Name: Implantation des greffons vasculaires électrofilées avec Structure optimisée dans un modèle de Rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Découvrez l'implantation de greffons vasculaires électrofilés en PCL dans l'aorte abdominale du rat. Cette méthode évalue la performance in vivo et la régénération vasculaire avec un taux de survie élevé.

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L’utilisation des animaux d’expérimentation a été approuvée par l’Animal expériences éthique Comité de Nankai University et effectuée selon le Guide d’entretien et d’utilisation des animaux de laboratoire.
1. fabrication des greffes électrofilées PCL
NOTE : Ici, une technique d’électrofilage a été utilisée pour fabriquer les prothèses vasculaires.
<ol><li>Préparer des solutions PCL de 25 % en poids et 10 % en poids, en dissolvant PCL dans un mélange de méthanol et le chloroforme, respectivement, (rapport de volume 1:5), à température ambiante (RT) pendant 12 h.</li>
	<li>Chargez la solution PCL dans une seringue en verre de 10 mL.</li>
	<li>Placer la seringue avec une aiguille de 21 G.</li>
	<li>Placez le mandrin en acier inox (2 mm de diamètre, 25 cm de longueur) sur l’instrument de collecte.</li>
	<li>Pour les greffes de fibres plus épaisses, utilisez la solution PCL de 25 % en poids, la distance de travail de 17 cm de la pointe de l’aiguille au collecteur, débit de 8 mL/h et la tension de 11 kV comme paramètres électrofilage. Pour les greffes de diluant-fibre, utiliser la solution PCL de 10 % en poids, distance de travail de 20 cm de l’extrémité de l’aiguille au collecteur, un débit de 2 mL/h et la tension de 18 kV comme paramètres électrofilage.</li>
	<li>Faire en sorte que les greffons obtenus sont placés dans le vide pendant la nuit pour enlever le solvant résiduel. Stériliser tous les instruments avant la procédure et de maintenir une technique aseptique tout au long.</li>
	<li>Avant l’implantation, désinfecter les greffons en l’immergeant dans 10 mL d’éthanol 75 % pendant 30 min et ensuite les exposant à la lumière UV durant la nuit.</li>
	<li>Mesures de taille de fibre et pore : calculer le diamètre de la fibre moyenne à l’aide de logiciels ImageJ basée sur l’analyse des images de microscopie électronique (SEM).</li>
	<li>Essais mécaniques des échafaudages :<ol>
<li>Couper les échafaudages tubulaires en sections de 3 mm de longueur à l’aide d’une lame de rasoir. Mesurer l’épaisseur des échafaudages à l’aide d’un micromètre.</li>
		<li>Placer les échafaudages tubulaires sur une machine d’essai de traction avec une capacité de charge de 100 N.</li>
		<li>Fixez les échafaudages avec une distance de 1 mm pince inter et tirez longitudinalement à raison de 10 mm/min jusqu'à la rupture. Mesurer la résistance à la traction et l’ultime allongement à la rupture. Calculer le module de Young de la zone linéaire initiale (jusqu'à 5 % de déformation) de la courbe contrainte-déformation.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. modèle de l’Implantation d’aorte abdominale chez le rat
Remarque : Tous les matériaux et instruments utilisés en chirurgie sont stériles. Pendant l’intervention, assurez-vous que l’opérateur porte un masque de gaze et de gants stériles pour éviter les infections. S’assurer que la température ambiante est maintenue à 27-30 ° C pour maintenir la température du corps animal. Suivez les directives IACUC locales au sujet de l’analgésie.
<ol><li>Utiliser des rats Sprague Dawley mâles pesant 240-270 g pour recevoir le greffon vasculaire. S’assurer que le rat a jeûné 24 h avant la chirurgie. Le jeûne des rats pendant 24 h vise à vide les fèces dans le tractus intestinal suffisamment, et ainsi élargir les horizons de l’opérateur.</li>
