Name: Composition corporelle et l’analyse mise en cage métabolique in Mice Fed graisse haute (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
Description: Découvrez l'analyse de composition corporelle et le suivi métabolique chez la souris. Cette méthode non invasive permet de mesurer la masse grasse et maigre ainsi que la dépense énergétique pour étudier l'obésité induite par régime riche en graisses.

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Nous remercions le personnel de la recherche médicale Alfred et équipe éducation Precinct Animal Services (AMREP AS) pour leur assistance et l’entretien les souris utilisées dans cette étude et pour la prise en charge du schéma opérationnel Infrastructure prend en charge de l’état de l’époque victorienne Gouvernement.

Toutes les expériences décrites ont été approuvées par l’Alfred Medical Research Education Precinct Animal Ethics Committee (AMREP AEC) et de souris ont reçu des soins compatissants en ligne avec la santé nationale et du Medical Research Council (NHMRC) des lignes directrices de l’Australie sur Expérimentation animale. Les animaux étaient administrés à leur régime alimentaire et l’eau prescrites ad libitum et abrité au sein d’un environnement contrôlé en température (~ 21-22 ° C) avec une lumière de 12 h et 12 h-dark cycle. Sept semaines vieilles souris mâles (sur un fond de C57Bl/6J) recevaient des diètes régulières chow normal (énergie contenu 14,3 MJ/kg, composé de 76 % de kJ de glucides, 5 % de matières grasses, 19 % de protéines ; voir Table des matières) ou pour le groupe de graisse-alimentation élevé, une haute teneur en graisses pour maigrir (HFD) () 19 MJ/kg, composé de 36 % de kJ d’hydrates de carbone, 43 % de matière grasse, protéine de 21 %, spécialité se nourrit du contenu énergétique) pendant 3 semaines. Poids et Mensurations de composition à l’aide d’une machine de EchoMRI ont été faites par semaine alors que l’analyse de contrôle métabolique a eu lieu dans un palourdes après 3 semaines de la diète.
1. corps Composition Analyzer procédure
Remarque : Pour fonctionner de façon optimale, la EchoMRI 4-en-1 utilisé dans le présent protocole doit être contenue dans une pièce où la température de l’air est stable et ne fluctue pas. Idéalement, cela doit être constamment surveillée. Déplacement de la machine et les interruptions au pouvoir doit également être évitée si possible. Si l’alimentation a été interrompue et le système doit être redémarré, laisser au moins 2-3 h pour la machine pour se réchauffer avant de l’utiliser. Avant de commencer, assurez-vous que vous portez des équipements de protection individuelle approprié.
<ol><li>Avant l’analyse de souris, effectuer un test du système sur la machine d’analyseur de composition de corps. Cela consiste à utiliser un étalon (dénommé une prise d’essai du système des huile canola (coûts)) pour tester la précision de l’instrument et à s’assurer qu’il n’y a eu aucune dérive dans l’exactitude des informations.<ol>
<li>Ouvrir le logiciel système, puis cliquez sur le bouton de barre d’outils de Test du système ou en appuyant simultanément sur « Alt + Y ».</li>
		<li>Avant l’essai de système est effectué par l’ordinateur, attendez un rappel vérifier que les coûts appropriés (dans ce cas les coûts propres à la souris) a été placé dans le portique du système ( Figure 1). Une fois confirmé que c’est effectivement le cas, accepter de procéder à l’essai, qui va prendre quelques minutes pour terminer.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Une fois que le système de test a été passé, continuer avec la numérisation.<ol>
<li>Si le test du système échoue, répétez le test du système.</li>
