Name: Transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de Rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-11T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Découvrez la transplantation de feuilles de cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites anastomotiques colorectales chez le rat. Cette méthode simple améliore la cicatrisation tissulaire sans matériaux synthétiques.

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Les auteurs sont reconnaissants aux Prof. Dr. S.E.R. Hovius, Dr m.a.M. Mureau et tous les chirurgiens du département de chirurgie plastique de la collection du tissu adipeux sous-cutané. Sukho P. est soutenu par une subvention du programme The Netherlands Fellowship (NFP-12/435), pendant le déroulement de l’étude. Y.M. Bastiaansen-Jenniskens est pris en charge par des subventions de la Fondation néerlandaise de l’arthrite (LP11).

Du tissu adipeux sous-cutané abdominal proviennent de donneurs humains avec l’approbation du Comité d’éthique médicale (#MEC-2014-092), Erasmus MC University Medical Center, Rotterdam, Pays-Bas. Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Comité éthique d’expérimentation animale, centre médical universitaire Erasmus MC, Rotterdam, Pays-Bas (133-14-01).
1. culture et l’isolement de l’ASCs humaines
<ol><li>Préparer 3 mL de milieu d’isolement pour 1 g de tissu adipeux. Mix faible concentration de glucose Dulbecco de milieu Eagle modification (LG-DMEM) avec 10 g/L Bovine Serum albumine (BSA) et collagénase de 1 g/L de type 1.</li>
	<li>Disséquer les humains du tissu adipeux sous-cutané abdominal (n = 8, toutes les femmes, moyenne d’âge 40 ± 9 ans) en petits morceaux (0,5 cm) à l’aide d’une lame chirurgicale stérile taille 10, les forceps tissue Adson-Brown et les ciseaux de Metzenbaum dans un stérile SafetyCabinet biologiques.</li>
	<li>Stocker le tissu découpé dans un flacon de verre stériles médias. Peser la quantité totale de tissu disséqué et commencer la digestion par le milieu d’isolement préparés (50 g de tissu adipeux avec 150 mL de milieu d’isolement par bouteille). Le protocole peut être suspendu ici en stockant la bouteille avec le disséqué le tissu adipeux et le milieu d’isolement à 4 ° C sur un mélangeur à rouleaux du jour au lendemain. Ensuite, préchauffer la bouteille le lendemain à la température ambiante 25 ° C pendant 15 min avant de passer à l’étape suivante. NOTE : Le tissu adipeux sous-cutané abdominal a été obtenu comme matière restante des donateurs devant subir une chirurgie de reconstruction mammaire avec l’approbation de la Commission éthique Erasmus MC médicale (# MEC-200) et selon le Code de conduite : « bonne utilisation secondaire de tissus humains » (< http://www.federa.org>). Retailles de tissu adipeux servait seulement de donneurs qui ne pas opt-out à usage secondaire.</li>
	<li>Digérer le tissu adipeux disséqué dans un flacon de verre stériles médias dans un shaker-incubateur à 150 tr/min et 37 ° C pendant 1 h.</li>
	<li>Diviser la solution digérée en tubes de 50 mL et centrifuger les tubes pendant 10 min à 390 x g.</li>
	<li>Préparer le milieu de culture : LG-DMEM additionné de 10 % sérum fœtal (SVF), 50 gentamicine µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B.</li>
	<li>Après la centrifugation, éliminer le surnageant et Resuspendre le culot dans 20 mL de milieu de culture (LG-DMEM additionné de 10 % sérum fœtal (SVF), 50 gentamicine µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B). Centrifuger les cellules à nouveau pendant 5 min à 390 x g et éliminer le surnageant.</li>
	<li>Resuspendre le culot cellulaire avec 10 mL de milieu de culture (LG-DMEM additionné de 10 % FBS, 50 gentamicine µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B) et la suspension cellulaire filtrer sur un filtre de 100 µm.</li>
	<li>Ajouter 50 µL de solution de 3 % d’acide acétique/méthylène bleu (par lyse des globules rouges) dans 50 µL de la suspension cellulaire, mélanger la solution et 10 µL permet de compter les cellules non vides. Effectuer des cellules avec un hémocytomètre. Puis plaque les cellules à une densité de 40 000 cellules/cm2 dans le milieu de culture (LG-DMEM supplémenté avec 30 % FBS, 50 gentamicine µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B).</li>
	<li>Incuber les cellules à 37 ° C dans une atmosphère humide avec 5 % de CO2 pendant 24 h.</li>
	<li>Après l’incubation, laver les cellules avec du phosphate tiède (37 ° C) solution saline tamponnée (PBS) pour enlever les débris cellulaires et remplacer les médias avec milieu de culture pour le BF 10 % avec fraîchement ajouté phosphate-2-acide ascorbique (25 µg/mL) et la croissance de fibroblastes recombinante humaine le facteur 2 (FGF2, 1 ng/mL).</li>
