Name: Double effet de facteurs dérivés de cellules de mélanome sur la différenciation des Adipocytes médullaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Découvrez un système de coculture bidimensionnel pour étudier les interactions entre cellules de mélanome et adipocytes médullaires. Cette méthode simple révèle les effets des facteurs tumoraux sur la différenciation adipocytaire et les mécanismes de métastase osseuse.

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Nous remercions Dov Zipori (The Weizmann Institute of Science, Rehovot, Israël) gentiment pour nous donner la cellule stromales de moelle épinière murin ligne 14F1.1. Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles chinoises (nos 81771729) et l’Université Yongchuan hôpital de Chongqing Medical (Nos. YJQN201330 ; YJZQN201527).

Remarque : Toutes les cellules utilisées dans le présent protocole devraient être cultivés depuis au moins trois générations après décongélation de cellules congelées de stock.
1. récolter les facteurs dérivés de cellules de mélanome
<ol><li>
Préparations
	<ol>
<li>Obtenir les cellules B16F10 et une lignée de cellules de mélanome de souris. Remarque : Pour ce protocole, une lignée de cellules de mélanome de souris a été obtenue auprès de la Banque de cellules souches de l’Académie chinoise des Sciences.</li>
		<li>Faire un support complet pour la culture de cellules de B16F10 (100 mL). Utilisez le support de l’aigle de la modification de Dulbecco (DMEM) additionné de 10 % bovine sérum fœtal (SVF), 50 U/mL de pénicilline et 50 µg/mL de streptomycine.</li>
		<li>Faire un milieu sans sérum pour la famine des cellules B16F10 (50 mL). Utilisez DMEM moyen sans FBS, 50 U/mL de pénicilline et 50 µg/mL de streptomycine.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparer le milieu conditionné par mélanome (CM)
	<ol>
<li>Cellules de5 B16F10 de semences 2,0 x 10 dans un 100 mm plat avec 10 mL de 10 % DMEM FBS. Puis incuber les cellules dans un incubateur à 37 ° C dans une atmosphère de 5 % de CO2 pendant 24 h.</li>
		<li>Lorsque les cellules atteignent environ 80 % de confluence, enlevez le milieu de culture, laver les cellules deux fois avec 5 mL d’une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) (1 x, pH 7,4) et remplacer le support avec un 10 mL sans sérum moyen pour la famine.</li>
		<li>Remettez les cellules dans l’incubateur pendant 18 à 24 h.</li>
		<li>Après la famine, recueillir le milieu conditionné (CM) avec une pipette et transférez-le dans un tube à centrifuger frais 50 mL. Remarque : Le milieu conditionné est le surnageant de cultures de cellules de la B16F10. Assurez-vous que les cellules B16F10 sont en bon état avant de prélever la CM.</li>
		<li>Centrifuger le CM pendant 5 min à 1 000 x g à 4 ° C.</li>
		<li>Pipeter le surnageant et transférer dans un nouveau tube stérile ou une bouteille. NOTE : Évitez de pipetage au large de la pastille au fond du tube.</li>
		<li>Pour supprimer les débris cellulaires, filtrer la CM en le faisant passer à travers un filtre de 0,45 µm relié à la seringue sur le dessus une bouteille stérile ou un tube. NOTE : 0,22 µm filtres sont optimales pour le filtrage de la CM.</li>
		<li>Conserver le surnageant filtré à-20 ° C jusqu'à l’utilisation. Remarque : Il est préférable de ne pas conserver le surnageant à-20 ° C pendant plus d’un mois. Vous pouvez également stocker les CM à-80 ° C pour plus longues périodes de temps pour la différenciation des adipocytes.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. induction des Adipocytes de la moelle osseuse par facteurs dérivés de cellules de mélanome
<ol><li>
Préparations
	<ol>
<li>Faire 100 mL d’adipocytaire induction moyenne28. Utilisez un DMEM complet additionné de 5 µg/mL d’insuline, 0,5 mM 3-isobutyl-1-méthylxanthine et 1 µM de dexaméthasone. Il stocker jusqu'à deux semaines à 4 ° C.</li>
		<li>Préparation de 100 mL de milieu d’entretien adipocytaire. Utiliser un DMEM complet ou en mélange avec 50 % de mélanome CM additionné de 5 µg/mL d’insuline.</li>
		<li>Faire une solution d’huile rouge O. Dissoudre 30 mg de poudre de Oil Red O dans 10 mL d’isopropanol (≥ 99,5 %) et mélangez-les bien par vortex. Remarque : Il stocker jusqu'à 1 an à 4 ° C.</li>
		<li>Faire une solution de travail Oil Red O. Sous la hotte, diluer la solution mère d’huile rouge O (de l’étape 2.1.3) avec de l’eau déionisée dans un ratio de 3:2. Incuber le mélange à température ambiante pendant 15 minutes et filtrer à travers un filtre de 0,22 µm avant utilisation. Remarque : Utilisez uniquement la solution de travail frais moins de 2 h.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Différenciation adipocytaire
	<ol>
<li>Culture un stromal cell line 14F1.1 de la moelle osseuse de souris29 dans un plat de 60 mm avec un DMEM complet à la confluence de 80 % dans un incubateur à 37 ° C dans une atmosphère de 5 % de CO2. NOTE : Sinon, remplacez 14F1.1 primaires dérivés de la moelle osseuse des cellules mésenchymateuses30.</li>
