Name: Un modèle mini-Invasive pour analyser Endochondral Fracture de guérison chez des souris dans des Conditions biomécaniques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Apprenez une technique chirurgicale mini-invasive utilisant une vis intramédullaire pour stabiliser les fractures fémorales chez les souris CD-1. Cette méthode standardisée permet d'analyser la cicatrisation osseuse endochondrale et le rôle des facteurs de croissance dans la réparation osseuse.

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Ce travail a été soutenu par RISystem AG, Davos, Suisse.

Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux lignes directrices du National Institutes of Health pour l’utilisation des animaux d’expérimentation et suivi les directives institutionnelles (Landesamt für Verbraucherschutz, Zentralstelle Amtstierärztlicher Dienst, Saarbrücken, (Allemagne).
1. élaboration d’Instruments chirurgicaux et d’Implants
<ol><li>Sélectionnez une lame de bistouri Swann-Morton (taille 15), un petit écouvillon, pinces fines, une aiguille de 27 G, une suture non résorbable 5-0, ciseaux et un porte aiguille dans la zone de l’instrument de microchirurgie.</li>
	<li>Déballez la vis intramédullaire, le fil de guidage (0,3/0,2 mm de diamètre, 10 cm de longueur), la foret de centrage (0,5 mm de diamètre) et la perceuse à main (Figure 1, voir Table des matières). Remarque : La vis intramédullaire (0,5 mm de diamètre, 17,2 mm de longueur) est faite d’acier inoxydable de qualité médicale pour une implantation rétrograde dans le fémur. La vis a un filetage proximal (0,5 mm de diamètre, longueur 4 mm) avec un nez (0,2 mm de diamètre, longueur 0,4 mm) à l’extrémité et distale conique tête (0,8 mm de diamètre, longueur 0,9 mm) pour réaliser la compression fracture ainsi que stabilité axiale et de rotation.</li>
	<li>Exposer les implants et tous les instruments chirurgicaux à une solution désinfectante (96 % d’alcool) pendant 5 min ou stériliser (stérilisation à la vapeur, 130 ° C, 25 min). Après la désinfection ou la stérilisation, placer les instruments sur un tissu de l’opération. Positionner le tissu de l’opération directement adjacent à la table de la petite exploitation animale.</li>
</ol>2. les animaux, anesthésie et analgésie
<ol><li>Choisissez la souche, âge et sexe des souris selon la question de l’étude dont il est question. Remarque : Les souris CD-1 mâles âgés de 12 à 14 semaines ont été utilisées pour cette étude. Le poids du corps approprié d’utiliser la vis intramédullaire est entre 25 et 35 g.</li>
	<li>Anesthésier les souris avec une injection intrapéritonéale de kétamine xylazine et 75 mg/kg de 15 mg/kg. Confirmer l’anesthetization de pincement de l’orteil. Appliquer du lubrifiant oculaire pour protéger les yeux des animaux de séchage pendant l’anesthésie. Après l’induction de l’anesthésie, placez votre souris sous un radiateur thermique pour maintenir la température corporelle constante. Au cours de la procédure, animaux ont été suivies avec pincée d’orteil répétées pour assurer un plan approprié de l’anesthésie.</li>
	<li>Appliquer le chlorhydrate de tramadol dans l’eau potable (1,0 mg/mL) pour l’analgésie de 1 jour avant la chirurgie jusqu’au jour 3 après la chirurgie. Remarque : Prévention de l’analgésie et l’infection doit être en accord avec les orientations respectives du pays et l’institution où les essais sont à effectuer.</li>
</ol>3. intervention chirurgicale et l’Implantation de vis intramédullaire
<ol><li>Avant la chirurgie, raser la jambe postérieure droit et appliquer une crème dépilatoire. Après 5 min, retirez la crème et nettoyer la jambe avec de l’eau. Ensuite, appliquez une solution désinfectante avec 96 % d’alcool. Bétadine ou chlorhexidine peut être ajouté à l’alcool pour assurer une asepsie complète.</li>
	<li>Dans des conditions aseptiques, placez votre souris en décubitus dorsal sur la table de la petite exploitation animale. Pliez le genou droit afin de permettre une approche antérieure des condyles du genou. Effectuer une incision de 5 mm parapatellar médian au niveau du genou droit à l’aide de la lame de bistouri.</li>