	<li>Saisir la base du cou du rat et garder sa tête vers le bas, introduire l’aiguille de springe dans la cavité abdominale du bas-ventre. Induire le rat pour l’anesthésie avec l’hydrate de chloral (330 mg/kg) par injection intrapéritonéale.</li>
	<li>Confirmer anesthetization adéquate en veillant à ce que le rat a assoupli les muscles et la respiration régulière. Placez le rat sous le microscope d’opération en position couchée.</li>
	<li>Appliquer pommade ophtalmique vétérinaire de vaseline sur les yeux pour prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie. Administrer l’anticoagulation (100 UI/kg) avec une solution physiologique héparinée (50 UI/mL) par injection dans la veine queue avant la chirurgie.</li>
	<li>Raser la fourrure dans la paroi abdominale antérieure à l’aide d’une lame de rasoir et nettoyer la peau à l’aide de la solution d’iode et de solution d’alcool médical.</li>
	<li>Effectuer une incision de laparotomie médiane avec des ciseaux chirurgicaux et veiller à ce que l’incision est environ 4-5 cm de long, puis l’exposer la cavité abdominale.</li>
	<li>Rétracter et envelopper les intestins de gaze imbibé d’une solution saline préférentiellement.</li>
	<li>Analysez soigneusement l’aorte abdominale.</li>
	<li>Identifier et ligaturer toutes les petites branches à l’aide de sutures de nylon monofilament 9-0.</li>
	<li>Fixer la partie isolée (jusqu'à 1 cm de longueur) de l’aorte à l’aide de deux clamps vasculaires. L’aorte peut rester cramponné pendant 20-30 min.</li>
	<li>Transect de l’aorte abdominale entre deux pinces à l’aide de micro-ciseaux pour créer les sites anastomotiques.</li>
	<li>Rincer les deux extrémités de l’aorte à l’aide de solution de sérum physiologique hépariné (50 UI/mL) pour enlever les résidus de sang.</li>
	<li>Décollez de l’adventice à l’aide de micro-ciseaux.</li>
	<li>Anastomose du greffon avec diamètre intérieur de 2 mm et 1 cm de longueur à l’aorte abdominale du rat avec un motif de huit suture à l’aide de sutures de nylon monofilament 9-0.</li>
	<li>Tout d’abord, construire des quatre anastomoses selon l’ordre de 9, 3, 12 et 06:00 postes du côté proximal, puis s’anastomosent les bords coupés en 4 points de suture entre deux sutures. Après avoir terminé la suture proximale, suture du côté distal par la même méthode. Remarque : Chaque point est nécessaire pour assurer que le côté natif est légèrement incorporé dans la prothèse.</li>
	<li>Enlever la pince distale pour permettre au sang de circuler dans le greffon, puis ôter la bride proximale.</li>
	<li>Appuyez sur les extrémités de la suture pour arrêter le saignement à l’aide d’une boule de coton stérile ou un petit tampon de gaze. Appuyez sur pendant environ 3 min, jusqu'à ce que de l’hémostase.</li>
	<li>Retourner les intestins dans la cavité abdominale.</li>
	<li>Rincer la cavité abdominale à l’aide de solution physiologique chaud avec gentamicine (320 U/mL).</li>
	<li>Cousez vers le haut de la paroi abdominale en utilisant une suture de Nylon de 3-0 dans la couche de muscle et de peau, respectivement.</li>
	<li>Placez le rat dans une cage propre et sec et mettre un coussin chauffant sous la cage pour maintenir la température du corps animal ; puis attendez que le rat récupérer de l’anesthésie. Assister à l’animal jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal.</li>
	<li>Après qu’il reprend conscience, mettre le rat dans une cage simple avec la nourriture et l’eau. S’applique à iode sur la plaie pour prévenir l’infection après la chirurgie. Retourner le rat à la compagnie des autres animaux jusqu'à ce qu’il récupère complètement.</li>
	<li>Euthanasier des rats selon directives institutionnelles à des moments prédéterminés.</li>
</ol>