		<li>Si la machine continue à être hors de portée (en indiquant qu'un écart s’est produite), étalonnage peut être nécessaire de corriger la situation. Compléter cela en suivant les instructions ou tel que décrit dans le manuel d’utilisation fourni au moment de l’achat. Si le problème persiste, vérifiez le manuel3 ou signaler le problème au service clientèle du fabricant et demander des instructions supplémentaires.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Placez les souris dans un petit spécimen d’animaux-(long cylindre) pour garder leur contenu tandis que dans la machine. Pour ce faire, placez le support horizontal, soulevez la souris et l’insérer dans l’ouverture de la culasse tout d’abord. Lentement et soigneusement mettre le titulaire en position verticale, afin que la souris est au fond du cylindre et prêtes pour l’analyse.</li>
	<li>Une fois dans le support, insérer un séparateur pour limiter le mouvement de la souris au cours de la période de mesure. Dans certaines circonstances, avec des souris extrêmement actifs, il peut être nécessaire maintenir le délimiteur en place avec le bout de votre doigt. NOTE : Familiariser les souris avec le placement dans le porte-spécimens avant leur analyse initiale pour réduire le stress. L’utilisation d’un porte-échantillon animal coloré rouge peut également réduire la réponse au stress potentiels, comme les souris se sentent qu’ils sont dans l’obscurité.</li>
	<li>Dans le logiciel, sélectionnez un dossier (barre d’outils du dossier) pour enregistrer les données et créer un nom de fichier.</li>
	<li>Si nécessaire, réduire la quantité de bruit aléatoire dans les mesures gras et maigres en augmentant le nombre des accumulations primaires du scan. Une fois que le logiciel est lancé, les accumulations primaires est définie sur une valeur par défaut recommandée pour un usage quotidien général ; sauf s’il existe une raison particulière de changer ces paramètres, les paramètres par défaut donnera le niveau de précision nécessaire aux utilisateurs.</li>
	<li>Si ne pas intéressé à obtenir des données pour l’eau libre et total de l’eau, éteindre la scène de l’eau en sélectionnant l’onglet de dire non. Cela va réduire de façon significative la durée de scan et améliorer le débit.</li>
	<li>Lancer le scan en sélectionnant « Démarrer le scan » ou en appuyant sur F5 sur le clavier. Entrez toutes les données pertinentes sur l’animal (p. ex., animal ID, masse corporelle, etc..) et appuyez sur « OK » ou sur F5 pour commencer l’analyse, ce qui prendra environ 1 min.</li>
	<li>Après que les données ont été obtenues, retirez le support animal contenant la souris de l’ordinateur et placer le dos animal dans sa cage. Une fois que tous les animaux ont été balayés, exportez les données pour une analyse plus approfondie et la collation.</li>
	<li>Avant et après utilisation, nettoyez à fond les détenteurs d’animaux conformément aux instructions du fabricant. Car ces supports sont construits en plastique acrylique, alcool isopropylique et alcool éthylique doivent être évités, car ils peuvent provoquer la fissuration des titulaires et/ou une détérioration rapide de l’actionnaire, ce qui augmente la probabilité de rupture. Au lieu de cela, utilisez la solution de l’eau chaude pour la vaisselle, ou, si autre désinfectant est requise, utilisez F10 (à une dilution de 1:125) ou autres sprays désinfectants ou nettoyage (voir Table des matières) et puis essuyer.</li>
</ol>2. métabolisme Animal suivi procédure système
Remarque : Le système nécessite environ 2 h à réchauffer et à stabiliser. Si la machine est éteinte, il doit être allumé pour permettre à la cellule de zircone à chauffer à 725 ° C. Aussi, nous mettons généralement souris dans l’analyseur de composition corporelle un jour avant à l’entrée de l’animal, système de surveillance pour éviter tout problème avec le stress de contrainte.