	<li>Mobiliser le ligament rotulien délicatement avec la lame de bistouri Swann-Morton et l’écouvillon. Ensuite, déplacer la rotule latéralement avec la pince fine pour exposer l’encoche bicondylienne du fémur.</li>
	<li>Ouvrez l’encoche bicondylienne exactement au milieu du fémur entre les deux condyles. Veillez à ne pas dépasser 1,0 mm d’épaisseur pour le trou de forage.<ol>
<li>Démarrage manuel de forage à une vitesse lente et un dévoiement à 45 ° sur le ventre à l’axe du fémur en utilisant la 0,5 mm centrage foret et la perceuse à main (Figure 1 et D, Figure 2). Au cours du forage, continuellement diminuer l’angle de décalage de 0 ° (parallèle à l’axe de l’os du fémur). Arrêter lorsqu’est atteint 1,0 mm de profondeur de forage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après l’ouverture de l’os à l’encoche bicondylienne, insérer l’aiguille 27 G dans la cavité intra-médullaire sur toute la longueur du fémur. Alésez la cavité intra-médullaire du fémur manuellement par le biais de mouvements de rotation de l’aiguille de 27 G. Pousser l’aiguille vers l’avant pour perforer l’os cortical au grand trochanter proximale.</li>
	<li>Retirer l’aiguille 27 G et appliquer le guide métallique par l’intermédiaire de la partie distale du fémur.<ol>
<li>Faire une incision de la peau avec une lame de bistouri Swann-Morton (taille 15) dans la partie proximale sur le fil-guide et poussez le fil-guide vers l’avant jusqu'à ce que les deux extrémités du fil-guide sont à l’extérieur. Veillez à garder le fil-guide en place.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Créer une fracture fermée définie à l’aide de la guillotine.<ol>
<li>Placez votre souris en position latérale avec la jambe droite sous la guillotine. Assurez-vous que la pièce diaphysaire du fémur est placée au milieu de la guillotine.</li>
		<li>Déplacez le poids (200 g) de la distance définie de 25,5 cm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Contrôler la configuration de la fracture et fracture position ainsi que la position du fil-guide (Figure 3) à l’aide de l’appareil de radiographie (voir Table des matières).</li>
	<li>Raccorder la vis intramédullaire avec le nez à l’extrémité distale pour le fil de guidage 0,2 mm et insérez-le dans le fémur sous pression continue et la rotation dans le sens horaire.<ol>
<li>Cisaillement de l’arbre de transmission lorsque le couple suffisant est atteint.</li>
		<li>Enlever le fil de guidage dans la partie proximale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repositionner la patella et fixer le tendon rotulien aux muscles avec une suture simple utilisant un 5-0 et le synthétique, monofilament, suture de polypropylène. Utiliser des sutures simples de même taille et de matériel pour refermer la plaie. La réduction des fragments et la position de la vis par examen radiologique à l’aide de l’appareil de radiographie de contrôle (voir Table des matières).</li>
	<li>Garder les animaux sous le radiateur thermique jusqu'à ce qu’ils récupèrent de l’anesthésie. Ne laissez pas les animaux sans surveillance jusqu'à ce qu’ils ont repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus ventral. Rentrer les animaux cages unique dans l’animalerie. Ne pas retourner les animaux à la compagnie d’autres animaux durant les premières 24 heures, même si ils ont pleinement récupéré de l’anesthésie.</li>
	<li>Surveiller les animaux soigneusement tous les jours. Maintenir à l’aide de chlorhydrate de tramadol dans l’eau potable avec une dose de 1,0 mg/mL pendant les trois premiers jours de l’analgésie postopératoire. Continuer l’analgésie si, au jour 4 après la chirurgie, les animaux montrent toujours des signes de douleur, comme indiqué par la vocalisation, agitation, manque de mobilité, échec de toiletter, posture anormale et manque d’intérêt normal dans un cadre. Mettre fin à l’analgésie lorsque les animaux sont sans douleur.</li>
	<li>À la fin de l’expérience euthanasier l’animal par une surdose de barbituriques.</li>
</ol>