		<li>Trypsinize les cellules avec 1,5 mL d’une solution de trypsine de 0,25 % dans un incubateur pendant 1 à 2 min.</li>
		<li>Ajouter 5 mL de milieu FBS de 10 % pour les cellules et compter le nombre de cellules avec un hémocytomètre verre ; puis régler la densité de cellules à environ 1 à 2 x 105/ml.</li>
		<li>Graines de 5 x 104 de 14F1.1 cellules / puits dans une plaque 24 puits avec 0,5 mL de milieu d’induction adipocytaire. Après deux jours d’incubation, les cellules atteignent environ 90 % de confluence. Remarque : Cette étape est très critique. Cellules stromales de la moelle osseuse ne peuvent être induites aux adipocytes sans un milieu d’induction adipocytaire.</li>
		<li>Enlever le milieu inducteur et laver les cellules deux fois avec 1 mL de PBS chaque fois.</li>
		<li>1 mL de milieu d’entretien adipocytaire, continuer à la culture des cellules jusqu'à la maturation de l’adipocyte. Remarque : Sous un microscope, ressemblent à petites ou grandes bulles de savon et les adipocytes sont très faciles à reconnaître. Habituellement, les adipocytes matures sont présents sur la 6ème ou 8ème jour.</li>
		<li>Teindre les adipocytes matures avec de l’huile rouge O ou recueillir les adipocytes pour une analyse (qPCR) réaction en chaîne de polymérase quantitative.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Coloration des adipocytes
	<ol>
<li>Laver la 14F1.1 différencié cellules 2 x avec PBS et fixez-les à 3,7 % de formaldéhyde pendant 1 h.</li>
		<li>Rincer les cellules en 60 % isopropanol et laissez-les sécher complètement.</li>
		<li>Ajouter 0,2 mL de la solution de travail Oil Red O dans les puits et il incuber à température ambiante pendant 0,5 à 2 h.</li>
		<li>Laver les cellules avec l’eau pour enlever les colorants non liés.</li>
		<li>Photo les teints adipocytes sous un microscope optique.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. coculture des Adipocytes de la moelle osseuse avec des cellules de mélanome
<ol><li>
Préparations
	<ol>
<li>Préparer les os mature adipocytes de moelle osseuse : induire les cellules 14F1.1 en adipocytes matures de BM en plaques 24 puits avec le milieu d’induction adipocytaire pendant 2 jours et puis leur maintien dans le milieu de maintenance adipocytaire pour une période supplémentaire de 6 à 8 jours.</li>
		<li>Préparer les B16F10 des cellules : les cellules de B16F10 dans des boîtes de 60 mm avec 5 mL de milieu DMEM la culture.</li>
		<li>Humidifier l’insert membrane (p. ex. transwell) : Ajouter 150 µL de milieu DMEM FBS-gratuit pour les inserts de pores membranaires 0,4 µm et immerge-les sur les puits de plaques 24 puits remplis de 500 µL de milieu DMEM FBS-libre.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Réglage de la co-culture
	<ol>
<li>Pipetter lentement hors du milieu de chaque insertion. Remarque : Ne pas détruire la membrane lorsque vous retirez le support.</li>
		<li>Graine de cellules B16F10 (0/103105106) dans le pore de 0,4 µm insère de l’étape 3.2.1.</li>
		<li>Remplacer le support de maintenance adipocytaire dans les puits avec les adipocytes matures la moelle osseuse de l’étape 3.1.1. avec 600 µL de milieu DMEM complet.</li>
		<li>Transférer les inserts remplis avec les cellules de B16F10 (de l’étape 3.2.2) sur les puits avec les adipocytes matures la moelle osseuse (de l’étape 3.2.3) pour les expériences de coculture.</li>
		<li>Incuber les cocultures à 37 ° C et 5 % de CO2 pendant 2 jours.</li>
		<li>Après 48 h d’incubation, enlever les inserts de la co-culture et puis laver les adipocytes 2 x avec 500 µL de PBS 1 x. Remarque : Recueillir éventuellement, les cellules de B16F10 dans les encarts pour analyse si nécessaire.</li>
		<li>Teindre les adipocytes avec la solution de travail Oil Red O ou recueillir les adipocytes pour analyse qPCR. Remarque : Voir la procédure de marquage à l’étape 2.3.</li>
		<li>Photo les teints adipocytes sous un microscope optique.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. qPCR analyse de la Signature de gènes adipocytaires spécifiques
<ol><li>Ajouter 0,5 mL de réactif d’isolement d’ARN prêt à l’emploi / puits dans une plaque 24 puits dans lequel adipocyte mature est prêt à détecter.</li>
	<li>Suivre un protocole standard pour l’extraction de l’ARN et la synthèse de cDNA31.</li>
	<li>Utiliser l’apprêt pour 18 et GAPDH comme le contrôle et CEBPα/β, PPARγ, FABP4, leptine, Pref-1 ou adiponectine pour la signature de gènes adipocytaires spécifiques (tableau 1).</li>
	<li>Exécutez la réaction suivante dans un thermocycleur : 95 ° C pendant 20 s, suivi de 40 cycles de 95 ° C pendant 1 s et 60 ° C pendant 20 s.</li>
	<li>La méthode deΔΔCt –2 permet de calculer que le giron change32.</li>
</ol>