<ol><li>Coombs, K. E., Leonard, A. T., Rush, M. N., Santistevan, D. A., Hedberg-Dirk, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+effect+of+material+stiffness+on+valvular+interstitial+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Isolated effect of material stiffness on valvular interstitial cell differentiation.</a> J Biomed Mater Res A. 105 (1), 51-61 (2017).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sandwich+tubular+scaffold+derived+from+chitosan+for+blood+vessel+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">A sandwich tubular scaffold derived from chitosan for blood vessel tissue engineering.</a> J Biomed Mater Res A. 77 (2), 277-284 (2006).</li>
<li>Thottappillil, N., Nair, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffolds+in+vascular+regeneration%3A+current+status%5BTitle%5D)+AND+%22Vasc+Health+Risk+Manag%22%5BJournal%5D)">Scaffolds in vascular regeneration: current status.</a> Vasc Health Risk Manag. 11, 79-91 (2015).</li>
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<li>Innocente, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paclitaxel-eluting+biodegradable+synthetic+vascular+prostheses%3A+a+step+towards+reduction+of+neointima+formation%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Paclitaxel-eluting biodegradable synthetic vascular prostheses: a step towards reduction of neointima formation?</a> Circulation. 120 (11 Suppl), S37-S45 (2009).</li>
<li>de Valence, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+of+bilayered+vascular+grafts+for+surgical+applicability+and+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Advantages of bilayered vascular grafts for surgical applicability and tissue regeneration.</a> Acta Biomater. 8 (11), 3914-3920 (2012).</li>
<li>Assmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+autologous+in+vivo+recellularization+of+decellularized+aortic+conduits+by+fibronectin+surface+coating%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Acceleration of autologous in vivo recellularization of decellularized aortic conduits by fibronectin surface coating.</a> Biomaterials. 34 (25), 6015-6026 (2013).</li>
<li>Hasan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+scaffolds+for+tissue+engineering+of+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Electrospun scaffolds for tissue engineering of vascular grafts.</a> Acta Biomater. 10 (1), 11-25 (2014).</li>
<li>Baker, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+potential+to+improve+cell+infiltration+in+composite+fiber-aligned+electrospun+scaffolds+by+the+selective+removal+of+sacrificial+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The potential to improve cell infiltration in composite fiber-aligned electrospun scaffolds by the selective removal of sacrificial fibers.</a> Biomaterials. 29 (15), 2348-2358 (2008).</li>
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<li>Rnjak-Kovacina, J., Weiss, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+the+pore+size+of+electrospun+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Increasing the pore size of electrospun scaffolds.</a> Tissue Eng Part B Rev. 17 (5), 365-372 (2011).</li>
<li>Zhong, S., Zhang, Y., Lim, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+large+pores+in+electrospun+nanofibrous+scaffolds+for+cellular+infiltration%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Fabrication of large pores in electrospun nanofibrous scaffolds for cellular infiltration: a review.</a> Tissue Eng Part B Rev. 18 (2), 77-87 (2012).</li>
<li>Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+microfiber+and+multilayer+nanofiber%2Fmicrofiber+scaffolds%3A+characterization+of+scaffolds+and+measurement+of+cellular+infiltration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration.</a> Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).</li>
<li>Rnjak-Kovacina, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tailoring+the+porosity+and+pore+size+of+electrospun+synthetic+human+elastin+scaffolds+for+dermal+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tailoring the porosity and pore size of electrospun synthetic human elastin scaffolds for dermal tissue engineering.</a> Biomaterials. 32 (28), 6729-6736 (2011).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+thick+fibers+and+large+pores+of+electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+vascular+grafts+on+macrophage+polarization+and+arterial+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(epsilon-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration.</a> Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).</li>
<li>Hutcheson, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genesis+and+growth+of+extracellular-vesicle-derived+microcalcification+in+atherosclerotic+plaques%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">Genesis and growth of extracellular-vesicle-derived microcalcification in atherosclerotic plaques.</a> Nat Mater. 15 (3), 335-343 (2016).</li>
<li>Tara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Well-organized+neointima+of+large-pore+poly%28L-lactic+acid%29+vascular+graft+coated+with+poly%28L-lactic-co-epsilon-caprolactone%29+prevents+calcific+deposition+compared+to+small-pore+electrospun+poly%28L-lactic+acid%29+graft+in+a+mouse+aortic+implantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Well-organized neointima of large-pore poly(L-lactic acid) vascular graft coated with poly(L-lactic-co-epsilon-caprolactone) prevents calcific deposition compared to small-pore electrospun poly(L-lactic acid) graft in a mouse aortic implantation model.</a> Atherosclerosis. 237 (2), 684-691 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun intérêt financier contradictoires.