<ol><li>Jacenko, O., Olsen, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mouse+models+in+studies+of+skeletal+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22J+Rheumatol+Suppl%22%5BJournal%5D)">Transgenic mouse models in studies of skeletal disorders.</a> J Rheumatol Suppl. 43, 39-41 (1995).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> J Orthop Res. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+stable+closed+femoral+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a stable closed femoral fracture model in mice.</a> J Surg Res. 153 (1), 71-75 (2009).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+analysis+of+rotational+stiffness+of+different+osteosynthesis+techniques+in+mouse+femur+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Ex vivo analysis of rotational stiffness of different osteosynthesis techniques in mouse femur fracture.</a> J Orthop Res. 27 (9), 1152-1156 (2009).</li>
<li>Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap+on+the+success+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing.</a> J Orthop Res. 15 (4), 577-584 (1997).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+healing+process+in+non-stabilized+and+stabilized+femur+fractures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">Characterization of the healing process in non-stabilized and stabilized femur fractures in mice.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 136 (2), 203-211 (2016).</li>
<li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
<li>Cheung, K. M., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+internal+fixation+of+femoral+fractures+in+mice%3A+impact+of+stability+on+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">A new technique for internal fixation of femoral fractures in mice: impact of stability on fracture healing.</a> J Biomech. 41 (8), 1689-1696 (2008).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> J Orthop Res. 28 (3), 397-402 (2010).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+LockingMouseNail-a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">The LockingMouseNail-a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J Surg Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li>
<li>Histing, T., Klein, M., Stieger, A., Stenger, D., Steck, R., Matthys, R., Holstein, J. H., Garcia, P., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+to+analyze+metaphyseal+bone+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A new model to analyze metaphyseal bone healing in mice.</a> J Surg Res. 178 (2), 715-721 (2012).</li>
<li>Histing, T., Menger, M. D., Pohlemann, T., Matthys, R., Fritz, T., Garcia, P., Klein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Intramedullary+Locking+Nail+for+Standardized+Fixation+of+Femur+Osteotomies+to+Analyze+Normal+and+Defective+Bone+Healing+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice.</a> J Vis Exp. (117), (2016).</li>
<li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11 (2), 305-312 (1993).</li>
<li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Trauma%22%5BJournal%5D)">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18 (10), 687-695 (2004).</li>
<li>Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Development of a locking femur nail for mice.</a> J Biomech. 40 (1), 215-219 (2007).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. 355 Suppl, S132-S147 (1998).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Des étapes critiques de l’approche chirurgicale sont à trouver le point d’entrée correct pour l’implantation de vis au milieu des condyles du fémur à l’encoche bicondylienne ainsi que l’orientation optimale de l’aiguille parallèle à l’axe de l’OS pour l’alésage de la cavité intra-médullaire. Pour éviter une position entrée incorrecte, le chirurgien doit préparer l’encoche jusqu'à l’obtention d’une vue optimale. Pour contrôler l’orientation au cours de l’alésage, le fémur des souris se tienne avec les doigts dans une posi...