<ol><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipogenic+niches+for+melanoma+cell+colonization+and+growth+in+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Investigation%22%5BJournal%5D)">Adipogenic niches for melanoma cell colonization and growth in bone marrow.</a> Laboratory Investigation. 97 (6), 737-745 (2017).</li>
<li>Trotter, T. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocyte-Lineage+Cells+Support+Growth+and+Dissemination+of+Multiple+Myeloma+in+Bone%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Adipocyte-Lineage Cells Support Growth and Dissemination of Multiple Myeloma in Bone.</a> The American Journal of Pathology. 186 (11), 3054-3063 (2016).</li>
<li>Morris, E. V., Edwards, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+bone+marrow+adipocytes+in+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+Oncology%22%5BJournal%5D)">The role of bone marrow adipocytes in bone metastasis.</a> Journal of Bone Oncology. 5 (3), 121-123 (2016).</li>
<li>Diedrich, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+adipocytes+promote+the+Warburg+phenotype+in+metastatic+prostate+tumors+via+HIF-1alpha+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Bone marrow adipocytes promote the Warburg phenotype in metastatic prostate tumors via HIF-1alpha activation.</a> Oncotarget. 7 (40), 64854-64877 (2016).</li>
<li>Chkourko Gusky, H., Diedrich, J., MacDougald, O. A., Podgorski, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Omentum+and+bone+marrow%3A+how+adipocyte-rich+organs+create+tumour+microenvironments+conducive+for+metastatic+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Obesity+Reviews%22%5BJournal%5D)">Omentum and bone marrow: how adipocyte-rich organs create tumour microenvironments conducive for metastatic progression.</a> Obesity Reviews. 17 (11), 1015-1029 (2016).</li>
<li>Chen, G. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+fat+diet+increases+melanoma+cell+growth+in+the+bone+marrow+by+inducing+osteopontin+and+interleukin+6%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">High fat diet increases melanoma cell growth in the bone marrow by inducing osteopontin and interleukin 6.</a> Oncotarget. 7 (18), 26653-26669 (2016).</li>
<li>Balaban, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocyte+lipolysis+links+obesity+to+breast+cancer+growth%3A+adipocyte-derived+fatty+acids+drive+breast+cancer+cell+proliferation+and+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Adipocyte lipolysis links obesity to breast cancer growth: adipocyte-derived fatty acids drive breast cancer cell proliferation and migration.</a> Cancer & Metabolism. 5, 1(2017).</li>
<li>Huang, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocytes+promote+malignant+growth+of+breast+tumours+with+monocarboxylate+transporter+2+expression+via+beta-hydroxybutyrate%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Adipocytes promote malignant growth of breast tumours with monocarboxylate transporter 2 expression via beta-hydroxybutyrate.</a> Nature Communications. 8, 14706(2017).</li>
<li>Wang, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammary+adipocytes+stimulate+breast+cancer+invasion+through+metabolic+remodeling+of+tumor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Mammary adipocytes stimulate breast cancer invasion through metabolic remodeling of tumor cells.</a> JCI Insight. 2 (4), 87489(2017).</li>
<li>Wang, C., Gao, C., Meng, K., Qiao, H., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+adipocytes+stimulate+invasion+of+breast+cancer+MCF-7+cells+by+secreting+IGFBP-2%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human adipocytes stimulate invasion of breast cancer MCF-7 cells by secreting IGFBP-2.</a> PLoS One. 10 (3), 0119348(2015).</li>
<li>Nieman, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocytes+promote+ovarian+cancer+metastasis+and+provide+energy+for+rapid+tumor+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth.</a> Nature Medicine. 17 (11), 1498-1503 (2011).</li>
<li>Herroon, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+adipocytes+promote+tumor+growth+in+bone+via+FABP4-dependent+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Bone marrow adipocytes promote tumor growth in bone via FABP4-dependent mechanisms.</a> Oncotarget. 4 (11), 2108-2123 (2013).</li>
<li>Tabe, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+Marrow+Adipocytes+Facilitate+Fatty+Acid+Oxidation+Activating+AMPK+and+a+Transcriptional+Network+Supporting+Survival+of+Acute+Monocytic+Leukemia+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Bone Marrow Adipocytes Facilitate Fatty Acid Oxidation Activating AMPK and a Transcriptional Network Supporting Survival of Acute Monocytic Leukemia Cells.</a> Cancer Research. 77 (6), 1453-1464 (2017).</li>
<li>Wen, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocytes+activate+mitochondrial+fatty+acid+oxidation+and+autophagy+to+promote+tumor+growth+in+colon+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+%26+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Adipocytes activate mitochondrial fatty acid oxidation and autophagy to promote tumor growth in colon cancer.</a> Cell Death & Differentiation. 8 (2), 2593(2017).</li>
<li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mature+adipocytes+in+bone+marrow+protect+myeloma+cells+against+chemotherapy+through+autophagy+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Mature adipocytes in bone marrow protect myeloma cells against chemotherapy through autophagy activation.</a> Oncotarget. 6 (33), 34329-34341 (2015).</li>
<li>Ye, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukemic+Stem+Cells+Evade+Chemotherapy+by+Metabolic+Adaptation+to+an+Adipose+Tissue+Niche%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Leukemic Stem Cells Evade Chemotherapy by Metabolic Adaptation to an Adipose Tissue Niche.</a> Cell Stem Cell. 19 (1), 23-37 (2016).</li>
<li>Templeton, Z. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+Cancer+Cell+Colonization+of+the+Human+Bone+Marrow+Adipose+Tissue+Niche%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">Breast Cancer Cell Colonization of the Human Bone Marrow Adipose Tissue Niche.</a> Neoplasia. 17 (12), 849-861 (2015).</li>
<li>Daquinag, A. C., Souza, G. R., Kolonin, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue+engineering+in+three-dimensional+levitation+tissue+culture+system+based+on+magnetic+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+C%3A+Methods%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue engineering in three-dimensional levitation tissue culture system based on magnetic nanoparticles.</a> Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (5), 336-344 (2013).</li>
<li>Emont, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+a+3D+Culture+System+to+Differentiate+Visceral+Adipocytes+In+Vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Using a 3D Culture System to Differentiate Visceral Adipocytes In Vitro.</a> Endocrinology. 156 (12), 4761-4768 (2015).</li>
<li>Katt, M. E., Placone, A. L., Wong, A. D., Xu, Z. S., Searson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vitro+Tumor+Models%3A+Advantages%2C+Disadvantages%2C+Variables%2C+and+Selecting+the+Right+Platform%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioengineering+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">In Vitro Tumor Models: Advantages, Disadvantages, Variables, and Selecting the Right Platform.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 4, 12(2016).</li>
<li>Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+cell+culture+systems+and+their+applications+in+drug+discovery+and+cell-based+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22ASSAY+and+Drug+Development+Technologies%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional cell culture systems and their applications in drug discovery and cell-based biosensors.</a> ASSAY and Drug Development Technologies. 12 (4), 207-218 (2014).</li>
