) en les épinglant vers le bas dans un récipient de styromousse et recouvrant entièrement avec une solution de formaldéhyde de 4 % pendant 24 h à température ambiante sous une hotte. Les morceaux doivent rester à plat pour la documentation photographique à l’étape suivante.</li>
		<li>Le lendemain photographier les deux côtés des pièces avec une caméra haute résolution avec la même valeur de zoom et de la distance du tissu (même grossissement). Ajouter des barres d’échelle automatique à toutes les images. Toutes les barres de besoin d’avoir la même longueur. Remarque : La caméra haute résolution doit être connectée à un logiciel qui ajoute automatiquement la barre d’échelle à chaque photo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Calcul de l’AAR et la taille de l’infarctus
	<ol>
<li>% AAR du ventricule gauche = (poids de l’AAR en g / poids du ventricule gauche dans g) * 100.</li>
		<li>ImageJ logiciel permet de calculer la surface totale de l’AAR et NIT (les deux côtés de chaque pièce) basée sur les photographies.</li>
		<li>Régler la barre d’échelle en choisissant le diapason de bar à l’aide de la ligne droite de l’outil angle. Choisissez dans le menu analyser > échelle définie et insérez l’unité de la barre d’échelle et une distance connue. Choisissez « global » pour la même ampleur s’appliqueront à toutes les images.</li>
		<li>Délimiter la zone toute la surface du tissu à l’aide de l’outil de sélection de main libre pour calculer l’AAR. Veillez à ne pas inclure le côté (hauteur) de tissu et/ou le tissu adipeux (figure 6-C).</li>
		<li>La mesure de la valeur en choisissant « espace » et « afficher l’étiquette » d’analyser > menu définir des mesures. Mesurer la superficie d’Analyze > mesure.</li>
		<li>Répétez l’étape 3.2.5 à mesure NIT (marque seulement le tissu non teinté). Remarque : N’incluez pas les tissus adipeux (figure 6-D) dans le calcul de NIT. Répétez l’étape de l’autre côté du tissu.</li>
		<li>Calculer la moyenne AAR et NIT pour chaque morceau de tissu.</li>
		<li>Les valeurs obtenues de 3.2.7 permet de calculer la NIT en pourcentage de la NIT AAR:% of AAR = (Σ superficie moyenne des NIT cm2/ Σ moyenne surface de AAR au cm2) * 100.</li>
		<li>Deux différents enquêteurs devraient répéter la méthode ci-dessus. La marge acceptable de différence est < 10 %.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Marqueurs de l’ischémie
	<ol>
<li>Utiliser les échantillons de plasma EDTA, qui ont été précédemment stockées à-80 ° C (2.1.9) pour mesurer le niveau de troponine-I en utilisant un dosage de type Luminex de single-plex comme précédemment décrit 19.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Carden, D. L., Granger, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+of+ischaemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology of ischaemia-reperfusion injury.</a> J Pathol. 190, 255-266 (2000).</li>
<li>Pérez de Prado, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-chest+experimental+porcine+model+of+acute+myocardial+infarction-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Closed-chest experimental porcine model of acute myocardial infarction-reperfusion.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 301-306 (2009).</li>
<li>Lown, B., Levine, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+carotid+sinus.+Clinical+value+of+its+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">The carotid sinus. Clinical value of its stimulation.</a> Circulation. 23, 766-789 (1961).</li>
<li>Regueiro-Purriños, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+Arrhythmias+and+Mortality+Associated+with+Isoflurane+and+Sevoflurane+in+a+Porcine+Model+of+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Ventricular Arrhythmias and Mortality Associated with Isoflurane and Sevoflurane in a Porcine Model of Myocardial Infarction.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. , (2011).</li>
<li>Roberts, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evans+blue+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Can+Med+Assoc+J%22%5BJournal%5D)">Evans blue toxicity.</a> Can Med Assoc J. 71, 489-491 (1954).</li>
<li>Ellenbroek, G. H. J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+Outcome+Assessment+in+a+Pig+Model+of+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. , e54021(2016).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Myocardique je / blessure R a un effet significatif sur la taille de l’infarctus final qui se traduit directement dans le pronostic du patient après infarctus du myocarde aigu3. Comprendre la physiopathologie du myocarde j’ai / R blessure est la première étape pour réduire ou empêcher. Myocardique je / R blessure est une affection aiguë qui se produit directement après la reperfusion des vaisseaux obstrués. J’ai / blessure R conduit à l’activation de la réponse immunitaire innée et les lésions cel...