Études de guérison osseuse chez la souris sont en grande demande en raison d’un large spectre des anticorps et des animaux génétiquement modifiés. Ces faits permettent d’étudier les mécanismes moléculaires de l’OS guérison1. En quelques années, des os différents modèles de guérison pour les souris ont été mis au point2. Ces modèles peuvent être divisés en modèles ouverts, dans lequel l’os sont osteotomized à l’aide d’une approche chirurgicale latérale ouverte et dans des modèles fermés, où l’os sont rompue basés sur le modèle de la rupture introduit par Bonnares et Einhorn3. En utilisant cette technique, une rupture transversale normalisée peut être produite par un dispositif de flexion 3 points et les implants intramédullaire peuvent être insérés par une incision de petites parapatellar médiale dans une technique mini-invasive en évitant un traumatisme majeur de tissus mous.
La vis intramédullaire peut être appliquée pour la stabilisation de la fracture fermée chez la souris. La vis offre une stabilité de rotation et axiale. Ceci est réalisé par compression de la fracture par un thread proximal et distale tête4. D’autres avantages de la vis sont la simple technique chirurgicale, l’implant le bas grade d’invasivité, le faible poids et, surtout, une plus grande stabilité, fournissant des conditions biomécaniques normalisées et contrôlées par rapport aux autre intramédullaire 5les implants. En fait, dans les modèles de fracture plus fermées, les fragments sont stabilisés uniquement par broches simples, qui est associé à un manque de stabilité de rotation et axiale et un risque élevé de goupille et également de fracture luxation. Il peut considérablement influencer le processus de guérison, ce qui peut aboutir à une guérison retardée ou formation non syndiqués.
Il est bien connu que la stabilité de la fixation de la fracture a un impact énorme sur le processus guérison6,7. Une fixation rigide élevé entraîne guérison intramembranaires, tandis qu’une fixation moins rigide, ce qui autorise les micro-mouvements de l’écart de la fracture, résultats dans la guérison des os endochondral. Stabilisation de la rupture avec la vis intramédullaire montre principalement un endochondrale guérison avec une grande quantité de cals, particulièrement après 2 semaines de guérison des fractures. La possibilité de récolter une grande quantité de cals permet l’analyse de plusieurs paramètres par différentes techniques.
Nous rapportons ici, sur la conception et l’application de la vis intramédullaire chez la souris, ainsi que sur ses avantages et inconvénients dans les études expérimentales sur la guérison des os endochondral normal.

<table><tbody><tr><td>Vis à souris</td><td>RISystem AG</td><td>221,100</td><td></td></tr><tr><td>Fil de guidage</td><td>RISystem AG</td><td>521,100</td><td></td></tr><tr><td>Mèche de centrage</td><td>RISystem AG</td><td>590,205</td><td></td></tr><tr><td>Forceuse à main</td><td>RISystem AG</td><td>390,130</td><td></td></tr><tr><td>Coton-tige (150 mm, petite tête)</td><td>Fink Walter GmbH</td><td>8822428</td><td></td></tr><tr><td>Suture (5-0 Prolene)</td><td>Ethicon</td><td>8614H</td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BD520R</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BC100R</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Braun Aesculap AG & Aiguille CoKG</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>27 G</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>9186182</td><td></td></tr><tr><td>Lame de bistouri taille 15</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>16600525</td><td></td></tr><tr><td>Radiateur de chaleur</td><td>Sanitas</td><td>605.25</td><td></td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Asid bonz GmbH</td><td>NDXZ10</td><td></td></tr><tr><td>Lubrifiant pour les yeux</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>2182442</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>1320422</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Serumwerke Bernburg</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol</td><td>Gr& uuml ; nenthal GmbH</td><td>2256241</td><td></td></tr><tr><td>Solution de désinfection (SoftaseptN)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>8505018</td><td></td></tr><tr><td>souris CD-1</td><td>Charles River</td><td>22</td><td></td></tr><tr><td>Appareil à rayons X</td><td>Faxitron MX-20, Faxitron X-ray Corporation</td><td>2321A0988</td><td></td></tr><tr><td>Appareil de fracture petit</td><td>RISystem AG</td><td>891,100</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle mini-invasive pour analyser endochondral fracture de guérison chez des souris dans des conditions biomécaniques