	<li>CRA de sous-culture à confluence de 90 % à l’aide de la solution d’EDTA trypsine standard 0,25 % (3 mL pour une fiole T175). Après 3-5 min, neutraliser la solution d’EDTA trypsine 0,25 % avec 10 mL de milieu de culture (LG-DMEM additionné de 10 % FBS, 50 gentamicine µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B). NOTE : Flow cytometry analyse à l’aide de marqueurs de surface communes ASC et différenciation de la lignée tri essais a eu lieu auparavant et a révélé que ASCs isolement à l’aide de ce protocole affichée ASC spécificités21,22.</li>
	<li>Laver les cellules avec 10 mL de milieu de culture (LG-DMEM additionné de 10 % FBS, gentamicine 50 µg/mL et 1,5 µg/mL ampothericin B) pour une fiole T175 et centrifuger les cellules pendant 8 min à 250 x g. Retirez le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 1 mL de milieu de culture. Compter les cellules avec un hémocytomètre.</li>
	<li>Plaque de cellules dans les flacons de culture T175 à une densité de 8 000 cellules/cm2.</li>
	<li>Congeler l’ASCs restants dans l’azote liquide avec 10 % de diméthylsulfoxyde (DMSO) en milieu de culture avant d’utiliser.</li>
</ol>2. ASC feuille préparation
<ol><li>Manteau pré Pétri thermo-sensible (3,5 cm de diamètre) avec 1 mL de FBS, puis placez la vaisselle dans un incubateur à 37 ° C pendant au moins 30 min avant l’ensemencement de la cellule.</li>
	<li>Trypsinize ASC à l’aide de solution de EDTA étalon 0,25 % trypsine pendant 3-5 min (3 mL pour un flacon de culture T175). S’il y a tout amas cellulaire après trypsinisation, filtrer les cellules à travers un filtre 100µm avant le dépouillement.</li>
	<li>Neutraliser la solution de trypsine avec LG-DMEM supplémenté de 10 % SVF (10 mL pour une fiole T175) et centrifuger la suspension cellulaire pendant 8 min à 250 x g. éliminer le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 1 mL de LG-DMEM supplémenté de 10 % FBS.</li>
	<li>Après avoir enduit le thermo-responsive Pétri avec FBS, déplacer les plats de l’incubateur d’une plaque chauffante à 37 ° C et retirer le plat FBS.</li>
	<li>CRA de semences à 400 000 cellules/cm2 (au total, 3,52 × 106 cellules dilués dans 2 mL de milieu de culture par plat).</li>
	<li>Avec soin de distribuer aussi régulièrement que possible les cellules en balançant doucement le plat.</li>
	<li>Feuilles de NCP culture pendant 48 h à 37 ° C dans une atmosphère humide avec 5 % de CO2. NOTE : Essayez de réduire au minimum l’ouverture de la porte de l’incubateur après l’ensemencement ASCs pour éviter les baisses de température qui peuvent interférer avec la formation de feuille de NCP ou causer le détachement prématuré des feuilles formées de NCP.</li>
</ol>3. partielle colectomie et colorectaux anastomose
<ol><li>Induire et maintenir des rats Wistar mâles (pesant entre 250-350 g) avec 1 L/min d’isoflurane (inhalation de 1.5-5%)/oxygen et injecter la buprénorphine 0,05 mg/kg par voie intramusculaire.</li>
	<li>Une fois que les animaux sont sous anesthésie générale, évaluer la profondeur anesthésique, un test de réflexe. Appliquer pommade ophtalmique contenant de vitamine A sur les yeux pour prévenir le dessèchement. Lorsque l’anesthésie est considéré comme suffisant pour la chirurgie, préparer aseptiquement l’abdomen en rasant les poils et pulvériser la zone chirurgicale deux fois avec l’éthanol à 70 %. Drapé de l’abdomen avec papier stérile drape. Utilisez une technique aseptique et maintenir un champ stérile pendant toute l’intervention chirurgicale.</li>
	<li>Faire une incision abdominale médiane de 5 cm avec une taille de lame chirurgicale stérile 10 et prolonger l’incision avec des ciseaux de Metzenbaum. Identifier et extérioriser le côlon et emballer le colon du reste de la cavité abdominale avec des gazes humides salines. Identifier le milieu droit et gauche artères coliques dans le mésentère, carrément disséquer autour de chaque navire à l’aide de moustique Halsted et ligaturer individuels de chaque bateau avec 4/0 soie tressé non résorbable.</li>
	<li>Isoler le segment colique entre 1,0 cm aborally pour le caecum et 0,5 cm au-dessus de l’artère mésentérique caudale. Transect par le biais de côlon sain à l’aide de ciseaux de Metzenbaum. Après la résection du segment colique, réunir les extrémités proximales et distales du côlon en introduisant deux écouvillons en coton long trans-anale dans le côlon distal, puis dans l’extrémité du côlon proximal.</li>