<ol><li>S’assurer que l’ordinateur relié au système de surveillance animal est sous tension et ouvrez le programme de contrôle. Sélectionnez l’option « Utilitaire Oxymax » dans le menu outil pour initier les pompes.</li>
	<li>Remplir les gourdes d’eau appropriée, peser et inspecter la santé des souris et d’organiser des aliments. Si la mesure prise alimentaire dans le système, envisager de poudrage de la nourriture. Remplissez les trémies d’alimentation en appuyant sur la nourriture de plate-forme et de la pointe à ressort dans la trémie. Veiller à ce que la trémie de la nourriture et la bouteille d’eau sont complètement remplis pour s’assurer qu’il y a suffisamment de nourriture et eau pour durer le temps imparti expérimental.</li>
	<li>Vérifier l’état de la drierite/déshydratant ; Si vous utilisez un indicateur de couleur, il devrait être bleu et donc sécher, mais si c’est rose/mauve, il a eu absorption de l’humidité importante et doit être remplacé ou complété.</li>
	<li>Vérifiez l’état du piège de l’ammoniaque et de la chaux sodée et remplacer si nécessaire. Si le piège de l’ammoniac est connecté deux à la fois, quand le deuxième piège affiche des signes d’un changement de couleur, remplacer la première. Une augmentation du CO2 décalage peut aussi signifier qu’il fallait remplacer la chaux sodée. NOTE : Déshydratant peut être séché dans un four et réutilisé, cependant, nous suivons les recommandations du fabricant du système à utiliser fraîche chaque fois.</li>
	<li>Assembler les chambres. Pour ce faire, placez la trémie d’alimentation sur la balance, puis placez la chambre sur le dessus avec la plate-forme perforée qui devient le plancher de la chambre insérée. Soigneusement placer la souris dans la chambre et fixez le couvercle du système avec le front et clips en arrière et fixer avant le positionnement de la bouteille d’eau et de fixation. Par précaution, revérifiez tous les couvercles de chambre, les souris et l’eau (Figure 2 a-D). Remarque : Selon la taille des souris en cours d’examen, il peut être nécessaire d’ajuster la hauteur des espaces au-dessus de la trémie d’alimentation afin que les souris aient accès à la nourriture, mais pas assez d’espace qu’ils peuvent dormir directement sur le dessus de la mangeoire.</li>
	<li>Comme il est recommandé que les capteurs de gaz être étalonné avant chaque expérience, étalonner le système.<ol>
<li>Utiliser un gaz de composition connue (0,5 % de CO2, 20,5 % O2, équilibre d’azote). Relier le réservoir de gaz de calibrage au système via un régulateur et tuyau. Mettre en marche et s’assurer que la pression de sortie du réservoir est la lecture de 5 à 10 lb/po2. Remarque : Certains systèmes ont un deuxième réservoir, tuyau et le régulateur pour l’utilisation de l’azote pur comme un gaz « offset ». Le système que nous opérons utilise plutôt Sodo pour générer l’air libre de CO2 .</li>
		<li>Suivez les procédures pour calibrer l’O2 tant CO2 capteurs. Sélectionnez « calibration » dans le menu Outils et séquentiellement calibrer l’O2 tant de CO2. Avant de calibrer, s’assurer que l’échantillon 1) et les flux de référence sont 0,400 l/min, 2) la température de la sonde zircone O2 est 725 ° C (± 1 ° C), 3) se trouvent le sample et les référence plus sèches et les pompes à air, et 4) le gaz d’étalonnage et est allumé.</li>
		<li>Si nécessaire, lors de l’étalonnage de la sonde de2 O, légèrement Réglez le décalage sur l’avant de la sonde zircone pour atteindre une valeur de ratio2 O de 1.0000 (± 0,0002). Il s’agit d’assurer que c’est dans des limites acceptables (surlignés en vert polices dans l’affichage du logiciel sur l’écran de l’ordinateur).</li>
		<li>Après les succès d’O2 et CO2 calibrage de la sonde, éteignez la bouteille de gaz de calibrage et débranchez le tuyau du régulateur. Après calibration, O2 pour l’air de référence (atmosphérique) devraient lire 20,92 (± 00.02). Si l’étalonnage est hors tolérance, répéter et se reporter aux guides du fabricant en cas de problème. A défaut, contactez le fabricant pour obtenir des instructions supplémentaires.</li>
	</ol></li>
	<li>Poursuivez le montage expérimental. Sélectionnez « ouvrir fichier expérimental » dans le menu de l’expérience. Sélectionnez le modèle approprié (par exemple, la souris). En vertu de « setup » dans le menu expérience définissent les paramètres de l’expérience qui doivent être enregistrées (par exemple, ID de souris, poids, groupe, etc.) désélectionner les chambres ne l’utilisez pas et sélectionnez l’emplacement pour l’expérience d’être sauvés.</li>