Cardiopathie ischémique aiguë en particulier infarctus du myocarde (MI), est la principale cause de mortalité dans les pays développés, 1. Aujourd'hui, le traitement standard de MI est une intervention coronarienne percutanée (ICP), le traitement de cathéter à ballonnet. Un des facteurs critiques qui affecte la qualité de vie et le pronostic des patients après infarctus aigu du myocarde imprégnées de PCI sont la taille de l’infarctus du myocarde. La réduction de la taille peut avoir un grand impact sur la survie et le pronostic patient 2. Ischémie/reperfusion myocardique (je / R) blessure a une influence significative sur la taille de l’infarctus du myocarde ainsi l’un des principaux objectifs en recherche cardiovasculaire est pour prévenir ou réduire myocardique je / R blessure 3. Les mécanismes exacts d’I / blessure R sont toujours sous enquête 4. Activation des cascades de plasma et les cellules endothéliales sont les maîtres mots d’I / R blessures 5. L’activation du système de coagulation est clairement impliqué 6,7. Récemment, le rôle de FXII, comme un peptide en amont début impliqué dans l’activation de la cascade de coagulation, phase de contact a été établi dans une FXII assommer modèle de rat de cérébrale j’ai / R blessure 8. Validation de ces résultats dans un modèle porcin est une étape importante dans la traduction clinique. Par conséquent, nous testons un nouvelle bicycliques (80 kDa) FXIIa inhibiteur dans le contexte du myocarde j’ai / blessure de R dans une étude pilote.
Des modèles animaux, qui imitent la situation clinique des traitements aigus de MI et PCI, sont essentielles pour améliorer notre compréhension de la physiopathologie du myocarde j’ai / blessure de R et de tester de nouveaux traitements. Porcs représentent un bon modèle animal pour clinique myocardique je / blessure de R. Ce n’est pas seulement parce que leurs coeurs sont très semblables aux coeurs humains en ce qui concerne l’anatomie et de la circulation coronaire, mais ils montrent également des réponses physiopathologiques similaires à myocardiques ischémie et reperfusion 9,10. Autres modèles tels que les rats et les souris ne pas remplir ces critères et présentent des différences considérables par rapport aux coeurs humains 11,12, alors que les chiens ont par exemple, beaucoup plus des vaisseaux coronaires collatéraux contre les humains 13.
Le modèle porcin infarctus aigu du myocarde a été largement utilisé en recherche cardiovasculaire pour étudier la maladie cardiaque ischémique, y compris myocardique je / R blessure 14,15,16,17. Ce dernier est une condition inflammatoire, à cause de laquelle minimisant la réaction inflammatoire associée à sternotomie ou thoracotomie utilisé dans la chirurgie du thorax ouvert est essentiel. Le modèle de thorax fermé à l’aide d’un contexte clinique de l’angiographie C-bras surmonte ce problème. En outre, un des points plus importants est que notre protocole prévoit une distinction précise entre ischémique (zone à risque, AAR) et les zones non ischémique du ventricule gauche (zone non en péril, ANR) afin que la taille de l’infarctus (tissus ischémiques nécrosés, NIT) peut être déterminée avec précision. Notre objectif pour le présent document est de définir clairement une méthodologie reproductible d’un porc myocardique je / blessure R modèle, en particulier en ce qui concerne le prélèvement de tissu myocardique, qui permettra une analyse plus précise des mécanismes moléculaires d’I / blessure R et un image plus claire des effets des traitements médicamenteux nouveaux.