<li>Herroon, M. K., Diedrich, J. D., Podgorski, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+3D-Culture+Approaches+to+Study+Interactions+of+Bone+Marrow+Adipocytes+with+Metastatic+Prostate+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Endocrinology+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">New 3D-Culture Approaches to Study Interactions of Bone Marrow Adipocytes with Metastatic Prostate Cancer Cells.</a> Frontiers in Endocrinology (Lausanne). 7, 84(2016).</li>
<li>Lee, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+three-dimensional+microenvironment+alters+protein+expression+and+chemosensitivity+of+epithelial+ovarian+cancer+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Investigation%22%5BJournal%5D)">A three-dimensional microenvironment alters protein expression and chemosensitivity of epithelial ovarian cancer cells in vitro.</a> Laboratory Investigation. 93 (5), 528-542 (2013).</li>
<li>Imamura, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+2D-+and+3D-culture+models+as+drug-testing+platforms+in+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Oncology+Reports%22%5BJournal%5D)">Comparison of 2D- and 3D-culture models as drug-testing platforms in breast cancer.</a> Oncology Reports. 33 (4), 1837-1843 (2015).</li>
<li>Birgersdotter, A., Sandberg, R., Ernberg, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+perturbation+in+vitro--a+growing+case+for+three-dimensional+%283D%29+culture+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cancer+Biology%22%5BJournal%5D)">Gene expression perturbation in vitro--a growing case for three-dimensional (3D) culture systems.</a> Seminars in Cancer Biology. 15 (5), 405-412 (2005).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+spheroid+culture+system+on+micropatterned+substrates+for+improved+differentiation+efficiency+of+multipotent+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells.</a> Biomaterials. 30 (14), 2705-2715 (2009).</li>
<li>Dirat, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-associated+adipocytes+exhibit+an+activated+phenotype+and+contribute+to+breast+cancer+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Cancer-associated adipocytes exhibit an activated phenotype and contribute to breast cancer invasion.</a> Cancer Research. 71 (7), 2455-2465 (2011).</li>
<li>Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+methods+of+adipogenic+differentiation+of+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+and+Development%22%5BJournal%5D)">Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells.</a> Stem Cells and Development. 20 (10), 1793-1804 (2011).</li>
<li>Zipori, D., Toledo, J., von der Mark, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotypic+heterogeneity+among+stromal+cell+lines+from+mouse+bone+marrow+disclosed+in+their+extracellular+matrix+composition+and+interactions+with+normal+and+leukemic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Phenotypic heterogeneity among stromal cell lines from mouse bone marrow disclosed in their extracellular matrix composition and interactions with normal and leukemic cells.</a> Blood. 66 (2), 447-455 (1985).</li>
<li>Maridas, D. E., Rendina-Ruedy, E., Le, P. T., Rosen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+Culture%2C+and+Differentiation+of+Bone+Marrow+Stromal+Cells+and+Osteoclast+Progenitors+from+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (131), e56750(2018).</li>
<li>Iguchi, T., Niino, N., Tamai, S., Sakurai, K., Mori, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absolute+Quantification+of+Plasma+MicroRNA+Levels+in+Cynomolgus+Monkeys%2C+Using+Quantitative+Real-time+Reverse+Transcription+PCR%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Absolute Quantification of Plasma MicroRNA Levels in Cynomolgus Monkeys, Using Quantitative Real-time Reverse Transcription PCR.</a> Journal of Visualized Experiments. (132), e56850(2018).</li>
<li>Bozec, A., Hannemann, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+Regulation+of+Adipocyte+Numbers+in+Adult+Organisms+Through+Differentiation+and+Apoptosis+Homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis.</a> Journal of Visualized Experiments. (112), e53822(2016).</li>
<li>Shafat, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukemic+blasts+program+bone+marrow+adipocytes+to+generate+a+protumoral+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Leukemic blasts program bone marrow adipocytes to generate a protumoral microenvironment.</a> Blood. 129 (10), 1320-1332 (2017).</li>
<li>Gazi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+of+lipid+translocation+between+adipocytes+and+prostate+cancer+cells+with+imaging+FTIR+microspectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Lipid+Research%22%5BJournal%5D)">Direct evidence of lipid translocation between adipocytes and prostate cancer cells with imaging FTIR microspectroscopy.</a> The Journal of Lipid Research. 48 (8), 1846-1856 (2007).</li>
<li>Brown, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+omega-6+PUFA+arachidonic+acid+and+bone+marrow+adipocytes+on+metastatic+spread+from+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Influence of omega-6 PUFA arachidonic acid and bone marrow adipocytes on metastatic spread from prostate cancer.</a> British Journal of Cancer. 102 (2), 403-413 (2010).</li>
<li>Hardaway, A. L., Herroon, M. K., Rajagurubandara, E., Podgorski, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marrow+adipocyte-derived+CXCL1+and+CXCL2+contribute+to+osteolysis+in+metastatic+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+%26+Experimental+Metastasis%22%5BJournal%5D)">Marrow adipocyte-derived CXCL1 and CXCL2 contribute to osteolysis in metastatic prostate cancer.</a> Clinical & Experimental Metastasis. 32 (4), 353-368 (2015).</li>
<li>Aebi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+metastasis+in+the+elderly%5BTitle%5D)+AND+%22European+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Spinal metastasis in the elderly.</a> European Spine Journal. 12, Suppl 2 202-213 (2003).</li>
<li>Wagner, M., Bjerkvig, R., Wiig, H., Dudley, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+adipocyte+specification+and+necrosis+augment+tumor-associated+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Adipocyte%22%5BJournal%5D)">Loss of adipocyte specification and necrosis augment tumor-associated inflammation.</a> Adipocyte. 2 (3), 176-183 (2013).</li>
<li>Bochet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-associated+adipocytes+promotes+breast+tumor+radioresistance%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Cancer-associated adipocytes promotes breast tumor radioresistance.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 411 (1), 102-106 (2011).</li>
<li>Hirano, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+adipogenesis+induction+by+conditioned+media+obtained+from+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Letters%22%5BJournal%5D)">Enhancement of adipogenesis induction by conditioned media obtained from cancer cells.</a> Cancer Letters. 268 (2), 286-294 (2008).</li>
<li>Gordeev, A. A., Chetverina, H. V., Chetverin, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Planar+arrangement+of+eukaryotic+cells+in+merged+hydrogels+combines+the+advantages+of+3-D+and+2-D+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Planar arrangement of eukaryotic cells in merged hydrogels combines the advantages of 3-D and 2-D cultures.</a> Biotechniques. 52 (5), 325-331 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à déclarer.