	<li>S’assurer que les échelles ont été tarés si la mesure de la prise alimentaire et commencent la saisie de données en sélectionnant « exécuter » dans le menu de l’expérience. Données sont capturées pour différentes durées selon le phénotype, les lignes directrices sur les animaux d’isolation et l’utilisation du système. NOTE : Dans nos mains, l’expérience est régulièrement exécutée pendant 48 h, avec les premières 24 h, utilisé comme une acclimatation à ce nouvel environnement et le deuxième 24h utilisé pour l’analyse des données. La période de collecte de données est basée sur combien de temps le chercheur souhaite conserver leurs souris individuellement logés et dépend de l’approbation de l’éthique animale. Par ailleurs, si des dispositions existent, souris peuvent être acclimatés dans les chambres avant d’être utilisés dans le système et connectées. Chaque chambre est mesurée à environ une fois toutes les 13 mn quand un système de 12 chambres est en cours d’utilisation.</li>
	<li>Vérifiez régulièrement et surveiller les résultats qui sont obtenus pendant que les souris sont dans le système pour assurer le bien-être des animaux et que nous recueillons des données appropriées. Toute question peut être en mesure d’identifier à ce stade et rectifiées. Vérifier sur chaque souris chaque matin et le soir quand ils sont dans le système.</li>
	<li>Vérifiez l’onglet métabolique en haut de la page de fichier de données pour les données collectées en temps réel pour chaque souris en ce qui concerne les dépenses de consommation, RER et l’énergie de l’oxygène. Pendant ce temps, des rondins pauses et données de consommation alimentaire peuvent se trouver dans les onglets de l’activité et l’alimentation, respectivement. Vérifiez que le « O2 dans » lit autour de 20.90-20,94, le « CO2 dans » avoisine 0,040 - 0,050, le RER est comprise entre 0,7 et 1, et le débit d’eau est constante à 0,5 - 0,6 L/min.</li>
	<li>À intervalles réguliers, vérifier que les souris aient accès à la nourriture et l’eau et qu’ils consomment chacun. S’assurer qu’ils ne manifestent pas des signes de détresse comme creuser dans le plancher perforé. En outre, suivre les résultats qui sont affichent.</li>
	<li>À la fin du temps alloué expérimentale, sélectionnez « stop » dans le menu de l’expérience et les résultats à l’exportation (sous forme de fichiers CSV, fichier > exportation > générer sujet CSV) pour analyse.</li>
	<li>Inspecter la santé des souris, pesez-les et puis retourner à leurs domicile cages.<ol>
<li>Souris peut être hostile envers l’autre après la séparation, donc surveiller une fois qu’ils sont logés ensemble à nouveau.</li>
		<li>Démonter les cages, retirer les excès de nourriture de trémies et astuce sur les fèces, l’urine et denrées alimentaires provenant des cages. Submerger les bouteilles et sippers en solution diluée de T-bac, tremper et nettoyer les autres composants de la solution eau de Javel diluée. Rincer à l’eau et laisser à l’air sec.</li>
	</ol></li>
	<li>Calculer les paramètres métaboliques avec le logiciel. Le logiciel utilise un certain nombre d’équations pour fournir les données finales sortie4. Pour le calcul de la production de dioxyde de carbone et la consommation d’oxygène : la consommation d’oxygène: VO2 (l/min)= Vj’aiO2i - VoO2o; Production de gaz carbonique: VCO2 (l/min)= VoCO2o-Vj’aiCO2i Où : Vi = le taux de ventilation d’entrée (LPM), Vo = le débit de ventilation (LPM), O2i = O2 concentration à l’entrée, O2o = la concentration de2 O en sortie, CO2i = la CO2 concentration à l’entrée, CO2o = la concentration de CO2 à la sortie. Pour le calcul du RER : RER = VCO2 / VO2. Notez que l’oxydation des protéines n’a pas été mesurée et donc le RER n’a pas ajusté pour cela. Pour le calcul de la dépense énergétique : dépense énergétique: CV = 3.815 + 1.232* RER Chaleur (Kcal/h)) = CV * VO2. Où : Le CV est le pouvoir calorifique (la relation entre la chaleur et le volume de consommation d’oxygène). Il est dérivé de « L’éléments de la Science de la Nutrition » dénommé la Lusk Table, composé par Graham Lusk.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Étapes critiques
Les protocoles décrits ci-après fournissent un exemple de façons de composition corporelle mesure et divers paramètres métaboliques chez la souris à l’aide d’un analyseur de composition corporelle et un animal métabolique, système de surveillance. Pour les deux techniques, il est extrêmement important de s’assurer que les machines fonctionnent de façon optimale, et pour ce faire, il est impératif que le chercheur effectue un test du système pour l’analyseur de...

