Name: Mouvements de tissu endocardique suivant via Photoconversion de cellules dans l’embryon de poisson zèbre (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Découvrez le suivi des cellules endocardiques par photoconversion de Kaede dans des embryons de Danio rerio vivants. Cette méthode permet d'étudier le développement cardiaque malgré les battements rapides du cœur.

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Nous tenons à remercier Anne-Laure Duchemin, Denise Duchemin, Nathalie Faggianelli et Basile Gurchenkov pour aider à concevoir et fabriquer le moule décrit dans le présent protocole. Ce travail a été soutenu par l’ANR (ANR-15-CE13-0015-01, ANR-12-ISV2-0001-01), le EMBO Young Investigator programme, FRM (DEQ20140329553), la Communauté européenne, ERC CoG N ° 682938 Evalve et par la grant ANR-10-LABX-0030-INRT, un fonds de l’État français géré par l’Agence Nationale de la Recherche dans le cadre programme Investissements d’avenir marqué ANR-10-IDEX-0002-02.

1. préparation des moules et montage d’agarose
<ol><li>Créer un moule avec les dimensions indiquées à la Figure 1 à l’aide d’une imprimante 3D ou les outils de l’atelier de mécanique traditionnelle.</li>
	<li>Pipetter environ 1,5 mL d’agarose à 1 % fondu dans un plat de montage en plastique de 35 mm. Placer le moule en plastique dans l’agarose liquide, en prenant soin d’éviter l’air de piégeage entre le moule et le gel d’agarose. Placez le plat à 4 ° C, attendre jusqu'à ce que l’agarose durcit (cela prend environ 5 min), puis enlever le moule en plastique.</li>
	<li>Pour stocker le plat de montage pour une utilisation ultérieure, couvrir le plat avec son couvercle, puis envelopper le plat tant le couvercle hermétiquement avec du parafilm. Le plat de montage peut ensuite être stocké côté couvercle vers le bas jusqu'à 5 jours à 4 ° C.</li>
	<li>Préparer à l’avance 1 ml de 0,7 % point de fusion bas d’agarose dans 1,5 mL tubes Eppendorf à utiliser le jour du montage. Remarque : Les puits du gel d’agarose du plat montage seront déformera au fil du temps, lorsque l’eau s’évapore si parafilm n’est pas encapsulé hermétiquement autour de la vaisselle.</li>
</ol>2. obtention d’embryons pour la Photoconversion
<ol><li>Dansledomainede la Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede) ligne et poussent environ 200 embryons dans un milieu d’embryon dans l’obscurité à 28,5 ° C. Pour plus de détails sur la façon de franchir les lignes de poisson-zèbre, veuillez consulter le JoVE Science Education Database11.</li>
	<li>Après 5 h mais avant 24h, traiter les embryons avec 1-phényl-2-thiourée (PTU) pour empêcher la formation de pigment (0,003 % PTU dans le milieu de l’embryon).</li>
	<li>Environ 1 h avant le début du photoconversion, embryons d’écran sous un stéréoscope fluorescent et sélectionnez 5 embryons sains qui semblent exprimer la fluorescence verte plus brillants. L’utilisation de la lumière de faible intensité pendant la visualisation des embryons est recommandée pour éviter l’exposition des embryons à la lumière ambiante afin d’éviter photoconverting Kaede dans les cellules non spécifiques.</li>
</ol>3. incorporation
<ol><li>Préparer 10 mL de support de montage : tricaïne 0,02 % et 50 mM BDM dans le milieu de l’embryon.</li>
	<li>Ajouter 2 mL de milieu de montage pour le plat de montage et permettre aux 15-30 min pour la solution de diffuser dans l’agarose.</li>
	<li>Pendant ce temps, faire fondre une portion de 1 mL d’agarose bas point de fusion (LMP) de 0,7 % en plaçant le tube dans un bloc chauffant de 70 ° C pendant environ 5 min.<ol>
<li>Attendez que l’agarose LMP refroidir légèrement, puis ajouter 25 µL de solution de tricaïne 8 mg/mL et 40 µL de la solution 1M BDM dans le tube d’agarose de la bas point de fusion. Mix de pipetage de haut en bas, puis transférer le tube dans un bloc de chaleur de 38 ° C pour garder l’agarose LMP à l’état liquide.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dans un Petri plat avec support de l’embryon, soigneusement dechorionate les embryons présélectionnés sous le stéréomicroscope avec une pincette, prenant soin de ne pas pour endommager les embryons.</li>
	<li>Transférer les embryons dans un plat séparé contenant 2 mL de support de montage.<ol>
<li>Quand le cœur des embryons est arrêté (prend environ 5-10 min), des queues de transfert, les embryons au montage plat et organiser des embryons dans les puits à l’aide de pinces, afin qu’ils se situent à un angle de 25 degrés, pointant vers la partie plus profonde du puits, jaune vers le haut.</li>