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Modèles de guérison osseuse sont nécessaires pour analyser les mécanismes complexes de guérison pour améliorer le traitement des fractures cliniques de fracture. Au cours de la dernière décennie, une utilisation accrue des modèles de souris dans la recherche orthopédique a été notée, très probablement parce que les modèles murins offrent un grand nombre de souches génétiquement modifiés et des anticorps spéciales pour l’analyse des mécanismes moléculaires de la guérison des fractures. Pour contrôler les conditions biomécaniques, techniques d’ostéosynthèse bien caractérisés sont obligatoires, aussi chez les souris. Nous rapportons ici, sur la conception et l’utilisation d’un OS fermé modèle de guérison pour stabiliser les fractures du fémur chez la souris. La vis intramédullaire, en acier inoxydable de qualité médicale, fournit par le biais de compression fracture une stabilité axiale et de rotation par rapport aux broches intramédullaire simple utilisé pour la plupart, qui montrent un manque de stabilité axiale et de rotation. La stabilité obtenue par la vis intramédullaire permet l’analyse des os endochondral guérison. Une grande quantité de cals, reçu après une stabilisation avec une vis, offre des conditions idéales à la récolte de tissus pour des analyses biochimiques et moléculaires. Un autre avantage de l’utilisation de la vis est le fait que la vis peut être insérée dans le fémur avec une technique mini-invasive sans provoquer de dommages aux tissus mous. En conclusion, la vis est un implant unique qui peut idéalement servir dans fracture fermée modèles offrant des conditions biomécaniques normalisées de guérison.

La durée de fonctionnement de l’incision cutanée de blesser la fermeture a 20 min. La chirurgie peut être effectuée sans un stéréomicroscope. Après l’opération, les animaux ont été surveillés tous les jours. Analgésie post-opératoire a été résilié après 2 jours, parce qu’aucun des animaux présentaient des douleurs après cette période de temps. Les animaux ont aussi supportant le poids normal en 2 jours après la chirurgie. Les infections de plaie n’ont pas été observées au cours de la péri...

Ce protocole décrit une technique d’ostéosynthèse mini-invasive utilisant une vis intramédullaire pour stabilisation normalisée des fractures du fémur, qui peut être utilisé pour analyser des os endochondral guérison chez les souris.

Un modèle mini-Invasive pour analyser Endochondral Fracture de guérison chez des souris dans des Conditions biomécaniques