Cocultures avec inserts ont été largement utilisés pour étudier les interactions cellule-cellule. Le système de co-culture 2D est un moyen efficace d’observer comment les deux pièces de diaphonie in vitro, par lequel nous avons montré ici deux différente axée sur la cellule les effets cancérogènes sur les adipocytes de la moelle osseuse. Plusieurs laboratoires ont utilisé cette méthode pour étudier la diaphonie entre les adipocytes et les cellules de cancer6,1...

Les métastases osseuses sont très répandus chez les patients atteints de cancer avancé, mais un traitement curatif n’est pas encore disponible. Au-delà se spécialisant dans le stockage de l’énergie sous forme de graisse, les adipocytes peuvent prendre en charge la croissance tumorale et les métastases dans la moelle osseuse et les autres organes1,2,3,4,5,6. En outre, les adipocytes jouent un rôle essentiel dans la régulation du cancer cell biology7,8,9,10 et métabolisme4,11,12 ,13,14,15,16, tel qu’il est bien comme dans OS métastase1,4,12. Dans le créneau de la moelle osseuse, les adipocytes peuvent aussi affecter le comportement biologique du cancer cellules4,6,17. L’interaction entre les adipocytes de la moelle osseuse et les cellules cancéreuses avec osteotropism est importante pour la compréhension des métastases osseuses. Cependant, on connaît peu.
Se fondant sur les études actuelles, différentes méthodes sont appliquées aux adipocytes, y compris deux ou trois dimensions (2/3D) et ex vivo cultures17,18,19,20,21. Récemment, Herroon et coll. conçu une nouvelle approche de la 3D-culture pour étudier les interactions entre les adipocytes de la moelle osseuse et de cellules de cancer22. Bien que la co-culture 3D est optimale pour imiter physiologique des interactions entre les adipocytes et le cancer cells in vivo, il souffre d’une mauvaise reproductibilité22,23. Par rapport à un système de co-culture 2D, un système de co-culture 3D peut fournir différents phénotypes cellulaires, comme la cellule morphologie21,22,24,25,26. Par ailleurs, la culture ex vivo des fragments de tissus isolés d’os spongieux peut entraîner une excroissance robuste des adipocytes cultivées la moelle osseuse des cellules17.
Contrairement à ces prédécesseurs, cependant, le modèle de culture cellulaire 2D reste une technique classique, fiable et facile pour numérisation rapidement des molécules de candidat et les phénotypes changés en adipocytes ou cancer des cellules in vitro1, 4,6,12,15,27. Pour mieux comprendre la diaphonie entre les adipocytes de la moelle osseuse et des cellules du mélanome, nous fournissons un protocole détaillé pour un système de co-culture 2D des adipocytes de la moelle osseuse avec des cellules de mélanome.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen Inc.</td><td></td><td></td>11965092</tr><tr><td>Sérum fœtal bovin</td><td>Invitrogen Inc.</td><td>16000&ndash ; 044</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate</td><td>Invitrogen Inc.</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Insuline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>91077C</td><td></td></tr><tr><td>3-isobutyl-1-méthyl-xanthine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td></td></tr><tr><td>Dexaméthasone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4902</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red o</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>O0625</td><td></td></tr><tr><td>Plaque à 24 puits</td><td>Corning</td><td>CLS3527</td><td></td></tr><tr><td>Transwell insert</td><td>Millipore</td><td>MCHT24H48</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/Streptomycine</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>isopropanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9516</td><td></td></tr><tr><td>0,25 % trypsine</td><td>Thermo Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>hémocytomètre</td><td>Bio-Rad</td><td>1450016</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur de culture</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 mL falcon</td><td>Corning</td><td>CLS430828</td><td></td></tr><tr><td>Banc Propre</td><td>Thermo Scientifique-Microscopie</td><td></td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Olympus-200</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>&mu ; Pointes de pipette en L</td><td>BeyoGold</td><td>FTIP620</td><td></td></tr><tr><td>1 000 mL Pointes de pipette</td><td>BeyoGold</td><td>FTIP628</td><td></td></tr></tbody></table>