	<li>À l’aide d’un microscope chirurgical, créer une anastomose bout à bout insuffisamment suturée en une couche inversant la suture à l’aide de sutures interrompus 5 (polyamide 8/0 de monofilament non résorbable). Placer les sutures interrompus à travers toutes les couches de la paroi du côlon et l’extraluminairernent de noeuds.</li>
	<li>Diviser les rats aléatoirement en contrôle ou groupe de feuille de NCP.</li>
</ol>4. ASC feuille Transplantation
<ol><li>Laissez les récipients de culture se refroidir à température ambiante 40 min avant la transplantation in vivo , afin de faciliter le détachement de feuille de NCP. Remarque : Après le détachement, feuilles de l’ASC se réduire à environ 2 cm de diamètre. Viabilité de feuille ASC reste élevée pendant au moins 3 à 6 h après le détachement de20.</li>
	<li>Enlever le milieu de culture et de la remplacer avec 1 mL de sérum gratuitement LG-DMEM.</li>
	<li>Doucement, prenez les jantes de la feuille de l’ASC avec une pince atraumatique et placer le côté plat de la feuille de l’ASC sur le dessus de la ligne anastomotique.</li>
	<li>Soigneusement Etends de l’ASC feuille environ 0,25 cm au-dessus et au-dessous de la ligne anastomotique à l’aide de la pince atraumatique et enrouler la feuille autour du côlon. Soulevez le côlon jusqu'à envelopper la feuille ASC autour de la face dorsale. NOTE : Feuilles de NCP adhèrent spontanément à la ligne anastomotique, il n’y a pas besoin d’utiliser de la colle tissu ou tout autre biomatériau. Le groupe de contrôle ne reçoit pas de traitement supplémentaire.</li>
	<li>Retirer les cotons-tiges et changer les gants et les instruments. Remplacez le signe deux-points dans l’abdomen. Fermer l’abdomen-linea alba avec une couche d’en cours d’exécution à l’aide de sutures résorbables tressées polyglycolique acide 5/0. L’hypoderme de suture et le cutis ensemble en une seule couche d’en cours d’exécution à l’aide de sutures résorbables tressées polyglycolique acide 5/0.</li>
</ol>5. suivi et évaluation post-opératoire
<ol><li>Immédiatement, réhydrater les animaux avec une injection sous-cutanée de 5 mL de solution saline tiède après l’opération. Placer les animaux sous une lampe de chaleur pour maintenir la température du corps et de surveiller les signes vitaux jusqu'à ce que les animaux reprendre conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. NOTE : Les animaux qui ont subi une intervention chirurgicale ont été pas retournés à la société des autres animaux jusqu'à ce que complètement guéri. Après récupération, laisser libre accès à l’eau et chow rat ordinaire. Pour le soulagement de la douleur post-opératoire, administrer la buprénorphine 0,05 mg/kg par voie sous-cutanée toutes les 6-8 h pendant 3 jours. Sans traitements antibiotiques ont été administrés à tout moment dans cette étude.</li>
	<li>Obtenir des évaluations cliniques quotidiennes de bien-être et de poids. Dans le cas d’un score très faible de bien-être ou des pertes de poids, les animaux doit être euthanasiés par exsanguination par ponction cardiaque tandis que toujours sous anesthésie.</li>
	<li>Le jour postopératoire 3 ou jour 7, anesthésier les rats avec 1 L/min d’isoflurane (inhalation de 1.5-5%)/oxygen sans la buprénorphine et effectuer une re-laparotomie avec une incision en forme de U. Vérifier l’abdomen pour les signes de péritonite, sténose, adhérences fibreuses et la présence d’abcès. Marquer la gravité des adhérences et abcès tant dans l’abdomen et à la zone anastomotique.</li>
	<li>Déterminer la pression de rupture anastomotique par l’insufflation d’air dans un segment fermé du côlon dont l’anastomose. Enregistrer la pression atmosphérique et l’endroit de la rupture lorsque le premier air de fuite sous la pression de rupture.</li>
	<li>Retirer le côlon de chaque animal sacrifié et fixer le segment Coupe du côlon - contenant l’anastomose colorectal - avec 4 % tamponnée de formaldéhyde, suite de paraffine incorporation et coupant le côlon en coupes épaisses de 4 μm.</li>
	<li>Euthanasier les animaux alors que sous anesthésie directement après le prélèvement du segment anastomose par exsanguination par ponction cardiaque. Confirmer l’animale mort avec l’absence de respiration mouvement et un battement de coeur.</li>
	<li>Effectuer des salissures histochimiques comme l’hématoxyline et éosine et Picro Sirius rouge et salissures immunohistochimie avec des anticorps dirigés contre les mitochondries humaines, cellules endothéliales rat (anti-CD34) et du système immunitaire (CD3 +, CD163 +).</li>
	<li>Numériser les diapositives pour analyse informatisée et de comparer les groupes d’animaux.</li>
</ol>

