Name: Un modèle de souris syngénique Cancer du pancréas pour étudier les effets de l’électroporation irréversible (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Découvrez l'électroporation irréversible pour le cancer du pancréas en utilisant un modèle de souris syngénique immunocompétente. Cette méthode permet d'évaluer la croissance tumorale et la réponse immunitaire locale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

RRW a reçu le soutien pour ce travail d’une subvention de recherche concertée translationnelle financés par la pédale de Padres de San Diego C3 la Cause (#PTC2017).

Toutes les expériences animales effectuées suivant que ce protocole doit être approuvé par le Comité de l’emploi (IACUC) et un institutionnel animalier respectifs. Toutes les procédures décrites ici ont été approuvés par IACUC UCSD.
1. se procurer les animaux receveurs
Remarque : La lignée de 4580 KPC-Luc a été établie d’une tumeur provenant d’un LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX1Cre / +; LSL-ROSA26 Luc / + souris (KPC), qui est un modèle issu du génie génétique du PC sur un fond de C57BL/6. L’avantage de cette lignée cellulaire, c’est qu’il exprime constitutivement luciférase-permettant la surveillance des tumeurs dans les modèles orthotopiques. Toutefois, autres lignées cellulaires peuvent également servir tant qu’elles sont compatibles avec le bagage génétique des souris destinataires.
<ol><li>Déterminer les groupes expérimentaux et le nombre d’animaux par groupe à l’avance.</li>
	<li>Choisissez l’âge (6 - 10 - semaine vieilles souris recommandés) et le sexe des animaux utilisés selon l’hypothèse et de la lignée cellulaire utilisée.</li>
</ol>2. culture cellules
<ol><li>Utilisation Dulbecco modifiée milieu eagle (DMEM) : mélange nutritif F12 (50/50) médias contenant 10 % sérum fœtal (SVF) et 1 % antibiotique de pénicilline-streptomycine (milieux de culture complète) pour la croissance de cellules de KPC-Luc 4580.</li>
	<li>Si congelées, dégelez les cellules 4 jours avant l’implantation de la tumeur.</li>
	<li>Cultiver les cellules à 37 ° C, avec 5 % CO2 et 95 % d’humidité dans des conditions aseptiques.</li>
	<li>Trypsinize les cellules avec 0,25 % trypsine pendant 5 min à 37 ° C avant d’atteindre > 80 % confluence et neutraliser la trypsine en ajoutant deux fois le volume de milieux de culture complet. Remarque : Ces cellules n’établissent pas tumeurs efficacement chez les souris s’ils sont utilisés à la confluence de 100 % ou si elles sont repiquées pendant plus de 12 fois. Par conséquent, il est conseillé de geler les cellules à précédents passages sous confluence optimale.</li>
	<li>Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et passez à l’induction tumorale si un nombre suffisant est présent (0,5 - 1 x 106 cellules/souris). Si ce n’est pas le cas, développez les cellules pour un passage plus jusqu'à ce qu’un nombre adéquat de cellules est obtenu.</li>
</ol>3. l’induction de tumeurs SQ
<ol><li>Préparer les documents d’accompagnement : P1000 et P100 pipettes et embouts, seringue de 1 mL, 25G aiguilles, matrice de la membrane basale (BMM), de milieu DMEM de base, 1,5 mL centrifuger les tubes. Gardez tous les matériaux stériles et froids (4 ° C) jusqu'à la fin de la procédure. Aussi garder les tondeuses et les tampons d’alcool prêt à l’utilisation des animaux.</li>
	<li>Trypsinize (selon l’étape 2.4) et compter les cellules et les remettre en suspension à une concentration de 2-4 x 107 cellules/mL de DMEM froid.</li>
	<li>Ajouter un volume égal de 100 % BMM pour préparer une suspension de la dernière cellule dans 50 % BMM. Le volume final devrait s’élever à 50 µL de la suspension cellulaire pour chaque souris requis. Préparer 10 % en excès pour accommoder l’espace mort dans la seringue et toute erreur de pipettage.</li>
	<li>Aliquote la suspension dans 550 µL de volume dans des tubes à centrifuger 1,5 mL placé dans la glace.</li>
	<li>Retenir les animaux (souris de C57BL/6 mâles 6 - semaine vieux) à l’aide d’une drisse ou manuellement. Remarque : Vous pouvez également souris peuvent être anesthésiés à l’isoflurane 2,5 % dans les gaz d’oxygène à un débit de 2 L/min à l’aide d’un vaporisateur de précision.</li>
	<li>Raser le site d’injection, qui est préférablement sur un flanc au-dessus d’une jambe, avec la pince. À l’aide d’un tampon imbibé d’alcool, nettoyez l’endroit de l’injection de deux fois.</li>
	<li>Dessiner des 250 µL de suspension de cellules à une concentration finale de 1-2 x 107 cellules/mL dans une seringue de 1 mL froide et éliminez les bulles d’air en déplaçant le piston monte et descend. Fixer une aiguille 25G à la seringue et n’oubliez pas de remplir l’espace au sein de l’aiguille.</li>
	<li>Insérer l’aiguille sous la peau à un angle de 30° à l’organisme près les flancs, en veillant à ce que l’aiguille ne pas percer la cavité péritonéale ou la musculature des membres.</li>
	<li>Aplatir l’aiguille parallèle au corps et aplanir les rides sur la peau. Injecter lentement 50 µL de la suspension cellulaire. Tenez l’aiguille au point d’injection pendant 10 s pour permettre le BMM se solidifier pour éviter toute fuite.</li>