double effet de facteurs dérivés de cellules de mélanome sur la différenciation des adipocytes médullaires

Dual Effects of Melanoma Cell-derived Factors on Bone Marrow Adipocytes Differentiation

La diaphonie entre les adipocytes de la moelle osseuse et les cellules tumorales peut-être jouer un rôle crucial dans le processus de métastase osseuse. Diverses méthodes sont disponibles pour l’étude de la diaphonie significative ; Toutefois, un système bidimensionnel transwell coculture reste un classique, fiable et un moyen facile pour cette étude de diaphonie. Nous présentons ici un protocole détaillé qui montre la coculture des adipocytes de la moelle osseuse et de cellules de mélanome. Néanmoins, un tel système de co-culture pourrait non seulement contribuer à l’étude de transductions signal cellulaire des cellules cancéreuses induites par les adipocytes de la moelle osseuse, mais aussi à l’avenir mécaniste étude de métastase osseuse qui peut révéler de nouvelles cibles thérapeutiques pour OS métastase.

Dans la moelle osseuse, les adipocytes peuvent apparaître dans la tumeur microenvironnement1,13,33,34,35 à un stade précoce pour soutenir la progression de la tumeur par l’intermédiaire de facteurs solubles ou activation de12,6,osteoclastogenesis<sup class="x...

Nous présentons ici un système fiable et simple à deux dimensions co-culture (2D) pour étudier l’interaction entre les cellules tumorales et les adipocytes de la moelle osseuse, qui révèle un double effet de facteurs dérivés des cellules de mélanome sur les adipocytes de la moelle osseuse différenciation et constitue également une méthode classique pour l’étude mécanistique de métastase osseuse.

Double effet de facteurs dérivés de cellules de mélanome sur la différenciation des Adipocytes médullaires