Métabolisme sous-tend les nombreux aspects de cellulaire normal, orgue et physiologie du corps entier. En conséquence, dans le cadre de diverses pathologies, altérations du métabolisme peuvent contribuer directement à l’affection sous-jacente ou pourraient être négativement touchées comme un effet secondaire de la pathologie. Traditionnellement, recherches métaboliques et les études sur l’équilibre énergétique ont été concentrées sur le domaine de l’obésité et les affections apparentées telles que résistance à l’insuline, pré-diabète, intolérance au glucose, les maladies cardiovasculaires et le diabète. Cette recherche est justifiée étant donné la prévalence croissante de ces conditions dans le monde entier et l’individu, société, et infligent des coûts économiques ces conditions. Par conséquent, l’élaboration de stratégies de prévention et de nouvelles thérapies pour objectif obésité est un objectif continu dans les laboratoires de recherche dans le monde entier et modèles murins précliniques sont fortement invoqués pour ces études.
Bien que pesant souris fournit une évaluation fiable du gain de poids ou de perte, il ne fournit pas une ventilation des différents composants qui composent la composition corporelle (masse grasse, masse maigre, eau gratuite ainsi autres composants tels que les fourrures et les griffes). Le pesage des coussinets adipeux à l’achèvement des études, une fois que la souris est décédée donne la mesure exacte des différents dépôts de graisse, mais ne peut fournir des données pour un moment unique. En conséquence, il est souvent nécessaire de s’inscrire plusieurs cohortes afin d’étudier l’évolution de l’obésité au temps, nettement plus en plus nombre d’animaux, temps et coûts. L’utilisation de bi-énergie absorptiométrie à rayons x (DEXA) fournit une approche pour évaluer le contenu du tissu gras et maigre corps et permet au chercheur d’obtenir des données de manière longitudinale. Toutefois, la procédure exige des souris d’être anesthésié1et des épisodes répétés d’anesthésie peuvent avoir une incidence l’accumulation du tissu adipeux ou impact sur d’autres aspects de la régulation du métabolisme. EchoMRI utilise la résonance magnétique nucléaire relaxométrie pour mesurer la masse grasse et maigre, eau gratuite et teneur en eau totale. Cet objectif est réalisable en raison de la création du contraste entre les composants de tissus différents, avec des différences dans la durée, l’amplitude et la répartition spatiale des radiofréquences générés, permettant à la délimitation et la quantification de chaque type de tissu. Cette technique est avantageuse car il est non invasif, rapide, simple, ne nécessite aucune anesthésie ou rayonnement et, surtout, a été positivement validé contre l’analyse chimique2.
Un facteur clé de l’obésité et la recherche connexe est l’équation de bilan énergétique. Accumulation de graisse est plus compliquée que purement énergétique (apport alimentaire) versus énergie (dépense énergétique), mais elles sont des facteurs essentiels pour pouvoir mesurer. Dépense énergétique quotidienne correspond au total des quatre éléments différents : (1) dépense énergétique basale (taux métabolique au repos) ; (2) la dépense d’énergie due à l’effet thermique de la consommation d’aliments ; (3) l’énergie nécessaire pour la thermorégulation ; et (4) l’énergie dépensée sur l’activité physique. Comme dépense d’énergie génère de la chaleur, la mesure de la production de chaleur par un animal (appelé calorimétrie directe) peut servir à évaluer la dépense énergétique. Sinon, mesure d’inspiré et expiré concentrations d’O2 et CO2, permettant la détermination de tout le corps O2 consommation et de production de CO2 , peut être utilisé comme un moyen de mesurer indirectement (indirect calorimétrie) production de chaleur et donc de calculer la dépense énergétique. Une augmentation de la prise alimentaire ou une baisse de la dépense énergétique sera prédisposent souris au gain de poids et les observations des variations de ces paramètres peuvent fournir des informations utiles des mécanismes susceptibles d’action dans des modèles particuliers de l’obésité. Un paramètre métabolique connexe d’intérêt est le ratio d’échanges gazeux (RER), un indicateur de la proportion de substrat/combustible (c.-à-d., hydrates de carbone ou de la graisse) qui subit le métabolisme et utilisées pour produire de l’énergie. Par conséquent, mesure de la prise alimentaire (énergie consommée) combinée avec des niveaux d’activité physique, la consommation de2 O, RER et dépense énergétique peut fournir une compréhension globale du profil métabolique de l’organisme. Une méthode pour collecter des données consiste à utiliser un animal de laboratoire complet système (palourdes), qui est basé sur la méthode de la calorimétrie indirecte pour mesurer la dépense énergétique et dispose des capacités supplémentaires de la détermination des niveaux d’activité physique (faisceau de surveillance pauses) et la prise alimentaire par l’intermédiaire des échelles incorporées dans la chambre de mesure.