	<li>Retirer doucement l’aiguille en parallèle sans aucun mouvement latéral. Nettoyer le site d’injection avec un tampon imbibé d’alcool en douceur et relâchez le bouton de la souris à son logement. Remarque : Si la souris a été anesthésiée au cours de la procédure, surveiller l’animal jusqu'à ce qu’il retrouve ses réflexes de redressement.</li>
	<li>Surveiller la croissance de la tumeur en utilisant régulièrement les étriers jusqu'à ce qu’il atteigne 5 mm de diamètre.</li>
</ol>4. l’induction de tumeurs orthotopique
<ol><li>Préparer les documents d’accompagnement. Autoclave l’intervention chirurgicale des outils tels que ciseaux, scalpels, pilotes de l’aiguille et pointé et pince à embout plat. Garder la pratiques sutures stériles (6-0 résorbable et non résorbable 4-0), tampons alcool, tondeuses à cheveux, crème dépilatoire, Lubrifiant oculaire, gaze de coton, solution de 10 % polyvidone iodée, draps chirurgicaux, coussins chauffants, buprénorphine et agents anesthésiques.</li>
	<li>Euthanasier une souris donneur (de préférence de la même origine requise pour le modèle orthotopique) transportant une tumeur SQ KPC en utilisant une chambre de remplissage lent CO2 . La tumeur SQ soigneusement dans des conditions stériles sous une hotte de BSL-2 à l’aide de la pince stérile et microciseaux peu avant implantation orthotopique de l’accise. Au cours de l’excision de la tumeur prendre soin de ne pas perforer la cavité péritonéale et laver la tumeur immédiatement avec 2 échanges de PBS stérile.</li>
	<li>À l’aide de scalpels stériles, émincer la tumeur excisée en morceaux de3 mm 1, placez-les sur un plat de Pétri contenant froid milieu basal DMEM stérile et conserver sur la glace jusqu'à l’implantation.</li>
	<li>Administrer la souris destinataire 0.05 - 1 mg/kg buprénorphine analgésique SQ, 30 min avant la chirurgie.</li>
	<li>Anesthésier les souris bénéficiaires à l’isoflurane 2 à 3 % d’oxygène (2 L/min) à l’aide d’un vaporisateur de précision (ou autres agents anesthésiques). Garder la souris sur un 37 ° C chauffage pad pour l’intégralité de la procédure. Appliquer du lubrifiant sur les yeux pour éviter la dessiccation. Tester la profondeur de l’anesthésie par manque d’effaroucher réflexe au départ et confirmer l’anesthésie chirurgicale d’avion par le manque de réflexe pédale à une pincée de doux orteil. Maintenir l’anesthésie pendant toute la procédure chirurgicale.</li>
	<li>Placez la souris sur le dos et tourner doucement sur son côté droit pour que le côté gauche de l’abdomen est exposé. Enlever les poils abdominaux de la souris à l’aide de la crème dépilatoire et nettoyer avec de la gaze pour assurer sans cheveux libre pénètre dans l’incision de post abdomen. Préparer l’abdomen gauche d’une intervention chirurgicale à l’aide de 3 cycles de 10 % polyvidone iodée, suivie des lingettes d’alcool pour désinfecter la peau.</li>
	<li>À l’aide d’un scalpel stérile, faire une incision transversale ou oblique de 1,5 cm dans la peau, 1 cm à gauche de la ligne médiane, sous la cage thoracique, légèrement médiale de la rate. Puis, de prolonger l’incision à travers la musculature abdominale, mise en miroir de l’incision superficielle sus-jacente.</li>
	<li>Localiser la rate à l’aide de plat à bout pinces et doucement il externaliser de la cavité abdominale. Retirer la rate à l’aide d’un applicateur de coton stérile et trouver la queue du pancréas attachée au fond de la rate.</li>
	<li>À l’aide de pinces à bout plat, retirer la queue du pancréas latéralement.</li>
	<li>Ramasser un tumeur finement hachée de la souris de donneur avec la pointe d’une aiguille fine (6-0) de suture stérile et positionnez-le à l’aide d’une pince stérile.</li>
	<li>Alors qu’il se rétracter doucement la queue/corps du pancréas latéralement, insérer l’aiguille de la suture contenant le fragment de la tumeur dans la queue du pancréas. Passez la suture lentement à travers le tissu, tenant la tumeur au contact de la queue du pancréas. Appliquer une ou deux sutures supplémentaires selon l’orientation du fragment en ce qui concerne le tissu.</li>
	<li>Retirer complètement l’aiguille du tissu et de garder la pancréas/rate externalisée pour un 60 supplémentaires s lors de l’inspection pour déceler tout signe d’hémorragie ou de fuite. Ensuite, les internaliser doucement dans la cavité abdominale à l’aide de forceps émoussé.</li>
	<li>Fermer la musculature abdominale à l’aide d’une suture résorbable 6-0 soit avec une couture continue ou discontinue et fermer la peau sus-jacente à l’aide d’un 3-0 à 6-0 interrompu une suture non résorbable. Interrompre l’anesthésie à ce stade.</li>
	<li>Laissez la souris récupérer dans sa cage maison avec libre accès à la nourriture et l’eau. Placer la cage sur un coussin chauffant pour faciliter la récupération. Surveiller les signes vitaux comme la respiration, perfusion etc., pendant le processus de récupération.</li>
	<li>Confirmer les signes du réflexe de redressement, une fois que la souris récupère, et puis retour de la cage peut à un logement ordinaire.</li>
	<li>Administrer la buprénorphine 0,05 - 0,1 mg/kg toutes les 8-12 h après l’intervention si nécessaire pour des signes de douleur et 8-12 h après la chirurgie.</li>