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

L’objectif global de cette technique chirurgicale est de fournir des conditions standardisées pour l’analyse de la cicatrisation des fractures chez la souris. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche sur la guérison des fractures, telles que le rôle de différents facteurs de croissance dans les mécanismes de réparation osseuse. Le principal avantage de cette procédure est qu’elle peut être utilisée dans une technique peu invasive et fournir des conditions biomécaniques standardisées pour l’étude de la cicatrisation des fractures endochondrales chez la souris.Dans ce qui suit, Philipp, un étudiant, fera une démonstration de l’intervention chirurgicale. Commencez par vous assurer que tous les instruments et matériaux chirurgicaux stériles requis sont positionnés sur un chiffon d’opération directement adjacent à la table d’opération des petits animaux. Pour cette étude, des souris CD-1 mâles âgées de 12 à 14 semaines ont été utilisées.Après avoir induit l’anesthésie à l’aide d’une méthode approuvée, confirmez l’anesthésie par l’absence de réponse à un pincement de l’orteil. Appliquez un lubrifiant pour les yeux pour protéger les yeux du dessèchement pendant l’anesthésie et placez la souris anesthésiée sous un radiateur de chaleur pour maintenir la température corporelle constante. Avant la chirurgie, rasez toute la patte arrière droite et appliquez une crème dépilatoire.Au bout de cinq minutes, retirez la crème et nettoyez la jambe à l’eau. Appliquez ensuite une solution désinfectante à 96 % d’alcool. Placez la souris en position couchée sur la table d’opération des petits animaux.Dans des conditions aseptiques, pliez le genou droit pour permettre une approche antérieure des condyles du genou. À l’aide d’une lame de scalpel, effectuez une incision parapatellaire médiale de cinq millimètres au niveau du genou droit. Mobilisez soigneusement le ligament rotulien à l’aide de la lame du scalpel et de l’écouvillon.Ensuite, à l’aide d’une pince fine, déplacez la rotule latéralement afin d’exposer l’encoche intercondylienne du fémur. Ouvrez l’encoche intercondylienne exactement au milieu du fémur entre les deux condyles. Utilisez une perceuse à main avec un foret de centrage de 0,5 millimètre et commencez à percer à une vitesse lente et avec un décalage ventral de 45 degrés par rapport à l’axe du fémur.Pendant le forage, diminuez continuellement l’angle à zéro degré de décalage jusqu’à ce qu’il soit parallèle à l’axe osseux du fémur. Arrêtez le forage lorsqu’une profondeur d’un millimètre est atteinte. Insérez une aiguille de calibre 27 dans la cavité intramédullaire sur toute la longueur du fémur et alésez manuellement la cavité intramédullaire du fémur à l’aide d’un mouvement rotatif.Poussez ensuite l’aiguille vers l’avant pour perforer l’os cortical au niveau du grand trochanter de manière proximale. Retirez l’aiguille de calibre 27 et appliquez le fil de guidage à travers la partie distale du fémur. Ensuite, utilisez une lame de scalpel de taille 15 pour faire une incision cutanée proximale sur le fil de guidage.Gardez le fil de guidage en place tout en le poussant vers l’avant jusqu’à ce que les deux extrémités du fil de guidage soient à l’extérieur. Pour créer une fracture fermée définie à l’aide de la guillotine, placez la souris en position latérale avec la jambe droite sous la guillotine. Assurez-vous que la partie diaphysaire du fémur est placée au milieu de la guillotine.Laissez tomber le poids de 200 grammes à partir de la distance définie de 7,6 centimètres. Utilisez l’appareil à rayons X pour contrôler la configuration et la position de la fracture ainsi que la position du fil de guidage. Utilisez le nez à l’extrémité distale de la vis intramédullaire pour la connecter au fil-guide de 0,2 millimètre.Insérez-le dans le fémur sous une pression continue et une rotation dans le sens des aiguilles d’une montre. Cisaillez l’arbre de transmission lorsque le couple suffisant est atteint, puis retirez le fil de guidage vers l’extérieur. Repositionnez la rotule et fixez le tendon rotulien aux muscles avec une seule suture à l’aide d’une suture synthétique en polypropylène non résorbable monofilament 5-0.Utilisez des sutures simples du même matériau et de la même taille pour fermer la plaie. Utilisez l’appareil à rayons X pour contrôler radiologiquement la réduction des fragments et la position de la vis. Gardez l’animal post-chirurgical sous le radiateur de chaleur jusqu’à ce qu’il soit remis de l’anesthésie.Observez la souris jusqu’à ce qu’elle ait repris une conscience suffisante pour maintenir sa position couchée ventrale. Retournez tous les animaux postopératoires dans des cages individuelles dans l’animalerie. Surveillez attentivement les animaux tous les jours et fournissez une analgésie postopératoire à l’aide de méthodes approuvées pendant les trois premiers jours après la chirurgie.Les analyses radiologiques après deux semaines ont montré une formation évidente de tissu calleux comblant l’espace de fracture. Après cinq semaines, la fracture a été guérie et le cal périosté a été presque complètement remodelé. Les analyses histologiques du cal et de la zone de fracture après deux semaines ont montré une distribution typique de la cicatrisation endochondrale avec du tissu de particules construit au cours du processus chondrogénique et de l’os tissé.Après cinq semaines, le tissu cartilagineux a disparu et l’os tissé a été converti en os lamellaire pour reconstituer les propriétés anatomiques et de charge normales de l’os. Les analyses biomécaniques après deux semaines ont indiqué une rigidité à la flexion de 37 % par rapport à l’os controlatéral non fracturé. Après cinq semaines, la rigidité à la flexion était presque de 100 %, indiquant une guérison complète.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 20 minutes si elle est exécutée correctement. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’utiliser cette technique comme modèle standardisé pour la recherche sur la guérison des fractures.