		<li>Lorsque les embryons sont à peu près en place, retirez le support, incorporer les embryons dans ~ 200 µL de 0,7 % LMP d’agarose contenant tricaïne et BDM et réajuster les positions des embryons, l’inclinaison des embryons vers la gauche ou la droite selon les besoins.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Attendre que les ensembles d’agarose LMP (cela prend environ 5 min), puis ajouter le support de montage au plat. Les embryons sont maintenant prêts à être photoconverted. Remarque : Le tricaine et le BDM servent à anesthésier les embryons et d’arrêter le cœur des embryons, respectivement. Supports de montage peuvent être préparés la veille de l’imagerie, mais veillez à protéger les médias contre la lumière. Remarque : Le positionnement correct des embryons est important pour permettre un chemin clair laser pour les cellules que l'on veut photoconvert. Placez la tête de l’embryon près le début du puits afin que la lumière laser ne doit pas voyager loin pour atteindre l’embryon, et que les embryons peuvent être facilement démontés après photoconversion.</li>
</ol>4. Photoconversion
<ol><li>Sur un microscope confocal vertical (comme Leica SP8) équipé d’un 405 nm, 488 nm et source de laser 561 nm, localisez l’embryon du cœur en utilisant transmis lumière blanche (fond clair) et une lentille d’objectif (comme Leica HCX IRAPO L, 25 ×, N.A. 0,95 objectif). Recherchez la fluorescence rouge de Kaede utilisant le laser nm 561 (c.-à-d., laser DPSS 561, à environ 5 % d’intensité, détecteur fixé à 589-728 nm). Puis, visualiser l’endocarde à l’aide du laser à 488 nm (c'est-à-dire, 30 mW multiligne laser Argon à ~ 5 % d’intensité, détecteur fixé à 502-556 nm).</li>
	<li>Passer en mode « PAF » sur le logiciel d’acquisition de microscope. Sélectionner la puissance du laser ~ 1 % pour les deux 488 nm et 561 nm lasers.</li>
	<li>Mettre l’accent sur le plan de l’intérêt, sélectionnez une région d’intérêt (ROI), puis photoconvert les cellules à l’aide de la 405 diode nm laser à la puissance de laser de 25 %, balayage sur le ROI trois fois. Kaede insuffisante soit photoconverted dans le retour sur investissement, Renumériser 405 nm laser au-dessus de la zone trois fois. Répétez cette étape pour tous les ROIs.</li>
	<li>Revenir au mode « TCS SP8 » sur le logiciel et d’acquérir un z-pile, à l’aide de le 561 nm et 488 nm laser séquentiellement. Veillez à sélectionner l’option « bidirectionnel » pour augmenter la vitesse d’imagerie. Remarque : Combien de temps il faut pour photoconvert et image varie de chaque embryon. Battement de coeur est connu pour être important pour le développement de valve cardiaque normal, donc éviter de les conserver le cœur s’est arrêté pendant plus de 30 min, même si cela signifie que vous n’avez pas le temps de photoconvert tous les 5 embryons. Remarque : Au cours du processus de photoconversion, détecteurs d’utilisation PMT, tandis qu’après photoconversion, il est recommandé d’utiliser des détecteurs hybride définis sur le mode « comptage ». C’est parce que les détecteurs hybrides sont plus sensibles et sont capables de produire des images de meilleure qualité, mais sont facilement endommagés par une surexposition.</li>
</ol>5. démontage d’embryons photoconverted
<ol><li>Après photoconversion, utiliser une pipette de verre pour enfoncer légèrement juste au-dessus de la tête de l’embryon pour briser l’agarose LMP, puis aspirer doucement de l’embryon.<ol>
<li>Éjectez l’embryon de la pipette de verre dans une boîte de Petri 35 mm contenant le support d’embryon avec PTU (pour laver BDM contenant le support).</li>
		<li>Transfert de l’embryon à un puits dans une plaque de 6 puits contenant le support d’embryon avec PTU. Au cours de cette étape, assurez-vous de prendre note des quel embryon va dans lequel le bien, car cela est essentiel pour établir une corrélation entre la position des cellules photoconverted à des stades de développement plus tard.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Maintenant que les embryons soient écartés du milieu contenant de la BDM, leur cœur doit commencez à battre à nouveau dans environ 5 min. retour embryons à l’obscurité à 28,5 ° C afin de permettre des embryons de continuer à se développer normalement.</li>
</ol>6. l’imagerie photoconverted cellules à plus tard les stades embryonnaires