	<li>Surveiller la croissance de la tumeur en utilisant une bioluminescence in vivo , système d’imagerie (voir la Table des matières).<ol>
<li>Suivez la croissance tumorale par imagerie commençant au jour 4 après implantation orthotopique et effectuer deux fois par semaine d’imagerie.</li>
		<li>Le jour de l’imagerie, administrer (injection intrapéritonéale) 30 mg/kg D-luciférine à une anesthésié souris destinataire (isoflurane 2 à 3 % d’oxygène (2 L/min)) 10 min avant l’imagerie.</li>
		<li>Image pour l’activité de la luciférase au réglage de luminescence sans aucun filtre d’émission pendant un minimum de 5 s d’exposition dans un imageur de luminescence avec platine chauffante libre auto-fluorescence et tout en conservant l’anesthésie chez la souris.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. IRE des tumeurs SQ
<ol><li>Préparer les documents d’accompagnement : carré vague électroporateur, pédale de sécurité, électrodes (tableau d’aiguille par rapport aux pinces-trode) et adaptateurs. Garder les sutures stériles (non résorbable 4-0), tampons alcool, tondeuses à cheveux, crème dépilatoire, Lubrifiant oculaire, gaze de coton, buprénorphine et anesthésiques également à proximité.</li>
	<li>Stériliser la pince à épiler ou aiguille électrodes de tableau à l’aide de stérilisation au gaz. Passage à l’autoclave n’est pas recommandé. Utiliser un stérilisateur de perle de verre pour stériliser les électrodes entre animaux.</li>
	<li>Administrer la buprénorphine 0,05 - 0,1 mg/Kg pour les souris de tumeur-roulement 30 min avant l’intervention.</li>
	<li>Suivez les étapes 4.4-4.5 pour provoquer l’anesthésie chez les souris avec succès une fois que l’implant SQ tumeur atteint 5 mm de diamètre.</li>
	<li>Placez la souris anesthésiée sur le côté pour accéder à la tumeur SQ sur le flanc. Enlever les poils à l’aide de tondeuses et peau propre à l’aide d’un tampon imbibé d’alcool.</li>
	<li>Pour les tumeurs SQ, utiliser des électrodes de tableau 2-aiguille. Élever la peau directement sous le site de la tumeur avec une pincette et insérer les électrodes à travers la peau parallèle au corps en vous assurant qu’ils ne pénètrent pas dans la cavité péritonéale. Une fois à travers la peau, placer les électrodes de telle manière qu’ils étrier de la tumeur.</li>
	<li>Le programme de l’électroporateur de livrer 100 µs impulsions à une fréquence de 1 Hz à 1 500 V/cm pour un total de 150 pulsations. Livrer les impulsions à l’aide de la pédale. Séparer chaque série de 10 impulsions de 10 s, afin de permettre la dissipation de chaleur et de confirmer la position correcte des électrodes. Remarque : Sans l’utilisation d’agents paralytique, souris connaîtra des contractions musculaires avec IRE qui peuvent provoquer des déplacements des électrodes à moins sécurisés manuellement.</li>
	<li>Retirez les électrodes après l’administration complète, qui ne doivent pas dépasser 200 Record s. livrée de la tension réelle, qui est affiché sur l’électroporateur. Laissez les souris récupérer après IRE comme par les Etapes 4.14-4.16.</li>
</ol>6. IRE des tumeurs orthotopique
NOTE : IRE des tumeurs orthotopique implique une deuxième chirurgie de survie sur la même souris, ce qui nécessite une approbation spéciale de IACUC local avant de commencer.
<ol><li>Préparer le matériel requis : stériliser les instruments chirurgicaux tels que ciseaux, scalpels, pilotes de l’aiguille, fait des pinces et pinces à bout plat. Prendre ce qui suit est proche ainsi : sutures stériles (6-0 résorbable et non résorbable 4-0), tampons alcool, tondeuses à cheveux, crème dépilatoire, Lubrifiant oculaire, gaze de coton, 10 % solution de polyvidone iodée, draps chirurgicaux, coussins chauffants, électroporateur d’onde carrée, pédale de sécurité, électrodes et leurs adaptateurs, buprénorphine et anesthésiques.</li>
	<li>Évaluer les souris pour la croissance de tumeur orthotopique par l’imagerie in vivo (Voir l’étape 4.17) par injection de 30 mg/kg de D-luciférine par voie intrapéritonéale. Remarque : Les tumeurs orthotopique sont idéales pour IRE traitement 8 à 10 jours après la nidation lorsque les tumeurs sont clairement visibles et encore confiné au pancréas comme on le voit sur les images de luminescence luciférase (voir les Résultats de représentant).</li>
	<li>Suivez les étapes 4.4-4.9, pour localiser la tumeur implantée. Si la tumeur n’est pas facile à localiser, utilisez une pince nez émoussée pour déplacer l’estomac et la rate doucement pour identifier la tumeur.</li>
	<li>Externaliser la tumeur avec une pince nez émoussé et capturer la tumeur étroitement avec les électrodes de platine de la pince à épiler-trode. Livrer les impulsions d’électroporation comme programmé à l’étape de 5,7 à l’aide de l’onde carrée électroporateur par lots de 10 impulsions contrôlées par la pédale de commande.</li>
	<li>Garder la tumeur externalisée pour au moins 60 post s IRE pour surveiller tout signe d’hémorragie. Remettez la tumeur dans la cavité abdominale et refermer l’incision comme décrits plus tôt (étapes 4.13-4.16) et contrôler la souris jusqu'à ce qu’il récupère.</li>
	<li>Surveiller les effets de l’IRE sur la croissance tumorale in vivo luciférase imagerie comme par l’Etape 4,17.</li>
</ol>