Dans ce protocole, nous fournissons une description simple de l’utilisation d’un analyseur de composition corporelle pour évaluer la composition corporelle chez des souris et un système de surveillance métabolique animal pour mesurer des aspects du métabolisme. Problèmes et limitations de ces techniques seront discutées ainsi que les méthodes proposées d’analyse, interprétation et représentation des données.

<table><tbody><tr><td>Système 4 en 1</td><td>EchoMRI</td><td>Système 4 en 1</td><td>Analyseur de composition corporelle entière</td></tr><tr><td>Échantillon d’analyse d’huile de canola (COÛTS)</td><td>ÉchoMRI</td><td>spécifique à la souris (contacter l’entreprise pour le numéro de chat)</td><td></td></tr><tr><td>Porte-échantillon animal&nbsp ;</td><td>Délimiteur EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td></td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>Système à 12 chambres</td><td>Columbus Instruments</td> Système de cage métabolique <td>construit sur mesure</td><td> ; comprend un programme de contrôle</td></tr><tr><td>Dryérite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>consommable CLAMS Réservoir de</td></tr><tr><td>gaz d’étalonnage</td><td>Air Liquide</td><td>Mixte sur commande</td><td>Étalonnage des gaz (0,5 % CO2, 20,5 % O2, équilibre azote).& nbsp ;</td></tr><tr><td>Régime alimentaire normal</td><td>Aliments spécialisés Régime</td><td></td><td>irradié pour souris et rats</td></tr><tr><td>Régime riche en graisses</td><td>Aliments spéciaux</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Balance pour peser les souris</td></tr><tr><td>TexQ Spray désinfectant</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution de nettoyage au peroxyde d’hydrogène</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

composition corporelle et l’analyse mise en cage métabolique in mice fed graisse haute

Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Modifications de la composition corporelle (masse grasse ou maigre), les paramètres métaboliques tels que la consommation d’oxygène du corps entier, dépense énergétique et utilisation des substrats et des comportements tels que la prise alimentaire et l’activité physique peuvent fournir des informations importantes en ce qui concerne les mécanismes sous-jacents de la maladie. Compte tenu de l’importance de la composition corporelle et du métabolisme au développement de l’obésité et ses séquelles ultérieures, il est nécessaire de faire des mesures précises de ces paramètres dans le cadre de la recherche préclinique. Avancées technologiques dans les dernières décennies ont permis de tirer ces mesures dans les modèles de rongeurs de façon non invasive et longitudinale. Par conséquent, ces mesures métaboliques se sont avérés utiles pour évaluer la réponse des manipulations génétiques (souris knock-out ou transgéniques par exemple, précipitation virale ou la surexpression des gènes), dépistage de drogue/composé expérimental et diététiques, interventions de l’activité physique ou comportemental. Ici, nous décrivons les protocoles utilisés pour mesurer la composition corporelle et des paramètres métaboliques à l’aide d’un animal système dans nourris et hautes graisses régime alimentaire chez les souris nourries de surveillance.

Les résultats observés dans la Figure 3 affichent un changement typique dans les paramètres de composition du corps lors d’alimentation haute graisse, telle que mesurée par l’intermédiaire de EchoMRI. Au départ, il n’y avait aucun différence dans n’importe quel paramètre mesuré (Figure 3 a-F). Cependant, après seulement une semaine d’alimentation riche en graisses, il y avait une augmentation significative du poi...

Ce protocole décrit l’utilisation d’un analyseur de composition corporelle et le système de surveillance animale métabolique pour caractériser la composition corporelle et des paramètres métaboliques chez les souris. Un modèle de l’obésité induit par l’alimentation riche en graisses est utilisé à titre d’exemple pour l’application de ces techniques.