<ol><li>Au stade désiré, arrêter le coeur et ré-intégrer les embryons comme dans l’étape 3 du présent protocole, à la différence importante que les embryons doivent être traités avec BDM dans des plats séparés, marquées pour garder une trace des embryons.</li>
	<li>Pour les embryons jusqu'à 62 hpf, acquérir z-cheminées de l’endocarde à l’aide de 561 nm et 488 nm pour le rouge et le vert fluorescent de signaux, respectivement. Pour les embryons à des stades plus de 62 hpf, utilisez un multiphoton laser ensemble à 940 nm afin d’imager Kaede vert plutôt que le laser à 488 nm.</li>
</ol>7. image analysis pour les embryons sous 48 hpf
Remarque : Les mouvements tissulaires de l’AVC peuvent être difficiles à analyser en raison de sa structure tridimensionnelle complexe. Afin de quantifier la longueur d’une région photoconverted dans l’AVC entre deux régions non-photoconverted ou la longueur d’une région non-photoconverted dans l’AVC entre deux régions de photoconverted, il peut être souhaitable pour cartographier la structure en trois dimensions sur un carte bidimensionnelle. Images d’embryons photoconverted obtenues avant 48 hpf peut être analysées à l’aide de la méthode suivante.
<ol><li>Importer les images acquises dans Matlab ou tout autre logiciel similaire.</li>
	<li>Délimiter manuellement le retour sur investissement, c'est-à-dire l’endocarde et appliquer un masque pour supprimer le signal à l’extérieur de cette région.</li>
	<li>Appliquer un seuil d’intensité sur l’image pour identifier les points sur l’endocarde et tracer en trois dimensions. Isoler les points correspondant à la partie plus étroite et plus droite de l’AVC, en supprimant manuellement les points sans intérêt sur l’oreillette et le ventricule à l’aide de la commande Effacer dans le logiciel.</li>
	<li>Utilisez un cylindre pour adapter les points représentant le AVC ainsi obtenu.</li>
	<li>Définir un système de référence pour comparer plusieurs échantillons. Par exemple, adopter le centre de masse des points AVC comme l’origine du système de référence et l’axe du cylindre monté comme l’axe z.<ol>
<li>S’assurer que les positions z positives correspondent toujours sur le même côté du coeur (ventriculaire ou auriculaire).</li>
		<li>Les points AVC du projet sur le plan x-y et utiliser une ellipse pour s’adapter à eux.</li>
		<li>Faites pivoter les points endocardiques autour de l’axe z le grand axe de l’ellipse et l’axe des y du système de référence sont parallèles et y-valeurs positives correspondent à la face interne de l’AVC à l’égard de l’embryon.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pour segmenter l’AVC, couper le jeu de données en trois dimensions avec certains avions obtenues en faisant tourner le demi-plan {y = 0, x > 0} dans la direction z.<ol>
<li>L’intensité des pixels voisins du projet sur ces plans et définir l’endothélium d’une manière cohérente. Par exemple, tracer manuellement une ligne de l’auriculaire sur le côté ventriculaire de l’AVC à la moitié d’épaisseur de l’endothélium.</li>
		<li>Interpoler les points des lignes représentant l’endothélium avec une spline en trois dimensions à l’aide de la boîte à outils de spline pour représenter l’AVC avec une surface. Remarque : Le nombre des plans sécants détermine aussi bien la précision de la segmentation et la consommation de temps de cette étape. 8 avions sont généralement suffisant pour obtenir de bons résultats.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Définir la position azimutale de chaque point sur la surface de l’AVC à l’aide de coordonnées cylindriques.<ol>
<li>Dans chaque position azimutale, définir une courbe paramétrée, le long de la surface de l’AVC en calculant la longueur de l’arc sur la surface entre les points consécutifs.</li>
		<li>Pour chaque courbe paramétrique, définissez le point sur la courbe plus proche du centre de l’AVC à zéro. Les points de l’AVC sont donc entièrement décrits par leur position azimutale et leur position sur la courbe paramétrée.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Se déploient l’AVC dans une image bidimensionnelle en utilisant la position paramétrique des points.</li>
	<li>Trouver les bords de la région à quantifier, comme les bords du seuillage d’une image binaire, le rapport entre les intensités de la photoconverted et les canaux non-photoconverted. Manuellement le résultat correct si nécessaire.</li>
	<li>Calculer la longueur de l’arc entre les bords pour calculer la longueur du tissu en fonction de la position azimutale.</li>
</ol>