<ol><li>Rahib, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projecting+cancer+incidence+and+deaths+to+2030%3A+the+unexpected+burden+of+thyroid%2C+liver%2C+and+pancreas+cancers+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Projecting cancer incidence and deaths to 2030: the unexpected burden of thyroid, liver, and pancreas cancers in the United States.</a> Cancer Res. 74 (11), 2913-2921 (2014).</li>
<li>Howlader, N., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHowlader%2C+N+%22SEER+Cancer+Statistic+Review%2C+1975-2013%22">SEER Cancer Statistic Review, 1975-2013</a>. , 
 <a target="_blank" href="http://seer.cancer.gov/csr/1975_2013/">http://seer.cancer.gov/csr/1975_2013/</a> (1975).</li>
<li>Clark, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+the+immune+reaction+to+pancreatic+cancer+from+inception+to+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Dynamics of the immune reaction to pancreatic cancer from inception to invasion.</a> Cancer Res. 67 (19), 9518-9527 (2007).</li>
<li>Lee, E. W., Loh, C. T., Kee, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+guided+percutaneous+irreversible+electroporation%3A+ultrasound+and+immunohistological+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22Technol+Cancer+Res+Treat%22%5BJournal%5D)">Imaging guided percutaneous irreversible electroporation: ultrasound and immunohistological correlation.</a> Technol Cancer Res Treat. 6 (4), 287-294 (2007).</li>
<li>Charpentier, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Irreversible+electroporation+for+the+ablation+of+liver+tumors%3A+are+we+there+yet%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Irreversible electroporation for the ablation of liver tumors: are we there yet?</a> Arch Surg. 147 (11), 1053-1061 (2012).</li>
<li>Narayanan, G. <a target="_blank" href="https://www.thieme-connect.com/products/ejournals/abstract/10.1055/s-0035-1564706">Irreversible Electroporation.</a> Seminars in Interventional Radiology. 32 (4), 349-355 (2015).</li>
<li>Martin, R. C. 2nd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+200+locally+advanced+%28stage+III%29+pancreatic+adenocarcinoma+patients+with+irreversible+electroporation%3A+safety+and+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Treatment of 200 locally advanced (stage III) pancreatic adenocarcinoma patients with irreversible electroporation: safety and efficacy.</a> Ann Surg. 262 (3), 486-494 (2015).</li>
<li>Belfiore, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+CT-guided+irreversible+electroporation+followed+by+chemotherapy+as+a+novel+neoadjuvant+protocol+in+locally+advanced+pancreatic+cancer%3A+Our+preliminary+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Percutaneous CT-guided irreversible electroporation followed by chemotherapy as a novel neoadjuvant protocol in locally advanced pancreatic cancer: Our preliminary experience.</a> Int J Surg. 21 Suppl 1, S34-S39 (2015).</li>
<li>Belfiore, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concurrent+chemotherapy+alone+versus+irreversible+electroporation+followed+by+chemotherapy+on+survival+in+patients+with+locally+advanced+pancreatic+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Oncol%22%5BJournal%5D)">Concurrent chemotherapy alone versus irreversible electroporation followed by chemotherapy on survival in patients with locally advanced pancreatic cancer.</a> Med Oncol. 34 (3), 38(2017).</li>
<li>Chu, K. F., Dupuy, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+ablation+of+tumours%3A+biological+mechanisms+and+advances+in+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Thermal ablation of tumours: biological mechanisms and advances in therapy.</a> Nat Rev Cancer. 14 (3), 199-208 (2014).</li>
<li>Wissniowski, T. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+tumor-specific+T+lymphocytes+by+radio-frequency+ablation+of+the+VX2+hepatoma+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Activation of tumor-specific T lymphocytes by radio-frequency ablation of the VX2 hepatoma in rabbits.</a> Cancer Res. 63 (19), 6496-6500 (2003).</li>
<li>Eros de Bethlenfalva-Hora, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiofrequency+ablation+suppresses+distant+tumour+growth+in+a+novel+rat+model+of+multifocal+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Sci+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Radiofrequency ablation suppresses distant tumour growth in a novel rat model of multifocal hepatocellular carcinoma.</a> Clin Sci (Lond). 126 (3), 243-252 (2014).</li>
<li>Zerbini, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiofrequency+thermal+ablation+for+hepatocellular+carcinoma+stimulates+autologous+NK-cell+response%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Radiofrequency thermal ablation for hepatocellular carcinoma stimulates autologous NK-cell response.</a> Gastroenterology. 138 (5), 1931-1942 (2010).</li>
<li>Ali, M. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+dendritic+cells+by+local+ablation+of+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Activation of dendritic cells by local ablation of hepatocellular carcinoma.</a> J Hepatol. 43 (5), 817-822 (2005).</li>
<li>Fietta, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+inflammatory+response+and+downmodulation+of+peripheral+CD25%2BFoxp3%2B+T-regulatory+cells+in+patients+undergoing+radiofrequency+thermal+ablation+for+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Immunol%22%5BJournal%5D)">Systemic inflammatory response and downmodulation of peripheral CD25+Foxp3+ T-regulatory cells in patients undergoing radiofrequency thermal ablation for lung cancer.</a> Hum Immunol. 70 (7), 477-486 (2009).</li>
<li>Jiang, C., Davalos, R. V., Bischof, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+basic+to+clinical+studies+of+irreversible+electroporation+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A review of basic to clinical studies of irreversible electroporation therapy.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 62 (1), 4-20 (2015).</li>
<li>Neal, R. E. 2nd, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+local+and+systemic+anti-tumor+efficacy+for+irreversible+electroporation+in+immunocompetent+versus+immunodeficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Improved local and systemic anti-tumor efficacy for irreversible electroporation in immunocompetent versus immunodeficient mice.</a> PLoS One. 8 (5), e64559(2013).</li>
<li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trp53R172H+and+KrasG12D+cooperate+to+promote+chromosomal+instability+and+widely+metastatic+pancreatic+ductal+adenocarcinoma+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice.</a> Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).</li>
<li>Safran, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+reporter+strain+for+noninvasive+bioluminescent+imaging+of+cells+that+have+undergone+Cre-mediated+recombination%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging%22%5BJournal%5D)">Mouse reporter strain for noninvasive bioluminescent imaging of cells that have undergone Cre-mediated recombination.</a> Mol Imaging. 2 (4), 297-302 (2003).</li>
<li>Martin, R. C. 2nd, McFarland, K., Ellis, S., Velanovich, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Irreversible+electroporation+in+locally+advanced+pancreatic+cancer%3A+potential+improved+overall+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg+Oncol%22%5BJournal%5D)">Irreversible electroporation in locally advanced pancreatic cancer: potential improved overall survival.</a> Ann Surg Oncol. 20 Suppl 3, S443-S449 (2013).</li>
<li>Neal, R. E., Garcia, P. A., Robertson, J. L., Davalos, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Characterization+and+Numerical+Modeling+of+Tissue+Electrical+Conductivity+during+Pulsed+Electric+Fields+for+Irreversible+Electroporation+Treatment+Planning%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Experimental Characterization and Numerical Modeling of Tissue Electrical Conductivity during Pulsed Electric Fields for Irreversible Electroporation Treatment Planning.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 59 (4), 1076-1085 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucune divulgation financière pertinente.