Composition corporelle et l’analyse mise en cage métabolique in Mice Fed graisse haute

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

L’objectif de cette procédure est de recueillir des mesures de composition corporelle et métabolique chez la souris, telles que les pourcentages de graisse et de masse maigre et la dépense énergétique. Cette méthode peut aider à répondre à des questions importantes concernant le métabolisme des souris, telles que, quelle est la graisse de mes souris ? Et pourquoi mes souris sont-elles si grosses ?Le principal avantage de ces techniques est qu’elles peuvent être réalisées chez des souris conscientes vivantes et peuvent donc être répétées de nombreuses fois tout au long d’une étude. Avant de scanner, les souris effectuent un test du système sur l’analyseur de composition corporelle une fois que l’appareil s’est réchauffé pendant quelques heures. Utilisez les normes appelées Échantillon d’essai du système d’huile de canola ou COÛTS.Ouvrez le logiciel système, puis cliquez sur le bouton de la barre d’outils Test système ou en appuyant sur alt+Y sur le clavier. Avant de commencer le test, placez la bonne norme à l’intérieur du portique du système. Exécutez ensuite le test de diagnostic en suivant les invites du système si nécessaire.Une fois que le système a réussi le test, procédez au diagnostic d’une souris. Placez maintenant la souris dans un support. Un support opaque rouge est le moins stressant.Positionnez le support à un angle de 45 degrés et insérez la souris. Ensuite, soulevez lentement et soigneusement le support jusqu’à ce qu’il soit vertical. Ensuite, insérez un délimiteur dans le support pour limiter le mouvement de la souris.Dans certaines circonstances, avec des souris extrêmement actives, il peut être nécessaire de sécuriser manuellement le délimiteur. Maintenant, dans le logiciel, sélectionnez un dossier dans lequel enregistrer les données et créez un nom de fichier. Ensuite, si nécessaire, réduisez la quantité de bruit aléatoire dans les mesures de graisse et de maigre en augmentant le nombre d’accumulations primaires du balayage.Habituellement, cependant, les paramètres par défaut donneront le niveau de précision nécessaire. Si les données relatives à l’eau libre et à l’eau totale ne sont pas nécessaires, désactivez l’étape d’eau à l’aide de la bascule appropriée. Cela accélérera considérablement l’analyse.Lancez maintenant l’analyse en sélectionnant Démarrer l’analyse ou en appuyant sur F5 sur le clavier. Entrez toutes les données pertinentes sur l’animal et appuyez sur OK ou F5 pour commencer le scan, qui prendra environ une minute. Après avoir collecté les données, renvoyez l’animal dans sa cage.Nettoyez toujours en toute sécurité le support en acrylique entre les utilisations, par exemple avec de l’eau chaude savonneuse. Plus tard, une fois que tous les animaux ont été scannés, exportez les données pour une analyse et une compilation plus approfondies. Avant de commencer, assurez-vous que la machine est allumée depuis plus de deux heures.Dans le système de surveillance des animaux, ouvrez le programme de contrôle et sélectionnez l’option utilitaire Oxymax dans le menu de l’outil pour lancer les pompes. Vérifiez ensuite le déshydratant et remplacez-le par un matériau frais et sec si nécessaire. Vérifiez également l’état du piège à ammoniac et de la chaux sodée et remplacez-le si nécessaire.Ensuite, connectez le réservoir de gaz d’étalonnage au système à l’aide d’un régulateur et d’un tuyau. Ouvrez ensuite la vanne et produisez cinq à 10 PSI de gaz. Ensuite, dans le logiciel, sélectionnez Étalonnage dans le menu Outils et vérifiez que les débits d’échantillon et de référence sont précisément de 0,4 litre par minute.Vérifiez ensuite que le capteur d’oxygène en zircone est chauffé à 725 degrés Celsius à un degré Celsius près. Ensuite, assurez-vous que le sécheur d’échantillons, le sécheur de référence et les pompes à air sont tous allumés et vérifiez que le gaz d’étalonnage est fixé et réglé. Procédez maintenant à l’étalonnage et, si nécessaire, ajustez légèrement la commande OFFSET à l’avant du capteur d’oxygène en zircone pour obtenir une valeur de rapport d’oxygène dans les limites acceptables.Après avoir réussi à calibrer les capteurs d’oxygène et de dioxyde de carbone, détachez l’étalon de gaz et lisez les niveaux d’oxygène du gaz atmosphérique qui doivent être d’environ 20,92. Si vous mesurez l’apport alimentaire, envisagez d’utiliser un régime de souris en poudre. Chargez ensuite la trémie alimentaire en appuyant sur la plate-forme à ressort.Ensuite, remplissez les bouteilles d’eau et