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</ol>

Aucun conflit d’intérêts ne déclarés.

Calendrier des photoconversion: bien que Kaede reste brillamment exprimé en CDE même à 96 hpf, il convient de noter que que l’embryon se développe, la lumière laser diffuse plus avant qu’elle atteigne l’AVC, complique davantage la photoconversion clos de Kaede. Met en scène plus tard que 55 at embryonnaire hpf, la montgolfière le ventricule et l’oreillette signifie aussi que le faisceau laser violet utilisé pour photoconversion ne peut pas atteindre les cellules AVC sans la première traversée de l’oreillette ou ...

Le poisson-zèbre est actuellement un des modèles de vertébrés plus importants pour étudier les processus cellulaires et développement in vivo. C’est en grande partie en raison de la transparence optique du poisson-zèbre et susceptibilité génétique, qui en fait un modèle puissant pour l’application de techniques optiques impliquant génétiquement encodé photopériode protein technologies1. Spécifique à l’étude du développement du cœur, zebrafish reçoivent suffisamment d’oxygène par l’intermédiaire de diffusion tels que des mutants même sans battement de coeur peuvent survivre grâce à la première semaine de développement, permettant des analyses sur les effets des gènes du développement et perturbé circulation sanguine sur la morphogenèse du cœur n’est pas possible dans la plupart vertébrés2.
Le tube de coeur de poisson-zèbre est formé de 24 heures après la fécondation (hpf). Peu de temps après sa formation, le tube de coeur commence à battre activement. Par 36 hpf, une constriction claire sépare l’oreillette du ventricule. Cette région de constriction est appelée le canal atrio-ventriculaire (AVC) et les cellules dans ce changement de région d’une morphologie squameuse à une morphologie cubique3. Zebrafish commence de morphogenèse valve atrioventriculaire environ 48 h après la fécondation. Après 5 jours après la fécondation, deux feuillets de la valve s’étendent dans l’AVC et empêchent le reflux du sang du ventricule vers l’oreillette pendant le cycle cardiaque4. Cellules de suivi durant la formation AVC et vanne est difficile comme le battement rapid du cœur, il est difficile de suivre les cellules par l’intermédiaire de la microscopie traditionnelle Time-lapse5,6. Ce protocole, adapté de Steed et coll., 20167, décrit une méthode qui utilise la lignée transgénique de poisson zèbre8 du Tg (fli1a:gal4FFubs, UAS:kaede), dans lequel la protéine et Kaede est exprimée en cellules endothéliales, y compris l’endocarde. Le médicament 2, 3-butanedione-2-monoxime (BDM) est utilisée pour arrêter temporairement le cœur battant, ce qui permet de photoconversion précise de la REE entre 36 et 55 hpf et l’imagerie à haute résolution des photoconverted CDE à des points spécifiques du développement. Auparavant, il a été démontré que les REE photoconverted à l’aide de cette méthode peut rester distingue de leurs voisins non convertis pendant cinq jours ou plus après l’heure de photoconversion7. Ce protocole décrit également une méthode utilisée pour l’analyse d’images de photoconverted perturbateurs endocriniens chez les embryons âgés de moins de 48 hpf, qui a été utilisé avec succès pour suivre les mouvements du tissu pendant AVC développement (Boselli et coll., sous presse)9. Nous espérons que les lecteurs trouveraient ce protocole utile pour étudier le développement AVC et vanne en embryons normaux et des mutants, morphants ou embryons traités. Pour un protocole plus général relatives au suivi de cellule à l’aide de protéines et au cours du développement du poisson zèbre, veuillez consulter l’article par Lombardo et al., 201210.