Dans cette étude, nous avons démontré un modèle de souris immunocompétentes pour PC qui peut être utilisé pour étudier les effets de l’IRE sur la croissance de la tumeur. Actuellement, IRE est utilisé comme une technique d’ablation non-thermique uniquement chez les patients de PC localement avancés hautement sélectionnés qui n’ont pas de progression de la maladie lointain après des mois de thérapie préopératoire. Son utilisation a donc été limitée car la plupart des patients avec PC localement avancés développent lointai...

Adénocarcinome canalaire pancréatique (PC) devrait pour devenir la deuxième cause de décès par cancer aux Etats-Unis autour de 2020,1. La grande majorité des patients diagnostiqués avec PC finira par mourir de maladie métastatique lointain2. Le microenvironnement de la PC est notoirement immunosuppresseur et CHIMIOMORESISTANT. Son stroma desmoplastique contient une rareté des lymphocytes T effecteurs (anti-tumor) et une proéminence des leucocytes immunosuppresseurs, y compris les macrophages associées à la tumeur (EAPV), (MDSCs) des cellules myéloïde suppresseur dérivée et regulatory T cells (Tregs)3 . Elles sous-tendent la nécessité d’élaborer des stratégies multimodales qui contrebalancent ces effets du microenvironnement.
IRE a été conçu comme une méthode non thermiques de l’ablation de la tumeur. Contrairement aux techniques d’ablation thermique, IRE ne provoque pas de nécrose coagulantes rapide mais au contraire se traduit par apoptose progressive de mort cellulaire4. Ce qui est important pour les tumeurs du pancréas, IRE n’est pas vulnérable aux effets de « radiateur » et peut être effectuée juste à côté de vaisseaux sanguins5. Cette technologie a l’autorisation 510 (k) de la FDA6 et est actuellement utilisée sur le plan clinique, pour des patients sélectionnés localement avancé ou borderline résécables cancer du pancréas. Dans la plus grande série publiée d’IRE pour PC7, la survie médiane des patients subissant une IRE était environ double la survie des patients traités par chimiothérapie moderne seule sans résection8,9.
Plusieurs études ont démontré que l’ablation thermique induit une réponse immunitaire systémique dans d’autres types de tumeur (examinées par Chu et al. 10).11,12, y compris une augmentation dans les cellules activées tueuses naturelles (NK) de patients du cancer hépatocellulaire13, infiltre l’ablation par radiofréquence (RFA) dans la tumeur animaux modèles conduit à une augmentation des lymphocytes T 14et une diminution des Tregs immunosuppresseurs dans le poumon cancer patients15. Un nombre beaucoup plus restreint d’études ont examiné immunitaire, micro-environnementales et les réponses de la blessure à IRE16. IRE a été montré pour stimuler une réponse immunitaire systémique dans les modèles de souris immunocompétentes dans lequel la croissance des allogreffes de cellules rénales (controlatéral) secondaire a été réduite ou empêchée par IRE d’une tumeur primaire deux semaines plus tôt17. Ils ont également observé que les souris immunocompétentes exigeait moins de tension pour une régression complète que ne souris immunodéprimées. Il a émis l’hypothèse que IRE peut entraîner dans la présentation des antigènes améliorée par rapport à la nécrose coagulantes d’ablation thermique, mais cela n’a pas été spécifiquement étudiée.
Nous avons développé un modèle de souris syngénique du PC de la lignée cellulaire de KPC-Luc 4580 (cadeau de J.J. Yeh à l’Université de Caroline du Nord), qui a été dérivé d’une tumeur qui a mis au point dans un mâle LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX1Cre / +; LSL-ROSA26 Luc / + souris, pour étudier les effets les et systémiques de l’IRE18,19. Cette lignée de cellules exprimant luciférase est immunogène et aussi tumorigène chez les souris C57BL/6 immunocompétents lorsque injecté SQ ou orthotopically et fiable produit des métastases hépatiques lorsqu’elle est injectée dans la rate. Nous avons utilisé un générateur d’impulsions programmable onde carrée pour fournir 100 µs impulsions électriques dans un rapport de tension/distance de 1 500 V/cm à l’aide d’une sonde deux-aiguille (séparés par 5 mm) ou platine brucelles-trodes aux tumeurs SQ ou orthotopique, respectivement, en souris pour modéliser les effets de la IRE dans un petit animal.