organisez la nourriture. Maintenant, pesez et inspectez la santé des souris avant de procéder à l’assemblage des chambres. Placez ensuite la trémie alimentaire sur la balance.Au-dessus, placez la chambre avec la plate-forme perforée. Placez ensuite délicatement la souris dans la chambre et fixez un couvercle à l’aide des clips avant et arrière. Fixez ensuite la bouteille d’eau pour terminer l’installation.Installez maintenant la souris suivante et une fois que toutes les souris sont prêtes, vérifiez les couvercles de la chambre, les souris et l’eau. Pour exécuter l’expérience, sélectionnez Ouvrir le fichier expérimental dans le menu. Sélectionnez ensuite le modèle approprié.Ensuite, sous Configuration, définissez les paramètres de l’expérience qui doivent être enregistrés et désélectionnez les chambres non utilisées. Sélectionnez ensuite l’emplacement d’enregistrement de l’expérience. Si l’apport alimentaire doit être mesuré, tarez la balance.Lancez ensuite la capture des données en sélectionnant Exécuter dans le menu Expérience. Les premières 24 heures peuvent être utilisées comme phase d’acclamation et les 24 heures suivantes, plus pour l’analyse des données. Au moins deux fois par jour, vérifiez les animaux et la collecte de données.Assurez-vous que chacun a accès à de la nourriture et de l’eau et recherchez des signes de détresse tels que le creusement du plancher perforé. Dans le logiciel, vérifiez la collecte de données en temps réel. Allez dans l’onglet Métabolique pour voir la consommation d’oxygène, le RER et la dépense énergétique.O2IN doit être lu entre 20,90 et 20,94, CO2IN doit lire environ 0,04, RER doit lire entre 0,7 et un, le débit doit être constant de 0,5 à 0,6 litre par minute. Sous l’onglet Activité, les données en temps réel sur les ruptures de faisceau sont affichées. Sous les onglets Alimentation, des données en temps réel sur la consommation alimentaire sont affichées.Pour terminer l’expérience, sélectionnez Arrêter dans le menu Expérience et exportez les résultats sous forme de fichiers CSV pour analyse. Ensuite, inspectez la santé des souris, pesez-les, puis renvoyez-les dans leurs cages d’origine. Dans les graphiques suivants, les carrés noirs représentent les souris nourries avec un régime riche en graisses et les cercles noirs représentent les souris nourries avec le régime alimentaire standard.Les changements dans les paramètres de composition corporelle causés par une alimentation riche en graisses ont été mesurés par écho-IRM en utilisant les procédures décrites. Après une semaine de régime riche en graisses, il y a eu une prise de poids significative qui a augmenté de trois semaines. Le changement de poids pourrait clairement être attribué à un changement de masse grasse.Ce n’était pas dû à un changement de la masse maigre, de la teneur en eau libre ou de la teneur totale en eau. Dans les graphiques à barres suivants, les colonnes blanches représentent les souris nourries à la nourriture et les colonnes noires représentent les souris nourries à haute teneur en graisses. Les mesures de V02, lorsqu’elles sont normalisées à la masse animale, n’ont montré aucun changement après la période de trois semaines.De même, les mesures de la dépense énergétique, lorsqu’elles sont normalisées à la masse animale, n’ont montré aucun changement. L’activité physique, mesurée par des ruptures de poutre, variait selon le moment de la journée, mais était la même pour les deux groupes. L’apport alimentaire n’était pas différent lorsqu’il était normalisé en fonction de la masse corporelle.Cette quantité est nettement plus importante que l’apport énergétique avec le régime riche en graisses. Une fois établie, car elle est non invasive, l’analyse de la composition corporelle peut être effectuée quotidiennement si nécessaire. Bien que les séances prolongées de surveillance métabolique animale puissent être considérées comme plus stressantes pour les souris en raison de l’isolement social, ces analyses peuvent également être effectuées de nombreuses fois dans un Les implications de ces techniques s’étendent à l’identification de cibles thérapeutiques pour l’obésité et les troubles métaboliques tels que le diabète de type 2 par le phénotypage métabolique minutieux des souris en ce qui concerne les manipulations génétiques ou les traitements médicamenteux.En fin de compte, non seulement ces méthodes peuvent fournir des informations sur l’obésité, mais aussi sur d’autres affections telles que les modèles de masse de sarcopénie, de cachexie cancéreuse, de dystrophie musculaire ou de dystrophie widi.

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