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<li>Aysan, E., Dincel, O., Bektas, H., Alkan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polypropylene+mesh+covered+colonic+anastomosis.+Results+of+a+new+anastomosis+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Polypropylene mesh covered colonic anastomosis. Results of a new anastomosis technique.</a> Int J Surg. 6 (3), 224-229 (2008).</li>
<li>Suarez-Grau, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrinogen-thrombin+collagen+patch+reinforcement+of+high-risk+colonic+anastomoses+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastrointest+Surg%22%5BJournal%5D)">Fibrinogen-thrombin collagen patch reinforcement of high-risk colonic anastomoses in rats.</a> World J Gastrointest Surg. 8 (9), 627-633 (2016).</li>
<li>Kobayashi, J., Okano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+a+thermoresponsive+cell+culture+dish%3A+a+key+technology+for+cell+sheet+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Technol+Adv+Mat%22%5BJournal%5D)">Fabrication of a thermoresponsive cell culture dish: a key technology for cell sheet tissue engineering.</a> Sci Technol Adv Mat. 11 (1), 014111(2010).</li>
<li>Elloumi-Hannachi, I., Yamato, M., Okano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+sheet+engineering%3A+a+unique+nanotechnology+for+scaffold-free+tissue+reconstruction+with+clinical+applications+in+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">Cell sheet engineering: a unique nanotechnology for scaffold-free tissue reconstruction with clinical applications in regenerative medicine.</a> J Intern Med. 267 (1), 54-70 (2010).</li>
<li>Miyahara, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolayered+mesenchymal+stem+cells+repair+scarred+myocardium+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction.</a> Nat Med. 12 (4), 459-465 (2006).</li>
<li>Makarevich, P. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+angiogenesis+in+ischemic+skeletal+muscle+after+transplantation+of+cell+sheets+from+baculovirus-transduced+adipose-derived+stromal+cells+expressing+VEGF165%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Res+Ther%22%5BJournal%5D)">Enhanced angiogenesis in ischemic skeletal muscle after transplantation of cell sheets from baculovirus-transduced adipose-derived stromal cells expressing VEGF165.</a> Stem Cell Res Ther. 6, 204(2015).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent que la recherche a été effectuée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