<table><tbody><tr><td>ABL 90 Flex, analyseur de gaz du sang</td><td>Radiomètre-Analyse</td><td></td> <td>des gaz du sang (BGA)</td></tr><tr><td>ACT Plus</td> <td>Medtronic-Activé Temps de coagulation</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Atropin</td><td>Sintetica-Atropinum</td><td></td> <td>Sulfas, 0,5mg/ml</td></tr><tr><td>Balance (20-500 Kg)</td><td>NAGATA Scale, Tiwan</td><td>HTB/HTR</td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Balance (21-4200 g)</td><td>Mettler toledo, Suisse</td><td>MS4002SDR</td><td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Tubes de prélèvement sanguin : EDTA, citrate et sérum</td><td>S-Monovette, Nuembrecht, Allemagne</td><td>05.1167.001, 05.1071.001 et 05.1557.001 respectivement</td><td>Produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>BV Pulsera bras mobile en C</td><td>Philips-Les</td><td></td> <td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Labcare, Royaume-Uni</td><td>ALC PK120R</td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Défibrillateur Lifepak 12</td><td>Medtronic-Les</td><td></td> <td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Dextran de Leuconostoc mesenteroides</td><td>Sigma-Aldrich, Allemagne</td><td>D3759</td><td>Average M.wt 48000-90000</td></tr><tr><td>Appareil photo reflex numérique mono-objectif</td><td>Sony, Thaïlande</td><td>DSLR-A500/A550</td><td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Pince à dissection</td><td></td><td></td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Cathéter de dilatation EMPIRA RX PCI</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15300S</td><td>Diamètre 3 mm, longueur 15 mm, D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Cathéter de dilatation EMPIRA RX PCI</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>85R15350S</td><td>Diamètre 3,5 mm, longueur 15 mm, Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma-Aldrich, Allemagne</td><td>E2129</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Fabius GS respirateur premium</td><td>Dr&auml ; ger, L&uuml ; beck,</td> <td>Allemagne-Station</td> <td>de travail d’anesthésie, Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Inselspital ISPI-Fentanyl</td><td></td> <td>2500mcg/50ml</td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>Pathology Institute, Université de Berne</td><td>SI148701</td><td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Inhibiteur de FXIIa</td><td>Fourni par le laboratoire du Prof. Christian Heinis à l’EPFL</td><td></td><td>Nouveau peptide bicyclique</td></tr><tr><td>Galeo, fil-guide coronaire</td><td>Biotronik, Allemagne</td><td>125497</td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Cathéter de guidage</td><td>Boston Scientific, Floride, États-Unis</td><td>34356-06</td><td>6F (100 cm, EB3.75). Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Héparine sodique</td><td>Drossapharm, Bâle,</td><td></td> <td>Suisse-Liquémine, 25000 U.I./5 ml</td></tr><tr><td>Électrochirurgie haut de gamme</td><td>BOWA, Allemagne</td><td>ARC 400</td><td>Source électrique pour l’aspiration du sang. D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Hydro-Guardmini Filtre respiratoire</td><td>Interchirurgical, Lituanie</td><td>1745000</td><td>Filtres</td></tr><tr><td>Image J</td><td>National Institute of Health, USA</td><td>1.47v</td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Dispositif de gonflage, Atrion QL2530</td><td>Atrion medical product, Alabama, USA</td><td>96402</td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>IntelliVue MP 70</td><td>Philips, Boeblingen,</td> <td>Allemagne-Monitor</td> <td>(ECG, fréquence cardiaque, pression sanguine et température corporelle). Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sintetica</td> <td>SA-Chlorure de</td> <td>potassium 15 %</td></tr> <tr><td>Kétamine</td><td>Vetoquinol-Narketan</td><td></td><td>, 1ml/100mg</td></tr><tr><td>LR-ACT</td><td>Medtronic</td><td>402-01</td><td>Seringues spéciales ACT</td></tr><tr><td>Midazolam</td> <td>Roche-Dormicum</td><td>, 5mg/ml</td><td></td></tr> <tr><td>Scalpel</td><td></td><td></td> monopolaire Des <td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td></td><td></td><td>D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Caméra haute résolution, support d’imagerie macro PathStand pour l’imagerie spot grossière,</td> résolution HD 1080p <td>aux États-Unis</td><td></td><td>. Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Préparation</td> <td>interne-Des</td> <td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Canule veineuse périphérique, 18 G</td><td></td><td></td><td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Système d’acquisition de données PowerLab 4/35</td><td>Adinstruments, Spechbach,</td><td></td> Allemagne-Rotamax120T <td></td></tr><tr><td></td><td>Heidolph, Allemagne</td><td>544-41200-00</td><td>Shaker. Une alternative peut être utilisée</td></tr><tr><td>R&uuml ; schelit-Super Safety Clear Tube</td><td>Teleflex, Dublin, Irlande</td><td>112480</td><td>Tube des voies respiratoires, Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Sécurité Pico Seringues d’aspirateur</td><td>Radiomètre</td><td>956-622</td><td>BGA seringues spéciales</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sintetica Bioren-NaCl</td><td></td> <td>0,9 %. D’autres produits peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Sevorane 1.5 %</td><td>AbbVie AG-Sevorane</td><td></td> <td>250ml 100 %</td></tr><tr><td>Sheath</td><td>Cordis, Johnson& Johnson, USA</td><td>504-607 A</td><td>AVANTI + / 7 F, Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Pompe à perfusion spatiale</td><td>B.Braun Medical AG,</td> <td>Allemagne-Pour</td> <td>la perfusion de fentanyl. Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>SPR-350 (cathéter Millar)</td><td>Adinstruments, Texas, USA</td><td>840-8166</td><td>MIKRO-TIP, 5F, 120 cm</td></tr><tr><td>Scie à sternotomie Des</td><td></td><td></td><td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Sutures</td><td>ETHICON, Johnson& Johnson, États-Unis</td><td>Y3110H</td><td>Monocryl 3-0 SH-1 Plus. Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Seringues (20, 10 et 5 mL)</td><td>CODAN,Baar, Suisse</td><td>62.7602, 62.6616, 62.5607 respectivement</td><td>Utilisé pour injecter des matériaux anesthésiques par voie intramusculaire ou directement dans la ligne veineuse centrale. Également pour injecter de l’héparine ou du FXIIa ou le contrôle correspondant. Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Écarteur</td><td></td><td></td> de thorax <td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Tissue-tek</td><td>SAKURA, Pays-Bas</td><td>4583</td><td>O.C.T. compound</td></tr><tr><td>Pince vasculaire Des</td><td></td><td></td><td>produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr><tr><td>Xenetix 300 produit de contraste</td><td>Guerbet, Z&uuml ; rich,</td><td></td> <td>Suisse-Lobitridol, 300 mg d’iode/ml</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Vetoquinol-Xylapan</td><td></td><td>, 20mg/1 mL</td></tr> de <tr><td>choride de 2,3,5-triphényltétrazolium</td><td>Sigma-Aldrich, Autriche</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu ; L tubes (eppendorf)</td><td>Trefflab, Suisse</td><td>96.08185.9.03</td><td>Des produits alternatifs peuvent être utilisés</td></tr></tbody></table>

amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Reperfusion de l’ischémie myocardique (I / R) des blessures contribuent à près de la moitié de la zone nécrosée après infarctus du myocarde. À ce jour il n’y a aucun médicament approuvé pour prévenir ou réduire myocardique je / blessure de R. L’étude et la compréhension des mécanismes physiopathologiques du myocarde j’ai / R blessure est essentiel de développer des traitements efficaces. Grandes expériences animales constituent une étape importante dans les méthodes translationnelles. Le modèle porcin d’infarctus aigu du myocarde a été établi et décrit par nous-mêmes et les autres. Nous avons cherché à améliorer davantage la valeur du modèle en mettant l’accent en détail sur les techniques d’échantillonnage pour utilisation dans des expériences futures. Par ailleurs, nous insistons sur la petites mais importantes des étapes qui peuvent affecter la qualité du résultat final. Pour imiter la situation clinique du myocarde je blessure R, un cathéter intervention coronarienne percutanée (ICP) a été inséré dans le descendant artère coronaire antérieure gauche (LAD) d’un porc anesthésié. ° ° ° Ce modèle imite infarctus aigu du myocarde et le PCI traitement chez l’homme avec la possibilité de déterminer avec précision la zone à risquent ainsi que la nécrose- et tissu ischémique viable. Ici, le modèle a été utilisé pour étudier l’effet d’un inhibiteur de peptide bicyclique de FXIIa. Le modèle peut également être modifié pour permettre des délais plus longs de reperfusion étudier les effets ultérieurs de l’infarctus du myocarde.

Un animal meurt prématurément avant l’administration de FXIIa peptide inhibiteur ou de contrôle en raison d’une erreur technique (baisse soudaine de la pression artérielle au cours de la durée d’ischémie, avant l’ajout de la substance d’essai). Un animal a été exclu du groupe FXIIa inhibiteur car aucune lésion d’ischémie/reperfusion a été observée en raison de l’anatomie anormale de l’artère interventriculaire antérieure (LAD). Une grande partie du ventricule gauche, y compris l’apex, a é...

Nous démontrons un protocole visant à normaliser les procédures d’échantillonnage d’un modèle porcin établi d’infarctus aigu du myocarde afin d’augmenter sa valeur translationnelle dans la compréhension de la physiopathologie de l’ischémie/reperfusion myocardique et de tester de nouveaux médicaments candidats.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

L’objectif global de ce modèle d’infarctus du myocarde thoracique fermé porcin est d’étudier les lésions de reperfusion de l’ischémie myocardique. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche cardiovasculaire, telles que l’étude de la physiopathologie des lésions d’ischémie-reperfusion dans le contexte de l’infarctus aigu du myocarde. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet une détermination précise de la taille de l’infarctus et une technique d’échantillonnage précise pour une analyse plus approfondie.Préparez le porc pour la chirurgie et administrez les anesthésiques comme décrit dans le protocole textuel. Commencez la dissection en libérant les artères carotides des deux côtés. Canulez-les avec des gaines 7-françaises.Ensuite, canulez la veine jugulaire gauche avec une gaine 7-French pour le prélèvement de sang veineux. Ensuite, utilisez des tubes de prélèvement sanguin standard pour prélever des échantillons de sang de base de la ligne veineuse. Prélever cinq et 2,9 millilitres de sang dans des tubes de collecte de plasma de citrated et d’EDTA respectivement, puis centrifuger immédiatement à 2 000 g pendant 15 minutes à quatre d