Infiltration de cellules est essentiel pour la régénération et remodelage de la prothèse vasculaire en vivo16. L’infiltration des cellules est souvent liée à des pores relativement faibles du greffon qui empêchent la migration de cellules dans la paroi de la prothèse. Pour remédier à cette difficulté, nous avons développé une méthode modifiée pour préparer les greffons vasculaires d’électrofilées PCL avec structure de gros pores. Dans le détail, la taille des pores a augmenté avec l’augme...

Des greffons vasculaires constitués de polymères synthétiques sont largement utilisés en clinique pour le traitement des maladies cardiovasculaires (maladies cardiovasculaires). Malheureusement, dans le cas de prothèses vasculaires de petit diamètre (D < 6 mm) il n’existe aucun produit avec succès en raison de la faible perméabilité déclenchée par la vitesse d’écoulement sanguin réduit, qui conduit souvent à la thrombose, l’hyperplasie intimale et d’autres les complications1.
Génie tissulaire fournit une autre stratégie afin de réaliser la perméabilité à long terme et l’homéostasie basé sur un échafaud guidée vasculaire régénération et reconstruction. Dans le détail, la prothèse vasculaire, comme un modèle en trois dimensions, pourrait fournir support mécanique et structurelle conseils pendant la régénération des tissus vasculaires et l’influence des fonctions cellulaires, y compris l’adhésion cellulaire, migration, prolifération, et sécrétion de la matrice extracellulaire2. Jusqu'à présent, divers polymères synthétiques ont été évalués pour des applications dans l’ingénierie des tissus vasculaires. Parmi ces polymères, poly(ε-caprolactone) (PCL) a été intensivement étudiée en raison de la cellule bonne compatibilité et de la lente dégradation allant de plusieurs mois à deux ans3. Un rat aorte modèle4,5,6, greffes vasculaires PCL traitées par électrofilage exposées excellente intégrité structurale et perméabilité, invasion des cellules aussi bien que sans cesse accrue et une néovascularisation dans le paroi de la prothèse pendant 6 mois. Cependant, transformant tissus indésirables, y compris la régression des cellules et les capillaires et les calcifications, a également observé à des intervalles plus longs, jusqu'à à 18 mois.
Cellularisation du greffon vasculaire est un facteur clé déterminant la régénération tissulaire et remaniement7. Électrofilage, comme une technique polyvalente, a été largement employé pour la préparation des greffons vasculaires avec structure fibreuse-nano8. Malheureusement, la structure de pore relativement faible entraîne souvent une infiltration cellulaire insuffisante dans la prothèse vasculaire électrofilées, qui limite la régénération des tissus ultérieures. Pour résoudre ce problème, diverses techniques ont tenté d’augmenter la taille des pores et porosité globale, y compris le sel/polymère lessivage9,10, modification des appareils de collecteur, après le traitement par rayonnement laser11 , etc.. En fait, la structure des greffes d’électrofilées (y compris les fibres diamètre, la taille des pores et porosité) est étroitement liée à la transformation des conditions12,13. Pendant électrofilage, le diamètre de la fibre peut être facilement contrôlé en changeant les paramètres, tels que la concentration de la solution de polymère, tension, débit, etc.. 14 , 15, et par conséquent, la taille des pores et porosité ont été améliorées en conséquence.
Nous avons récemment rapporté une greffe d’électrofilées mis à jour le PCL avec structure macroporeuse (fibres de diamètre de 5 à 7 µm et pores de 30 à 40 µm). In vivo l’implantation en remplaçant l’aorte abdominale de rat a montré un taux élevé de perméabilité, ainsi que bonne régénération endothélialisation et muscle lisse à 3 mois post-opératoire16. Plus important encore, aucun tissu indésirable remodelage dont la régression de la calcification et cellule n’on observe même après un an de l’implantation.