The crosstalk between bone marrow adipocytes and tumor cells may play a critical role in the process of bone metastasis. A variety of methods are ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur les métastases osseuses, telles que les changements induits dans la croissance des adipocytes de la moelle osseuse et leur développement dans un microenvironnement cancéreux. Les gros avantages de cette technique sont qu’elle est facile à réaliser et que les molécules candidates peuvent être obtenues rapidement. Cette méthode peut fournir des informations sur l’interaction entre les adipocytes de la moelle osseuse et les cellules mélanomiales.Il peut également être appliqué à d’autres types de cellules, comme les ostéoblastes. Commencez par ensemencer deux fois 10 à la cinquième cellules de mélanome B16F10 dans une boîte de 100 millimètres avec 10 millilitres de DMEM complétés par 10 % de FBS, pour une incubation de 24 heures à 37 degrés Celsius et 5 % de CO2. Le lendemain, lavez deux fois la culture cellulaire confluente à environ 80 % avec cinq millilitres de PBS par lavage, et affamez les cellules avec 10 millilitres de milieu de culture sans sérum dans l’incubateur de culture cellulaire pendant 18 à 24 heures.Le lendemain, à l’aide d’une pipette, transférez le surnageant conditionné dans un tube conique de 50 millilitres pour la centrifugation, et chargez le milieu dans une seringue équipée d’un filtre à pores de 0,45 micron. Ensuite, filtrez la solution dans un récipient stérile pour éliminer tous les débris cellulaires restants, et conservez le milieu conditionné à moins 20 degrés Celsius jusqu’à un mois maximum. Pour induire des adipocytes de moelle osseuse, cultivez des cellules stromales de moelle osseuse F14 de souris souris dans une boîte de 60 millimètres avec du DMEM complet à une confluence de 80 %.Au stade approprié de la culture, récoltez les cellules avec 1,5 millilitre d’une solution de trypsine à 0,25 % pendant une à deux minutes à 37 degrés Celsius. Lorsque les cellules se sont détachées, arrêtez la réaction enzymatique avec cinq millilitres de milieu complété par 10 % de FBS, et ajustez les cellules à une concentration d’une à deux fois 10 à cinq cellules par millilitre avec un milieu de culture frais complété en sérum. Ensemencez cinq fois 10 à la quatrième cellules dans 0,5 millilitre de milieu d’induction adipogénique par puits dans une plaque de 24 puits, et retournez les cellules dans l’incubateur de culture cellulaire pendant encore deux jours, jusqu’à ce qu’elles atteignent environ 90 % de confluence.Ensuite, remplacez le surnageant par un millilitre de milieu d’entretien adipogène par puits, et continuez à cultiver les cellules jusqu’à la maturation des adipocytes. Lorsque les cellules ressemblent à des bulles de savon petites à grandes sous microscopie optique, lavez ces adipocytes matures deux fois avec du PBS, puis fixez-les dans 0,2 millilitre de formaldéhyde à 3,7 % pendant une heure. Rincez les cellules fixes avec de l’isopropanol à 60 % et laissez les puits sécher complètement.Ajoutez 0,2 millilitre de solution de travail Oil Red O dans les cellules pour une incubation de 30 à 120 minutes à température ambiante, et lavez les cellules avec de l’eau pour éliminer tout colorant non lié pour l’imagerie des adipocytes par microscopie optique. Alternativement, à leur maturation, ajoutez 0,5 millilitre de réactif d’isolement d’ARN prêt à l’emploi dans chaque puits de culture adipocytaire, et utilisez les amorces appropriées pour confirmer la signature génique spécifique des adipocytes des cellules. Ensuite, exécutez la réaction dans un thermocycleur en utilisant les paramètres indiqués.Pour mettre en place une co-culture de cellules de mélanome adipocytaire dérivé de la moelle osseuse, ajoutez d’abord 150 microlitres de DMEM sans sérum dans les chambres internes d’inserts de membrane de 0,4 micron, et placez chaque insert dans un puits d’une plaque de 24 puits contenant 500 microlitres de milieu sans sérum par puits. Diluez les cellules de mélanome B16F10 à partir d’une culture cellulaire à 80 % jusqu’à une concentration expérimentalement appropriée dans un milieu frais sans sérum, et remplacez le milieu dans la chambre interne de chaque insert par 150 microlitres de cellules. Ensuite, remplacez le surnageant du milieu d’entretien adipogène dans chaque puits d’une culture adipocytaire de moelle osseuse mature à 90 % confluente par 600 microlitres de DMEM complet, et transférez les inserts contenant des cellules de mélanome dans chaque puits de la plaque de culture adipocytaire mature.Lorsque tous les inserts ont été transférés, placez la plaque dans l’incubateur de culture cellulaire. Après deux jours, retirez les inserts et lavez le fond de chaque puits deux fois avec 500 microlitres de PBS par lavage. Ensuite, colorez les adipocytes avec la solution de travail Oil Red O, ou analysez l’expression du gène adipocytaire par PCR quantitative, comme démontré.Les adipocytes matures différenciés dans un milieu conditionné par la tumeur contiennent des gouttelettes lipidiques, ce qui permet aux adipocytes différenciés d’être facilement identifiés par coloration Oil Red O. La signature génique spécifique des adipocytes de ces cellules peut également être confirmée par PCR quantitative. Une réduction du stockage des lipides est observée dans les adipocytes co-cultivés en présence d’un nombre élevé de cellules de mélanome, ainsi qu’une dédifférenciation du phénotype adipocytaire, comme en témoigne une diminution de l’expression génique spécifique des adipocytes dans ces cellules autrefois matures.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la conception et de la mise en place d’un système de co-culture 2D pour étudier les interactions entre deux types de cellules différents.

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Cette vidéo démontre la différenciation des cellules stromales de la moelle osseuse (BMSC) en adipocytes. Dans le processus en deux étapes, en présence de facteurs de croissance et d’hormones spécifiques, les BMSC indifférenciés se différencient d’abord en préadipocytes. La deuxième étape impliquant un traitement au glucose et à l’insuline conduit à la formation d’adipocytes matures avec plusieurs gouttelettes lipidiques.