<table><tbody><tr><td><fort>Matériaux</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matériel nécessaire pour élever les poissons et collecter les œufs (voir le Zebrafish Book22 pour plus de détails).</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope confocal droit (équipé de lasers fonctionnant à 488 nm, 561 nm et 405 nm, d’un laser multiphotonique accordable et d’un objectif Leica HCX IRAPO L, 25 &times ;, N.A. 0.95)</td><td>Leica</td><td>Leica SP8</td><td></td></tr><tr><td>Bloc chauffant</td><td>ThermoScientific</td><td>88870001</td><td></td></tr><tr><td>35 mm x 10 mm parabole de culture tissulaire</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td></td></tr><tr><td>Plaque à 6 puits</td><td>Falcon</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>boîte de</td><td></td><td></td><td></td>Pétri</tr><tr><td>Pince</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td></td><td></td><td></td>en verre</tr><tr><td>Moule</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fort>réactifs</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>8 mg/mL Solution mère de tricaïne&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M BDM solution</td><td></td><td></td><td></td>mère</tr><tr><td>UltraPure agarose à bas point de fusion</td><td>Invitrogen</td><td>16520-050</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td></td></tr><tr><td>PTU (1-phényl-2-thiourée)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P7629</td><td></td></tr><tr><td>Milieu embryonnaire : solution mère 30x <</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>strong>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab équipé des boîtes à outils Analyse d’images, Ajustement de courbes, Bio-Formats</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>8 mg/mL Solution mère de tricaïne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 mg de poudre de tricaïne (Ethyl 3-aminobenzoate de méthanesulfonique)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td></td></tr><tr><td>25 mL Danieau</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ajuster au pH 7, aliquote et conserver à -20 &deg ; C&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M BDM solution mère</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 g BDM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>112135</td><td></td></tr><tr><td>10 mL ddH2O</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aliquot et conserver à -20 &deg ; C</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Milieu embryonnaire : 30x solution mère</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>50,7 g NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>0,78 g KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7447-40-7</td><td></td></tr><tr><td>1,47 g Sulfate de magnésium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>&nbsp ; 7487-88-9</td><td></td></tr><tr><td>2,1 g Nitrite de calcium tétrahydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13477-34-4</td><td></td></tr><tr><td>19,52 g HEPES (acide 4-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazineéthanesulfonique)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7365-45-9</td><td></td></tr><tr><td>Ajuster à pH 7,2 et conserver à température</td><td></td><td></td><td></td> ambiante</tr><tr><td><fort>Moule</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Résine</td> <td>PlasCLEARAsiga</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plus 39&nbsp ; Imprimante 3D Pico de forme libre</td><td>Asiga</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mouvements de tissu endocardique suivant via photoconversion de cellules dans l’embryon de poisson zèbre

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

Au cours de l’embryogenèse, les cellules subissent des changements dynamiques dans le comportement de la cellule, et déchiffrer la logique cellulaire sous-jacente de ces changements est des objectifs fondamentaux dans le domaine de la biologie du développement. La découverte et le développement de protéines et ont aidé considérablement notre compréhension de ces changements dynamiques en fournissant une méthode pour surligner optiquement les cellules et les tissus. Cependant, tandis que photoconversion, Time-lapse microscopie et analyse d’images ultérieures sont révélés très efficaces dans la découverte dynamique cellulaire dans des organes comme le cerveau ou le œil, cette approche est généralement pas utilisée en plein développement dû à défis posés par le mouvement rapide du cœur au cours du cycle cardiaque. Ce protocole se compose de deux parties. La première partie décrit une méthode pour photoconverting et par la suite suivi les cellules endocardiques (CPSE) pendant zebrafish canal atrio-ventriculaire (AVC) et le développement de valve auriculo-ventriculaire cardiaque. La méthode implique temporairement arrêter le cœur avec un médicament sous ordonnance pour photoconversion précise avoir lieu. Cœurs sont autorisés à reprendre le passage à tabac lors du retrait de la drogue et le développement de l’embryon continue normalement jusqu'à ce que le cœur est arrêté à nouveau pour l’imagerie haute résolution de photoconverted CDE à un moment du développement plus tard. La deuxième partie du protocole décrit une méthode d’analyse permettant de quantifier la longueur d’une région photoconverted ou non-photoconverted dans l’AVC chez les jeunes embryons en mappant le signal fluorescent de la structure en trois dimensions sur un plan bidimensionnel en image . Ensemble, les deux parties du protocole permet d’examiner l’origine et le comportement de cellules qui composent le poisson-zèbre AVC et la valvule auriculo-ventriculaire et peut potentiellement s’appliquer pour l’étude de mutants, morphants ou embryons qui ont été traités avec réactifs qui perturbent le développement AVC et/ou vanne.