Une fuite anastomotique est l’évènement perturbateur plus grave après la résection du côlon avec une anastomose primaire. Techniques optimales pour éviter les fuites et rupture anastomotique manquent encore. L’application locale d’un tableau des biomatériaux a été réalisée, avec des résultats25,26,27. Le but des thérapies cellulaires est de faciliter la réparation des tissus de remplacement de tissus ou de la stimulation de la c...

Colectomie partielle avec une anastomose primaire est une intervention couramment pratiquée qui peut être faite pour de nombreuses maladies touchant le côlon telles que le cancer colorectal, maladie de Crohn et diverticulite1,2. Le plus redoutable complication après que anastomose colorectal est fuite anastomotique3. Bien que plusieurs facteurs de risque associés aux fuites anastomotiques ont été identifiées, des solutions pour prévenir les fuites restent inconnu4,5.
Cellules stromales dérivées de tissu adipeux (ASCs) sont associés aux propriétés anti-inflammatoires et trophiques6,7, qui rend ces cellules promettant des candidats pour les thérapies régénératives8. L’efficacité des CRA pour favoriser la guérison des tissus a été montrée dans différents tissus comme le muscle cardiaque, peau et oesophage9,10,11,12,13. Cependant, il y a peu de rapports sur l’utilisation des CRA pour favoriser la guérison intestinale. Locale transplantation des CRA à expérimentales anastomoses colorectal via biosutures ASC-enduit ou injections séreux des CRA ont montré ni aucune amélioration dans la guérison14 ou n’a pas empêché les fuites anastomotiques malgré un résultat plus favorable anastomotique 15la guérison.
Locale transplantation des CRA en suspension ou combinée avec des biomatériaux peut-être être associés à une rétention cellulaire insuffisante ou une répartition inadéquate des cellules transplantées11. Cellules feuille technologie16,17 propose une méthode innovante de NCP livraison18,19. Par conséquent, dans une étude antérieure, une nouvelle approche a été proposée dans lequel ASCs organisés dans une cellule feuille pourrait être appliquée sur expérimental colorectaux anastomose20. Cette étude a démontré que transplantation feuille ASC a réussi à réduire les fuites colorectaux anastomose après colectomie partielle dans un modèle de rat. Cet article rapporte ASC feuille préparation et technique de la transplantation chirurgicale.

<table><tbody><tr><td>LG DMEM</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>22320022</td><td>Isolement et culture</td></tr><tr><td>ASC Collagenase type I</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>17100-01</td><td>ASC Isolation</td></tr><tr><td>Sérum bovin Albumine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9418</td><td>ASC</td></tr><tr><td>Isolement Sérum fœtal</td><td>bovin Gibco, Life technologies</td><td>10270-106</td><td>FBS, ASC isolement et culture</td></tr> 3<tr><td> % acétique acide au bleu de méthylène</td><td>Stemcell Technologies</td><td>7060</td><td>ASC Isolation</td></tr><tr><td>Gentamicin</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>15750-037</td><td>Isolation et culture ASC</td></tr><tr><td>Ampothericin B</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>15290-018</td><td>Isolation et culture ASC</td></tr><tr><td>Shaker (Gallenkamp Environmental Shaker Model 10X 400)</td><td>Akribis Scientific</td><td>F240</td><td>ASC Isolation</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Hettichlab</td><td>Rotina380</td><td>Isolement et culture ASC</td></tr><tr><td>Tampon phosphate salin</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>14190-094</td><td>Isolement et culture PBS, ASC</td></tr><tr><td>Acide ascorbique-2-phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8960</td><td>Isolement et culture ASC</td></tr><tr><td>Facteur de croissance des fibroblastes recombinants humains 2</td><td>AbD Serotec</td><td>AF-100-15</td><td>FGF2, isolement et culture ASC</td></tr><tr><td>Trypsine EDTA</td><td>Gibco, Life technologies</td><td>25200-056</td><td>Culture ASC</td></tr><tr><td>Sulfoxyde de diméthyle</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650-5x</td><td>DMSO, congélation ASC</td></tr><tr><td>Boîtes de culture thermo-réactives</td><td>Nunc Thermo scientific</td><td>174904</td><td>Préparation de feuille ASC</td></tr><tr><td>Soie tressée non résorbable 4/0</td><td>B Braun</td><td>21151042</td><td>chirurgie</td></tr><tr><td>Monofilament non résorbable polyamide 8/0</td><td>B Braun</td><td>G1118170</td><td>chirurgie</td></tr><tr><td>Acide polyglycolique tressé résorbable 5/0</td><td>B Braun</td><td>C1048207</td><td>chirurgie</td></tr></tbody></table>

transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de rat

Transplantation of Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet to Reduce Leakage After Partial Colectomy in A Rat Model