Différenciation in vitro des cellules stromales de la moelle osseuse de souris en adipocytes

Le tissu adipeux (AT) peut influencer l’homéostasie de l’ensemble du corps, il est donc important de comprendre les mécanismes moléculaires de la différenciation et de la fonction des adipocytes. Nous fournissons un protocole pour acquérir de nouvelles connaissances sur ces processus en analysant l’homéostasie des adipocytes, la différenciation et l’exposition à l’hypoxie comme modèle de l’apoptose adipocytaire induite.

Mécanisme de règlement des numéros adipocytes dans les organismes adultes grâce à la différenciation et l&#39;apoptose homéostasie

Dans les organismes multicellulaires, les facteurs solubles sécrétés provoquent des réponses de différents types de cellules à la suite de la signalisation paracrine. Les systèmes de co-culture d’inserts offrent un moyen simple d’évaluer les changements médiés par les facteurs solubles sécrétés en l’absence de contact cellule-cellule.

Développement d&#39;un système d&#39;insertion Co-culture de deux types cellulaires en l&#39;absence de Cell-Cell Contactez

Nous rapportons ici une méthode pour l'isolement des populations de cellules progénitrices d'adipocytes (APC) à partir du tissu adipeux périvasculaire (PVAT) en utilisant le triage cellulaire activé par magnétisation (MCS). Cette méthode permet une augmentation de l'isolement de l'APC par gramme de tissu adipeux par rapport au tri de cellules activées par fluorescence (FACS).

Expansion et adipogénèse Induction de progéniteurs d&#39;adipocytes à partir de tissus adipeux périvasculaires isolés par tri magnétique de cellules activées

Les méthodes traditionnelles d’évaluation de la différenciation adipocytaire sont bon marché et facile à utiliser, mais ne sont pas spécifiques aux changements dans l’expression des gènes. Nous avons développé un test afin de quantifier la différenciation des cellules mésenchymateuses en adipocytes matures à l’aide d’un marqueur spécifique de la lignée. Ce dosage a diverses applications dans la recherche fondamentale et de la médecine clinique.

Visualisation et la Quantification du potentiel de différenciation des cellules mésenchymateuses adipocytaire avec un marqueur spécifique de la lignée

La différenciation des adipocytes blancs et beiges de tissu adipeux progéniteurs vasculaire porte le potentiel d’amélioration métabolique dans l’obésité. Les auteurs décrivent des protocoles pour un CD34 + CD31 + isolation de cellules endothéliales de la graisse humaine ainsi qu’un subséquent in vitro de l’expansion et la différenciation en adipocytes blancs et beiges. Plusieurs applications en aval sont discutées.

Isolement, Expansion et adipocytaire Induction de CD34 + CD31 + des cellules endothéliales du tissu adipeux humain épiploïques et sous-cutanée

La procédure suivante décrit une méthode de contrôle spatial et temporel de l’initiation de tumeurs mélanocytaires dans la peau dorsale murin, à l’aide d’un modèle de souris génétiquement modifiée. Ce protocole décrit l’initiation des mélanomes cutanés macroscopiques et microscopiques.

Contrôle spatial et temporel de l’initiation du mélanome murin à partir de cellules souches de mélanocytes mutants

Le protocole permet la génération d’une population adipocytaire pure à partir de cellules souches pluripotentes induites (CSPi). L’acide rétinoïque est utilisé pour différencier les CSPi en cellules souches mésenchymateuses (CSM) qui sont utilisées pour produire des adipocytes. Ensuite, une approche de tri basée sur la coloration rouge du Nil est utilisée pour obtenir des adipocytes purs.

Différenciation robuste des CSPi humaines en une population pure d’adipocytes pour étudier les troubles associés aux adipocytes

Ce protocole décrit l’isolement semi-automatisé de la fraction vasculaire stromale (SVF) du tissu adipeux murin pour obtenir des préadipocytes et obtenir une différenciation adipocytaire in vitro. L’utilisation d’un dissociateur tissulaire pour la digestion de la collagénase réduit la variation expérimentale et augmente la reproductibilité.

Isolement semi-automatisé de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux blanc murin à l’aide d’un dissociateur tissulaire

Cet article décrit un protocole pour la propagation des cellules tumorales circulantes dans le liquide céphalo-rachidien (CTC-LCR) collectées chez des patients atteints de leptoméningée associée au mélanome (M-LMD) afin de développer des modèles précliniques pour étudier M-LMD.

Ex vivo Culture de cellules tumorales circulantes dans le liquide céphalo-rachidien de patients atteints de mélanome pour étudier la maladie leptoméningée associée au mélanome

Découvrez un système de coculture bidimensionnel pour étudier les interactions entre cellules de mélanome et adipocytes médullaires. Cette méthode simple révèle les effets des facteurs tumoraux sur la différenciation adipocytaire et les mécanismes de métastase osseuse.

Double effet de facteurs dérivés de cellules de mélanome sur la différenciation des Adipocytes médullaires

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