Un exemple d’un embryon de photoconverted à 48 hpf et imagé à nouveau à 80 hpf est montré dans la Figure 2, films 1 et 2. Exposant Kaede à 405 lumière nm irréversiblement convertis de la protéine de sa forme verte fluorescente de forme rouge fluorescente, permettant le comportement des cellules marquées avec la verte ou leur forme rouge à suivre avec respectent à leur façon différente couleur voisins pendant la formation de l...

Ce protocole décrit une méthode pour la photoconversion de la protéine fluorescente de Kaede dans les cellules du vivant endocardiques embryon de poisson zèbre qui permet le suivi des cellules endocardiaques pendant le canal atrio-ventriculaire et le développement de valve auriculo-ventriculaire cardiaque .

Mouvements de tissu endocardique suivant via Photoconversion de cellules dans l’embryon de poisson zèbre

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

L’objectif global de cette procédure est de suivre les cellules endocardiques pendant la formation du canal auriculo-ventriculaire et des valves cardiaques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du développement cardiaque, telles que comprendre comment les cellules endocardiques se comportent chez différents types de mutants. Le suivi des cellules pendant la formation de l’AVC et de la valve est difficile en raison du battement rapide du cœur.Il est difficile de suivre les cellules via la microscopie time-lapse traditionnelle. Le principal avantage de cette technique est qu’elle contourne certaines de ces difficultés. La démonstration de la procédure sera assurée par Renee, postdoctorante dans mon laboratoire.Après avoir créé un moule selon le protocole de texte, pipetez environ 1,5 millilitres d’agarose fondu à 1 % dans un plat de montage en plastique de 35 millimètres. Ensuite, positionnez le moule en plastique dans l’agarose liquide en prenant soin d’éviter de coincer l’air entre le moule et l’agarose. Placez le plat à quatre degrés Celsius jusqu’à ce que l’agarose durcisse.Ensuite, retirez le moule en plastique de l’agarose. Ensuite, ajoutez deux millilitres de milieu de montage préalablement préparé dans le plat de montage et attendez 15 à 30 minutes pour que la solution se diffuse dans l’agarose. Pendant ce temps, faites fondre une aliquote d’un millilitre d’agarose à 0,7 % de point de fusion bas, ou LMP, en plaçant le tube dans un bloc de chaleur à 70 degrés Celsius pendant environ cinq minutes.Pipetez l’agarose LMP de haut en bas pour la refroidir légèrement. Ensuite, ajoutez 25 microlitres de tricaïne de huit milligrammes par millilitre et 40 microlitres de solutions BDM d’une molaire dans le tube. Mélanger par pipetage de haut en bas.Ensuite, transférez le tube dans un bloc de chaleur à 38 degrés Celsius pour maintenir l’agarose LMP dans son état liquide. Transférez les embryons dans une boîte séparée contenant deux millilitres de milieu de montage. Ensuite, lorsque les cœurs ont cessé de battre, transférez les embryons dans la boîte de montage et utilisez des pinces pour les disposer dans les puits de sorte qu’ils reposent à un angle de 25 degrés, la queue pointant vers la partie la plus profonde du puits, avec le jaune vers le haut.Lorsque les embryons sont grossièrement en place, retirez le milieu et intégrez-les dans environ 200 microlitres d’agarose LMP à 0,7 % contenant de la tricaïne et du BDM. Ensuite, réajustez les positions de l’embryon, en les inclinant vers la gauche ou la droite si nécessaire. Appuyez sur les parois du carré dentelé pour permettre à l’excès d’agarose de déborder sur les zones latérales de la parabole de montage.Attendez environ cinq minutes que l’agarose LMP prenne, puis ajoutez du support de montage à la parabole. Les embryons sont maintenant prêts à être photoconvertis. Pour effectuer la photoconversion, sur un microscope confocal droit équipé de sources laser de 405, 488 et 561 nanomètres, utilisez la lumière blanche transmise et une lentille d’objectif pour localiser le cœur de l’embryon.