<table><tbody><tr><td>Pastilles de poly(&epsilon ;-caprolactone) (PCL) (Mn=80 000)</td><td>Sigma</td><td>704067</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Alcool</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>1083</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>A1007</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Tianjin Fengchuan Entreprise</td><td>2296</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16046</td><td></td></tr><tr><td>Rats Sprague, Dawley</td>, <td>Centre animalier de laboratoire de l’Académie des sciences</td><td></td><td></td>médicales militaires</tr><tr><td>, Saline normale</td>, <td>Hebei, Tiancheng, société</td><td></td><td></td>pharmaceutique</tr>, <tr><td>Hydrate de chloral</td>, <td>Tianjin Ruijinte, société chimique</td><td>2223</td><td></td></tr><tr><td>Héparine sodique Injection</td><td>Tianjin Biochem Société</td><td></td><td></td>pharmaceutique</tr><tr><td>Injection de sulfate de gentamycine</td><td>Jiangsu Lianshui Société</td><td></td><td></td>pharmaceutique</tr><tr><td>Anticorps primaire anti-&alpha ;-SMA de souris</td><td>Abcam</td><td>ab7817</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps primaire MYH anti-lisse de souris</td><td>Abcam</td><td>ab683</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps polyclonal anti-élastine de rat de lapin</td><td>Abcam</td><td>ab23748</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps primaire anti-facteur de von Willebrand chez le lapin</td><td>Abcam</td><td>ab6994</td><td></td></tr><tr><td>IgG anti-souris de chèvre (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150117</td><td></td></tr><tr><td>IgG anti-lapin de chèvre (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150077</td><td></td></tr><tr><td>5 % sérum de chèvre normal</td><td>Zhongshan Golden bridge</td><td>ZLI9022</td><td></td></tr><tr><td>Hématoxyline et éosine (H& E)</td> <td>Beijing leagene biotech</td><td>DH0006</td><td></td></tr><tr><td>Masson’s trichrome</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DC0032</td><td></td></tr><tr><td>Verhoeff-van Gieson (VVG)</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DC0059</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa</td><td>Beijing leagene biotech</td><td>DS0003</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles de sutures chirurgicales avec fil,3-0 soie</td><td>Shanghai Jinhuan medical supplies company</td><td>G3002b</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles de sutures chirurgicales avec fil, 9-0 soie</td><td>Shanghai Jinhuan fournitures médicales entreprise</td><td>H901</td><td></td></tr></tbody></table>

implantation des greffons vasculaires électrofilées avec structure optimisée dans un modèle de rat

Implantation of Electrospun Vascular Grafts with Optimized Structure in a Rat Model

Nous présentons ici un protocole pour fabriquer la prothèse vasculaire macroporeux PCL et décrire un protocole d’évaluation en utilisant un modèle de rat de remplacement de l’aorte abdominale. Les greffons vasculaires électrofilées possèdent souvent relativement petits pores, limitent l’infiltration cellulaire dans les greffes, qui entravent la régénération et le remodelage des neo-artères. Dans cette étude, greffes vasculaires PCL avec fibres plus épaisses (5-6 µm) et de plus grands pores (~ 30 µm) ont été fabriqués en utilisant une technique de traitement modifié. La performance à long terme du greffon a été évaluée par l’implantation dans un modèle d’aorte abdominale chez le rat. Analyse de l’échographie a montré que les greffons restent brevets sans anévrisme ou sténose survenant même après 12 mois d’implantation. Structure macroporeuse amélioré la croissance cellulaire et donc promu tissu régénéré à 3 mois. Plus important encore, il n’y avait aucun signe de remodelage indésirables, tels que la calcification dans la paroi de la prothèse après 12 mois. Donc, les prothèses vasculaires électrofilées PCL avec macroporeux mis à jour le traitement tenir potentiels comme un substitut de l’artère pour l’implantation à long terme.