<table><tbody><tr><td>ECM 830 électroporateur à ondes carrées</td><td>Harvard Apparatus</td><td>BTX # 45-0002 ( 58018-004 )</td><td></td></tr><tr><td>2 aiguille réseau d’électrodes</td><td>Harvard Apparatus</td><td>45-0167</td><td></td></tr><tr><td>Pédale de sécurité</td><td>Harvard Apparatus</td><td>45-0211</td><td></td></tr><tr><td>Platinum Tweezer-trode</td><td>Harvard Apparatus</td><td>&nbsp ; 45-0486</td><td></td></tr><tr><td>DMEM-F12 média</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11320-033</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10437028</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Corning&nbsp ;</td><td>354230</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Sigma-Aldrich, Inc.</td><td></td><td></td>792632</tr><tr><td>Lacrilube</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td></td>19090646</tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td></td>NC1292810</tr><tr><td>D-luciferrine</td><td>Perkin Elmer</td><td>122799</td><td></td></tr><tr><td>IVIS. Système d’imagerie in vivo Perkin</td><td>Elmer</td><td>124262</td><td></td></tr><tr><td>souche de souris C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory&nbsp ;</td><td>000664/Black 6</td><td></td></tr><tr><td>Cell line (KPC-Luc 4580)</td><td>J.J. Yeh Lab à l’Université de Caroline</td><td></td><td></td>du Nord</tr><tr><td>Aiguilles de seringue BD Precisionglide</td><td>Sigma-Aldrich, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Écouvillon d’alcool Z192406 (alcool isopropylique à 70 %)</td> <td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Pieds à coulisse numériques</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14-648-17</td><td></td></tr><tr><td>Scalpels jetables, stériles</td><td>VWR</td><td>21909</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à pointe de coton</td><td>VWR</td><td>89198</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de suture, 45 cm, taille 6-0</td><td>Appareil de Harvard</td><td>72-3308</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de suture, 45 cm, taille 4-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-3314</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iode 10 %</td><td>BD</td><td>29900-404</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant jetable&nbsp ;</td><td>KENT SCIENTIFIC CORP.</td><td>TP-3E</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux de souris</td><td>KENT SCIENTIFIC CORP.</td><td>CL8787</td><td></td></tr><tr><td>Champ chirurgical</td><td>Harvard Apparatus</td><td>59-7421</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10010023</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle de souris syngénique cancer du pancréas pour étudier les effets de l’électroporation irréversible

A Syngeneic Pancreatic Cancer Mouse Model to Study the Effects of Irreversible Electroporation

Cancer du pancréas (PC), une maladie qui tue environ 40 000 patients chaque année aux Etats-Unis, a échappé avec succès plusieurs approches thérapeutiques, y compris les stratégies immunothérapeutiques prometteurs. Électroporation irréversible (IRE) est une technique d’ablation non thermique qui induit la mort des cellules tumorales sans destruction des structures adjacentes de collagènes, permettant ainsi la procédure à effectuer dans les tumeurs très proche des vaisseaux sanguins. Contrairement aux techniques d’ablation thermique, IRE se traduit par la mort cellulaire par apoptose progressive, ainsi que l’ablation immédiate induite par nécrose et est actuellement dans l’utilisation clinique des patients sélectionnés avec PC localement avancé. Un ablatif, procédure spécifique non ciblés comme IRE peut induire une myriade de réponses dans le microenvironnement tumoral. Quelques études ont abordé les effets de l’IRE sur la croissance tumorale dans d’autres types de tumeur, mais aucun n’ont porté sur PC. Nous avons développé un modèle de souris syngénique de PC dans lequel sous-cutanée (SQ) et l’orthotopic tumeurs peuvent être traités avec succès avec IRE dans un milieu hautement contrôlé, facilitant les diverses études longitudinales post procédure. Ce modèle animal constitue un système robuste pour étudier les effets de l’IRE et les moyens d’améliorer l’efficacité clinique de l’IRE.

Nous avons suivi la procédure décrite ci-dessus et September 5-6 semaine vieilles souris C57BL/6 de type sauvage inoculés avec 1 x 106 cellules avec 50 % de tumeurs SQ BMM. Lorsque la taille de la tumeur a atteint 5-6 mm de diamètre, quelques-uns des souris ont été euthanasiés, leurs tumeurs ont été excisées et implantés orthotopically chez les souris C57BL/6 un destinataire. IRE a effectué 10 jours après la nidation, comme le montre la chronologie sur la F...

Électroporation irréversible (IRE) est une technique d’ablation non thermique utilisée pour le traitement du cancer du pancréas localement avancé. Etant une technique relativement nouvelle, les effets de l’IRE sur la croissance de tumeur sont mal compris. Nous avons développé un modèle de souris syngénique qui facilite l’étude des effets des IRE sur le cancer du pancréas.

Un modèle de souris syngénique Cancer du pancréas pour étudier les effets de l’électroporation irréversible

Pancreatic cancer (PC), a disease which kills approximately 40,000 patients each year in the US, has successfully evaded several therapeutic approaches ...