À l’aide du laser de 561 nanomètres, vérifiez la fluorescence rouge de Kaede. Ensuite, utilisez le laser de 488 nanomètres pour visualiser l’endocarde. Ensuite, sur le logiciel d’acquisition de microscope, entrez en mode FRAP.Ensuite, sélectionnez une puissance laser d’environ 1 % pour les lasers 488 et 561 nanomètres. Tout en vous concentrant sur le plan d’intérêt, sélectionnez une région d’intérêt, ou ROI. Ensuite, à l’aide du laser à diode de 405 nanomètres à une puissance laser de 25 %, photoconvertissez les cellules, en balayant trois fois le retour sur investissement.Si Kaede n’est pas suffisamment photoconverti dans le retour d’intérêt, balayez à nouveau trois fois le laser de 405 nanomètres sur la zone. Revenez au mode TCS SP8 sur le logiciel et, à l’aide des lasers de 561 et 488 nanomètres de manière séquentielle, en mode bidirectionnel, acquérez une pile Z. Après la photoconversion, utilisez une pipette en verre pour appuyer légèrement juste au-dessus de la tête de l’embryon pour briser l’agarose LMP.Ensuite, aspirez doucement l’embryon. Pour éliminer le milieu contenant du BDM, éjectez l’embryon de la pipette en verre dans une boîte de Pétri de 85 millimètres contenant un milieu embryonnaire avec du PTU. Transférez l’embryon dans un puits dans une plaque à six puits contenant un milieu embryonnaire avec du PTU.Au cours de cette étape, assurez-vous de noter quel embryon va dans quel puits, car cela est essentiel pour corréler la position des cellules photoconverties aux stades ultérieurs du développement. Maintenant que les embryons ont été retirés du milieu contenant du BDM, leur cœur devrait recommencer à battre dans environ cinq minutes. Remettez les embryons dans l’obscurité à 28,5 degrés Celsius pour leur permettre de continuer à se développer normalement.Au stade souhaité, arrêtez le cœur et réintégrez les embryons, comme démontré plus tôt dans cette vidéo, avec la différence importante que les embryons doivent être traités avec du BDM dans des boîtes séparées et marquées pour en garder une trace. Pour les embryons jusqu’à 62 hpf, acquérir des empilements Z de l’endocarde en utilisant 561 et 488 nanomètres pour les signaux fluorescents rouges et verts, respectivement. Pour les embryons de plus de 62 hpf, utilisez un laser multiphotonique réglé à 940 nanomètres pour imager Kaede vert au lieu du laser de 488 nanomètres.Pour les embryons de moins de 48 hpf, il est possible de projeter l’AVC tridimensionnel sur une image bidimensionnelle pour l’analyse. Tout d’abord, seuilz l’image. Ensuite, effacez les points qui se trouvent à l’extérieur du cœur.Pour effectuer une segmentation manuelle, orientez l’image à gauche pour qu’elle corresponde à l’image de droite. Segmentez le côté du cœur dans lequel passe le vecteur orange et ajoutez des points dans la direction du vecteur bleu. Ensuite, interpolez les sections transversales et projetez l’intensité de la couleur sur la surface.Enfin, ajustez l’orientation de l’AVC et projetez-le sur une surface 2D. Un exemple de cœur embryonnaire juste après photoconversion à 48 hpf est montré ici. Le Kaede cytoplasmique dans plusieurs cellules de la face supérieure de l’AVC a été converti du vert au rouge.Dans le même embryon à 80 hpf, il est évident que les cellules photoconverties ont proliféré et ont migré vers la face interne de la valve auriculo-ventriculaire supérieure. Un exemple d’embryon de 36 hpf où les EdC de l’oreillette et du ventricule ont été photoconvertis est montré ici. L’AVC est ensuite projeté en deux dimensions pour faciliter la visualisation et l’analyse et permet de quantifier la distance entre les deux régions photoconverties.Lors de cette procédure, il est important de réduire au minimum le temps d’arrêt du cœur pour éviter d’affecter le développement normal. Avec de la pratique, la photoconversion peut être terminée en 30 minutes environ, à condition que tout soit préparé à l’avance. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de suivre les cellules endocardiques après la photoconversion dans un embryon de poisson-zèbre vivant et d’analyser vos ensembles de données.

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