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Un traumatisme chirurgical induit une réponse inflammatoire. Les cytokines et les ligands endogènes sont connus pour moduler la taille infarctus du myocarde après une ischémie et la reperfusion. Nous présentons une version modifiée à thorax fermé modèle murin d'ischémie et la reperfusion en utilisant les pondérations suspendus pour minimiser les effets de la thoracotomie.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Ce protocole décrit le modèle d'infarctus du myocarde (MI) à l'aide d'un porc de 90 min à thorax fermé ballonnet coronarien occlusion de l'artère descendante antérieure gauche (LAD), suivie d'une reperfusion. En outre, le protocole pour plusieurs paramètres de résultats, tels que la fonction cardiaque, hémodynamique, résistance microvasculaire, et la taille de l'infarctus, sont également présentés.

Infarctus du myocarde et d&#39;évaluation fonctionnelle de résultats chez le porc

l'évaluation des résultats fiables et précis est la clé pour la traduction des thérapies précliniques dans le traitement clinique. Le présent document décrit comment évaluer trois paramètres de résultats primaires cliniquement pertinents de la performance cardiaque et des lésions dans un modèle d'infarctus du myocarde aigu de porc.

Évaluation des résultats primaires dans un modèle porcin de infarctus aigu du myocarde

Ce protocole décrit une nouvelle méthode pour la comparaison 3D du tissu myocardique tout cœur avec l'IRM. Il est conçu pour l'évaluation précise des injections intramyocardiaques dans la zone frontalière de Infarctus d'un modèle porcin chronique d'un infarctus du myocarde.

3D entier coeur Myocardial analyse des tissus

Nous avons cherché à établir un modèle porcin de l’insuffisance cardiaque induite par le blocage de l’artère circonflexe gauche et le rythme rapide pour tester l’effet et l’innocuité de l’administration intramyocardique des cellules souches pour les thérapies à base de cellules.

Établissement d’un modèle porcin d’insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique pour le traitement des cellules souches

L’objectif global de l’étude actuelle est de présenter les techniques d’induction de l’infarctus du myocarde (MI) et de l’insuffisance cardiaque de l’infarctus post-myocardique (post-MI HF) chez les minipigs Göttingen adultes à poitrine fermée et la caractérisation du modèle post-MI HF chez les minipigs de Göttingen par rapport aux porcs Landrace.

Insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique dans le modèle d’occlusion coronaire/reperfusion à poitrine fermée chez les minipigs de Göttingen et les porcs landrace

Ici, nous présentons un protocole pour obtenir des images de micro-tomodensitométrie à haute résolution de cœurs entiers de grands mammifères sains et pathologiques avec une amélioration du contraste sélectif du collagène.

Techniques de préparation tissulaire pour l’imagerie par micro-tomodensitométrie améliorée par contraste de modèles cardiaques de grands mammifères atteints de maladies chroniques

Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.

Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Nous présentons ici un protocole axé sur le contrôle de la qualité de la ligature de l’artère coronaire antérieure descendante gauche en modifiant techniquement la procédure traditionnelle chez le rat pour la recherche sur l’ischémie-reperfusion myocardique aiguë.

Ligature de l’artère coronaire antérieure descendante gauche pour la recherche sur l’ischémie-reperfusion : amélioration du modèle par des modifications techniques et le contrôle de la qualité

Le protocole décrit un modèle de don de gros animaux (porcins) après mort circulatoire, suivi d’une perfusion régionale normothermique thoraco-abdominale qui simule étroitement le scénario clinique de la transplantation cardiaque et a le potentiel de faciliter les études et les stratégies thérapeutiques.

Modèle de don chez les grands animaux après mort circulatoire et perfusion régionale normamère pour l’évaluation cardiaque

Découvrez une méthode standardisée d'échantillonnage sanguin et de détermination de la taille de l'infarctus dans un modèle porcin d'infarctus du myocarde à thorax fermé. Cette technique améliore la reproductibilité des études sur les lésions d'ischémie-reperfusion myocardique.

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Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

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