L’objectif global de ce modèle est d’étudier les effets de l’électroporation irréversible ou IRE sur le cancer du pancréas chez des souris immunocompétentes. Ce modèle peut aider à répondre à de nombreuses questions clés concernant le rôle de l’IRE dans le cancer du pancréas. Par exemple, comment l’IRE affecte-t-il le microenvironnement tumoral local ?Le principal avantage de ce modèle est qu’il facilite l’évaluation précise de la croissance tumorale dans un système immunocompétent, sans nécessiter de modèles de souris knock-out ou mutantes. Cette méthode peut donner un aperçu des effets de l’IRE sur le système immunitaire, dans un modèle murin immunocompétent de cancer du pancréas. Pour l’induction d’une tumeur sous-cutanée, rasez d’abord le site d’injection sur une souris C57 noire six ans anesthésiée de six semaines et utilisez un tampon d’alcool pour nettoyer le site deux fois.Ensuite, chargez une seringue froide d’un millilitre avec une à deux fois dix à sept cellules par millilitre et 250 microlitres de matrice de membrane basale. Fixez une aiguille de calibre 25 à la seringue et chargez l’aiguille avec la suspension de cellules tumorales. Appuyez et rétractez le piston plusieurs fois pour éliminer les bulles d’air.Insérez soigneusement l’aiguille sous la peau du site d’injection, à un angle de 30 degrés. Avec l’aiguille parallèle au corps, injectez lentement 50 microlitres de cellules tumorales. Après 10 secondes, retirez lentement l’aiguille, en la maintenant parallèle sans aucun mouvement latéral, et nettoyez doucement le site d’injection avec un tampon imbibé d’alcool, avant de remettre la souris dans sa cage.Lorsque la tumeur atteint cinq à sept millimètres, utilisez des pinces stériles et des micro-ciseaux pour exciser la tumeur sous-cutanée, dans des conditions stériles dans une cagoule de niveau de biosécurité deux, en prenant soin de ne pas perforer la cavité péritonéale. Lavez immédiatement la tumeur excisée, deux fois, dans du PBS stérile. Et utilisez des scalpels stériles pour hacher la tumeur en un à deux morceaux de millimètre cube.Ensuite, transférez les morceaux de tumeur dans une boîte de Pétri, contenant un milieu basal DMEM froid et stérile sur de la glace. Pour implanter les fragments de tumeur, après avoir confirmé une absence de réponse au pincement de l’orteil, appliquez une pommade sur les yeux de l’animal récepteur anesthésié et placez la souris sur son côté droit, de sorte que le côté gauche de l’abdomen soit exposé. Retirez les poils abdominaux avec de la crème dépilatoire et retirez la crème avec de la gaze.Après avoir désinfecté la peau exposée avec trois lingettes séquentielles de povidone à 10 % plus iode et alcool, utilisez un scalpel stérile pour faire une incision de 1,5 centimètre dans la peau, un centimètre à gauche de la ligne médiane, sous la cage thoracique et légèrement médiale à la rate. Extériorisez doucement la rate à l’aide d’une pince à bout plat et d’un applicateur en coton stérile, et utilisez la pince pour rétracter latéralement la queue du pancréas, au bas de la rate. À l’aide d’une pince stérile, saisissez un morceau de tumeur finement haché et passez une fine aiguille de suture stérile 6-O à travers le morceau.Insérez l’aiguille contenant le fragment de tumeur dans la queue du pancréas, en passant lentement la suture à travers le tissu. Veillez à éviter tout contact entre la tumeur et la musculature de la paroi abdominale et le péritoine, afin d’éviter l’ensemencement de la tumeur. Lorsque le fragment de tumeur a été fixé, retirez complètement l’aiguille du tissu et maintenez les organes complètement extériorisés, pendant 60 secondes supplémentaires, tout en inspectant tout signe d’hémorragie.Si aucun saignement n’est observé, utilisez une pince émoussée ou un applicateur à embout en coton pour ramener doucement la rate, le pancréas et la tumeur dans la cavité abdominale. Avant que la tumeur n’atteigne six millimètres de diamètre, placez l’animal anesthésié sur son côté droit pour permettre l’accès à la tumeur, et utilisez une tondeuse et un tampon d’alcool pour nettoyer le site de la tumeur. À l’aide d’une pince, élevez la peau directement sous la tumeur et insérez deux électrodes à travers la peau, parallèlement au corps, pour encadrer la tumeur, en veillant à ce que les électrodes ne pénètrent pas dans la cavité péritonéale.Réglez l’électroporateur pour qu’il délivre des impulsions de 100 microsecondes à une fréquence d’un hertz, à 1500 volts par centimètre, pour un total de 150 impulsions, et utilisez la pédale pour délivrer les impulsions, en séparant chaque série de 10 impulsions par 10 secondes, pour permettre la dissipation de la chaleur entre chaque série d’impulsions. Comme les contractions musculaires se produisent pendant l’administration de l’IRE et sont plus prononcées pendant la série initiale d’impulsions, assurez-vous que les électrodes sont toujours à l’endroit souhaité et que l’animal est toujours sous sédatif après chaque série d’impulsions. Après pas plus de 200 secondes de dosage, retirez les électrodes et enregistrez la tension réelle délivrée, telle qu’affichée sur l’électroporateur.Ensuite, remettez la souris dans sa cage. Pour l’IRE d’une tumeur orthotopique, huit à 10 jours après l’implantation de la tumeur, utilisez une pince à bec émoussé pour extérioriser la tumeur avec la pince, et capturez étroitement la tumeur avec les électrodes de platine de la pince à épiler, délivrez les impulsions d’électroporation, comme cela vient d’être démontré, en maintenant la tumeur extériorisée pour la dernière série d’impulsions, pendant au moins 60 secondes, pour surveiller tout signe d’hémorragie. Ensuite, ramenez la tumeur dans la cavité abdominale et fermez l’incision, comme démontré, en surveillant l’animal jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli.Dans cette expérience représentative, les tumeurs sous-cutanées, chez près de 50 % des souris, ont complètement régressé après 150 impulsions IRE, avec seulement une régression mineure après 75 impulsions. L’analyse histologique du tissu tumoral, une semaine après l’IRE, a révélé de grandes régions de nécrose tumorale centrale, qui n’ont pas été observées chez les tumeurs témoins, non traitées, et qui étaient flanquées de tissu tumoral vivant, en cas de régression tumorale incomplète. Le suivi des taux de croissance des tumeurs orthotopiques implantées a révélé une croissance tumorale constante au fil du temps chez les animaux receveurs, qui pourrait également être perturbée par l’IRE, démontrant la capacité de ce modèle à simuler les effets de l’IRE, dans un modèle murin immunocompétent.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 15 minutes par souris, si elle est correctement exécutée. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de maintenir la taille de la tumeur à la distance de travail des électrodes IRE disponibles, car les tumeurs plus grandes produiront des réponses incohérentes en raison d’une ablation incomplète. D’autres approches de traitement, telles que la radiothérapie ou la chimiothérapie, peuvent également être utilisées pour répondre à des questions supplémentaires sur la question de savoir si la combinaison de traitements peut améliorer les réponses tumorales à l’IRE.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’établir des cancers du pancréas sous-cutanés et orthotopiques chez la souris, et comment effectuer une IRE sur ces tumeurs.