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Les modèles animaux sont fréquemment utilisés pour imiter des lésions osseuses graves dans la recherche biomédicale. En raison de leur petite taille, l’établissement de lésions osseuses stabilisées chez la souris dépasse les capacités de la plupart des groupes de recherche. Nous décrivons ici une méthode simple pour établir et analyser les défauts fémoraux expérimentaux chez la souris.

Une simple critique de taille fémorale défauts modèle chez la souris

Bien que les modèles murins soient des outils inestimables pour l’ingénierie des tissus osseux, les modèles de défauts osseux longs sont rares. Ce besoin a motivé le développement du protocole actuel qui utilise une plaque de verrouillage avec quatre vis et un gabarit dédié pour réaliser et stabiliser un défaut reproductible, fémoral, de taille critique avec une faible morbidité.

Mise en place d&#39;un segmentaire fémoral Critical-size Defect modèle chez la souris Stabilisé par Plate ostéosynthèse

Ce protocole décrit une technique d’ostéosynthèse utilisant un clou de verrouillage intramédullaire pour la fixation standardisée des ostéotomies du fémur, qui peut être utilisée pour analyser la cicatrisation osseuse normale et défectueuse chez la souris.

Un clou intramédullaire verrouillage pour Standardized Fixation de Fémur Ostéotomies pour l&#39;analyse normale et défectueuse des os de guérison chez la souris

L’évaluation du développement des tissus dans le CAL de fracture au cours de la guérison osseuse endochondrale est indispensable pour surveiller le processus de guérison. Nous rapportons ici l’utilisation d’une résonance magnétique imagerie (IRM)-fixateur externe compatible pour le fémur de la souris pour permettre à MRI scans pendant la régénération osseuse chez la souris.

In Vivo Évaluation du développement de cals de Fracture au cours de la guérison osseuse chez la souris en utilisant un dispositif d’ostéosynthèse IRM-compatible pour le fémur de souris

Ce protocole décrit un modèle de souris de chirurgie orthopédique qui a été utilisée pour étudier les mécanismes de la neuro-inflammation postopératoire et les changements de comportement et lorsqu’il est combiné avec parabiose, pour étudier la régénération des tissus au cours du vieillissement.

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Le modèle murin fracture fémorale fermée est une plateforme puissante pour étudier la guérison des fractures et nouvelles stratégies thérapeutiques pour accélérer la régénération osseuse. L’objectif de ce protocole chirurgical est de générer des fractures fémorales fermées unilatérales chez la souris à l’aide d’une tige intramédullaire en acier pour stabiliser le fémur.

La génération des Fractures fémorales fermées chez la souris : un modèle pour étudier la guérison osseuse

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Visualisation en temps réel et l’analyse des chondrocytes blessures résultant d’un chargement mécanique des explants de Cartilage Murine Intact

Ce protocole décrit une méthode pour effectuer des fractures sur des souris adultes et surveiller le processus de guérison.

Fracture transversale du fémur de la souris avec broche stabilisatrice

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Établissement d’un modèle de fracture du fémur diaphysaire chez la souris

Ce protocole présente une méthode complète et efficace pour analyser la réparation de l’os mandibulaire. Nous décrivons une technique reproductible pour la fracture mandibulaire non stabilisée dans un modèle murin, permettant d’analyser le processus de réparation de l’os endochondral avec un minimum de lésions tissulaires et de perte osseuse.

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Le modèle de lésion de la moelle osseuse murine est un outil utile pour étudier l’ostéogenèse postnatale par ossification intramembraneuse. Ce protocole chirurgical simplifié décrit la procédure d’ablation de la moelle osseuse pour l’évaluation en aval de la formation de nouveaux os et des réponses cellulaires après une blessure.

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Apprenez une technique chirurgicale mini-invasive utilisant une vis intramédullaire pour stabiliser les fractures fémorales chez les souris CD-1. Cette méthode standardisée permet d'analyser la cicatrisation osseuse endochondrale et le rôle des facteurs de croissance dans la réparation osseuse.

Un modèle mini-Invasive pour analyser Endochondral Fracture de guérison chez des souris dans des Conditions biomécaniques

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