Une fuite anastomotique est une complication désastreuse après chirurgie colorectale. Bien que les méthodes actuelles pour la prévention de fuites ont différents niveaux d’efficacité clinique, ils sont jusqu'à présent imparfaites solutions. Thérapie de cellules souches en utilisant des feuilles de l’ASC pourrait constituer une solution à ce problème. CRA est considérés comme des candidats aussi prometteurs pour la promotion des tissus de guérison en raison de leurs propriétés trophiques et immunomodulatrices. Ici, nous fournissent des méthodes pour produire des feuilles de ASC haute densités, qui sont transplantés sur une anastomose colorectal dans un modèle de rat pour réduire les fuites. CRA formé de feuilles de cellule dans les récipients de culture thermo sensible qui pourraient facilement être enlevés. Le jour de la transplantation, une colectomie partielle avec une anastomose colorectal 5-suture a été réalisée. Animaux ont été transplantés immédiatement avec 1 feuille de NCP par rat. Feuilles de l’ASC ont adhéré spontanément à l’anastomose sans colle, suture ou tout biomatériau. Groupes d’animaux ont été sacrifiés 3 et 7 jours après l’opération. Par rapport aux animaux transplantés, l’incidence d’abcès anastomotiques et la fuite était plus élevé chez les animaux témoins. Dans notre modèle, la transplantation de feuilles ASC après colorectaux anastomose était réussie et associé à un débit de fuite inférieur.

Un organigramme de cette étude décrivant les ASC fiche culture et la procédure de la résection du côlon et anastomose est illustré à la Figure 1. La figure 2 illustre la morphologie microscopique des ASC feuille et l’aspect macroscopique de la feuille de l’ASC pendant et après le détachement. La figure 3 montre les différentes étapes du détachement de feuille d’ASC et de la transplantation. <strong c...

La préparation et la transplantation de feuilles (ASC) les cellules souches dérivé du tissu adipeux sur les anastomoses colorectal insuffisamment suturées dans un modèle de rat est présenté. Cette nouvelle application montre que feuilles de NCP peuvent réduire les fuites d’anastomose colorectal.

Transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de Rat

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of ...

Parce qu’ils supposent un effet positif sur la cicatrisation des tissus, les feuilles d’ASC ont été testées dans de nombreux modèles de maladies, tels que l’infarctus du myocarde. Cette expérience montre que les feuilles d’ASC peuvent être utilisées par voie intra-abdominale et appliquées sur l’intestin. Le principal avantage des feuilles ASC est qu’aucun matériau synthétique n’est nécessaire.De plus, la transplantation de feuilles ASC est relativement facile à réaliser, avec seulement une petite quantité de pratique. Cette nouvelle application de la transplantation en feuille d’ASC a été développée pour prévenir les fuites après la résection intestinale, et offre une première étape à laquelle une nouvelle stratégie thérapeutique s’ajoute. Les feuilles ASC appliquées à l’anastomose intestinale se sont révélées prometteuses pour prévenir les fuites.Les feuilles ASC peuvent également être appliquées sur d’autres organes intra-abdominaux, tels que les voies urinaires. Commencez par disséquer le tissu adipeux abdominal sous-cutané humain en morceaux de 0,5 cm, à l’aide d’une lame chirurgicale stérile de taille 10, d’une pince à tissu Adson-Brown et de ciseaux Metzenbaum. Pesez la quant

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Cette vidéo présente une technique d’isolement et de culture de cellules souches dérivées du tissu adipeux de l’arc périaortique murin marquées par fluorescence à partir de tissus adipeux murins de l’arc périaortique. Après l’isolement, les NCADCs sont détectés, triés à l’aide d’un tri cellulaire activé par fluorescence, puis cultivés sur une plaque, favorisant ainsi la prolifération cellulaire.