a-syngeneic-pancreatic-cancer-mouse-model-to-study-effects

Research

Recherche

JoVE Journal

Cancer Research

Recherche sur le cancer

La vidéo explique une méthode chirurgicale par étapes pour l’implantation orthotopique d’un fragment de tumeur d’un donneur cancéreux dans le pancréas d’une souris receveuse non cancéreuse pour le développement d’un cancer du pancréas. Le PDAC implanté orthotopiquement pourrait recapturer le microenvironnement tissulaire des cancers du pancréas humains avec plus de précision que les modèles sous-cutanés conventionnels.

Greffe de tumeur orthotopique par homogreffe : une technique pour générer des modèles murins de tumeurs pancréatiques

Cette vidéo décrit la procédure d’électroporation irréversible (IRE) pour l’ablation non thermique des tumeurs pancréatiques chez la souris. Les tumeurs sous-cutanées (SQ) et orthotopiques peuvent être traitées avec succès par IRE dans un cadre hautement contrôlé, facilitant ainsi diverses études post-procédure.

Électroporation irréversible : une technique d’ablation d’une tumeur pancréatique chez la souris

Cette vidéo montre le protocole d’implantation orthotopique de cellules cancéreuses du pancréas exprimant des protéines fluorescentes vertes dans le pancréas de la souris. Le modèle murin orthotopique aide à étudier l’efficacité de nouvelles thérapies sur les tumeurs primaires et métastatiques.

Modèle de souris orthotopique fluorescente : implantation de cellules cancéreuses exprimant la GFP dans une souris pour évaluer la progression tumorale in vivo

Cette vidéo présente un modèle orthotopique de cancer du pancréas qui utilise Matrigel pour l’administration de cellules localisées et l’imagerie de bioluminescence in vivo pour le suivi non invasif de la progression tumorale. Le modèle orthotopique est adapté à la fois aux modèles syngéniques et aux modèles de xénogreffes et pourrait être utilisé dans des essais précliniques pour étudier l’impact de nouvelles thérapies anticancéreuses sur la croissance de la tumeur pancréatique primitive et...

Modèle murin de cancer du pancréas orthotopique bioluminescent : une technique non invasive pour surveiller la progression du cancer chez la souris

Un modèle murin de métastases hépatiques préclinique réalisée par une technique d'injection de hemispleen.

Un préclinique modèle murin de métastases hépatiques

L’objectif de ce protocole est d’appliquer l’imagerie par résonance magnétique améliorée par contraste dynamique (DCE-MRI) pour les xénogreffes de tumeurs pancréatiques orthotopiques chez la souris. DCE-MRI est une méthode non invasive pour analyser la microvascularisation dans un tissu cible, et utile pour évaluer la réponse vasculaire dans une tumeur après une nouvelle thérapie.

Contraste dynamique amélioré imagerie par résonance magnétique d&#39;un modèle orthotopique cancer du pancréas de souris

Une procédure visant à implanter orthotopiquement des cellules cancéreuses du pancréas exprimant des protéines fluorescentes vertes (PANC-1 GFP) dans le pancréas de souris Balb-c Ola Hsd-Fox1nu afin d’évaluer la progression tumorale et les métastases est présentée ici.

Fluorescent modèle de souris orthotopique de cancer du pancréas

Nous décrivons un protocole pour l'implantation guidée d'ultrason des lignes canalaires canalaires canalaires d'adénocarcinome murine-dérivées de l'adénocarcinome de voie inole directement dans le site indigène de tumeur. Cette approche a eu comme conséquence les tumeurs pancréatiques détectables par balayage d'ultrason dans un délai de 2-4 semaines de l'injection, et a réduit de manière significative l'ensemencement de cellules de tumeur proportion sur la paroi péritonéale par rapport à...

Implantation orthotopique guidée par ultrasons de l'adénocarcinome ductal pancréatique murine

Dans le contexte clinique, les patients atteints d’un cancer pancréatique localisé subiront une pancréatectomie suivie d’un traitement adjuvant. Ce protocole rapporté ici vise à établir une méthode sûre et efficace de modélisation de ce scénario clinique chez les souris nues, par l’implantation orthotopic du cancer pancréatique suivie de pancreatectomy et de splenectomy distaux.

Un modèle murin de résection orthotopique du cancer du pancréas

Les allogreffes orthotopiques syngéniques de souris d’adénocarcinome canalaire pancréatique (PDAC) récapitulent la biologie, les phénotypes et les réponses thérapeutiques des sous-types de maladies. En raison de leur progression tumorale rapide et reproductible, ils sont largement utilisés dans les études précliniques. Ici, nous montrons des pratiques courantes pour générer ces modèles, en injectant des cultures PDAC murines syngéniques dans le pancréas.

Allogreffes orthotopiques de souris syngéniques pour modéliser le cancer du pancréas

Le présent protocole décrit une nouvelle approche de modélisation de la pancréatite obstructive chronique, qui implique la visualisation du canal pancréatique et l’électrocoagulation du canal pancréatique pour provoquer l’obstruction du canal pancréatique.

Un modèle de pancréatite chronique obstructive établi par électrocoagulation

Découvrez l'électroporation irréversible pour le cancer du pancréas en utilisant un modèle de souris syngénique immunocompétente. Cette méthode permet d'évaluer la croissance tumorale et la réponse immunitaire locale.

Un modèle de souris syngénique Cancer du pancréas pour étudier les effets de l’électroporation irréversible

Explorer plus de vidéos