Isolement de cellules souches dérivées du tissu adipeux périortique murin

En 2001, des chercheurs de l'UCLA ont décrit l'isolement d'une population de cellules souches adultes, les cellules appelé ou CSA souches du tissu adipeux, du tissu adipeux. Cet article décrit l'isolement des CSA de lipoaspirates utilisant un protocole de digestion enzymatique manuel à l'aide de la collagénase.

Isolation Manuel des cellules souches du tissu adipeux de Lipoaspirates humaines

Cellules souches dérivées d’adipeux (ASCs) sont facilement isolées et récoltées dans la graisse des rats normaux. Feuilles de NCP peuvent être créés à l’aide de la cellule-fiche technique et peuvent être transplantés dans Zucker rats gras diabétiques présentant pleine épaisseur défauts avec OS exposé de l’épiderme et ensuite recouvert d’une double couche de peau artificielle.

Création et la Transplantation d’une feuille adipeux dérivées de cellules souches (ASC) dans un modèle de cicatrisation diabétique

Cette étude rapporte une méthode efficace de la cellule adipeuse endoscopiques dérivée du tissu stromal (ADSC) feuillet transplantation pour la prévention de la sténose oesophagienne après une dissection étendue endoscopique sous-muqueuse (ESD) dans un modèle porcin.

ADSC-feuille Transplantation à prévenir Rétrécissement après oesophagienne prolongée Endoscopic dissection sous-muqueuse

Nous présentons ici un protocole visant à développer un modèle cancer in vivo à l’aide de la technologie des cellules feuille. Un tel modèle pourrait être très utile pour l’évaluation des traitements anticancéreux.

Explorer le potentiel des cellules souches mésenchymateuses feuille sur le développement du carcinome hépatocellulaire In Vivo

Cet article décrit une méthode de transplantation pour greffer les cellules épithéliales mammaires de rat de distributeur dans le tampon blanc interscapular de graisse des animaux destinataires. Cette méthode peut être utilisée pour examiner les effets de l’hôte et/ou du donneur sur le développement de l’épithélium mammaire et élimine le besoin de pré-compensation, étendant ainsi l’utilité de cette technique.

Transplantation de cellules épithéliales mammaires de rat dans le tampon blanc interscapulaire de graisse

Cette méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse convient à la détection des îlots greffés dans la cavité intrapéritonéale. Notamment, il ne nécessite pas l’utilisation d’agents bioliants ou de suture.

Transplantation d’îlots pancréatiques couverts de graisse à l’aide de tissu adipeux blanc épididymaire

Ce protocole décrit la méthode d’établissement d’un modèle de pochite chez le rat. Le modèle de la poche iléale a été créé en effectuant une chirurgie de la poche iléale-anastomose anale (IPAA) à l’aide de techniques microchirurgicales. Après l’opération, le rat a été traité avec du sulfate de dextran sodique (DSS) à 4 % pendant 4 jours.

Modèle de pochite chez le rat après proctocolectomie et anastomose iléale-anale à l’aide de sulfate de dextran sodique

Nous présentons ici un protocole de transplantation de tissu adipeux blanc et brun qui offre une stratégie prometteuse pour inverser l’hypofertilité, l’obésité et l’hyperglycémie, tout en améliorant la fonction rénale chez les souris BTBR diabétiques et obèses.

Greffes adipeuses blanches et brunes : une approche pour corriger les déficits reproductifs, métaboliques et rénaux chez les souris obèses obèses noires et bronzées (BTBR)

Ici, nous présentons une méthode standard pour isoler efficacement les cellules souches et les adipocytes dérivés de l’adipos, caractérisée par une réduction de &gt; 90 % du temps de traitement, une forte viabilité cellulaire et une large compatibilité.

Isolation efficace des cellules souches et adipocytes dérivés de l’adipeux à partir du tissu adipeux porcine

Découvrez la transplantation de feuilles de cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites anastomotiques colorectales chez le rat. Cette méthode simple améliore la cicatrisation tissulaire sans matériaux synthétiques.

Transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de Rat (Vidéo) | JoVE Journal

Transplantation de la feuille les cellules souches dérivées du tissu adipeux pour réduire les fuites après colectomie partielle dans un modèle de Rat

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