Les greffons PCL ont été cultivés à 3 et 12 mois après l’opération et analysés par des techniques histologiques standard pour l’hématoxyline et éosine (H &amp; E), trichrome de Masson, Verhoeff-van Gieson (LCA), Von Kossa et immunofluorescence souillant pour α-SMA, MYH, vWF et l’élastine. Les images histologiques ont été prises à l’aide d’un microscope vertical, et les images d’immunofluorescence ont été prises à l’aide d’un microscope ﬂuorescence.
<p class="jove_content" fo:keep-toge...

Nous présentons ici une méthode électrofilage modifiés pour fabriquer des prothèses vasculaires PCL avec fibres épaisses et des pores dilatés et décrire un protocole d’évaluation du rendement en vivo dans un modèle de rat de remplacement de l’aorte abdominale.

Implantation des greffons vasculaires électrofilées avec Structure optimisée dans un modèle de Rat

Here, we present a protocol to fabricate macroporous PCL vascular graft and describe an evaluation protocol by using a rat model of abdominal aorta ...

L’objectif global de cette intervention chirurgicale est de transplanter une greffe vasculaire électrofilée dans l’aorte abdominale d’un rat et d’évaluer les performances à long terme de la greffe. Cette méthode a été établie par le professeur Deling Kong et d’autres collègues de notre groupe, et elle peut aider à répondre à des questions clés dans l’étude des greffes vasculaires électrofilées, telles que l’effet de la structure et les propriétés de surface du greffon sur la régénération vasculaire. Le principal avantage de cette technique est qu’elle a une bonne répétabilité et un taux de survie animal élevé.De plus, le modèle animal est facile à gérer à faible coût. Ce travail sera mené par notre collègue, le Docteur Wang. Pour commencer, préparez la solution polymère en dissolvant la polycaprolactone dans un mélange de 1 à 5 de méthanol et de chloroforme, et en l’agitant à température ambiante pendant 12 heures.Chargez la solution polymère dans une seringue en verre de 10 millilitres et équipez-la d’une aiguille émoussée de calibre 21. Ensuite, placez un mandrin en acier inoxydable sur l’instrument de collecte et assurez-vous qu’il est correctement mis à la terre. Ajustez la dis

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Ici, nous décrivons une procédure de chirurgie cardiaque à l'implant de l'ingénierie tissulaire dans la auriculo-ventriculaire (AV)-groove d'un rat adulte Lewis.

Implantation de l&#39;ingénierie tissulaire dans le coeur de rat

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Un protocole étape par étape pour le placement inter-position des navires de l'ingénierie tissulaire (de TeV) dans l'artère carotide d'un mouton en utilisant une anastomose de bout en bout et l'évaluation numérique en temps réel in vivo jusqu'au sacrifice des animaux.

Technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; In Vivo</em&gt; Surveillance

Ici, nous présentons un protocole pour générer de l'ingénierie tissulaire greffes de vaisseaux qui sont fonctionnels pour le greffage dans des souris en double ensemencement partiellement induite sur les cellules souches pluripotentes (IPFPC) - dérivé des cellules musculaires lisses et l'IPFPC - cellules endothéliales dérivées sur une décellularisée navire échafaudage bioréacteur.

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

Les modèles animaux sont des outils importants pour l’évaluation des greffons issus de l’ingénierie tissulaire. Cet article présente le protocole de préparation d’une greffe de polymère biodégradable électrofilé pour une utilisation dans l’ingénierie tissulaire du ligament croisé antérieur, ainsi qu’un protocole chirurgical pour l’implantation dans un modèle de rat.

Athymiques Rat Modèle d&#39;évaluation des Engineered ligament croisé antérieur greffes

Nous décrivons une méthode microchirurgie pour la génération d'une boucle artérioveineuse (AV) en tant que modèle pour l' analyse de la vascularisation in vivo dans un environnement isolé et bien caractérisés. Ce modèle est non seulement utile pour l'étude de l'angiogenèse, mais est également parfaitement adaptée pour l'ingénierie axialement vascularisé et les tissus transplantables.

La boucle artério (AV) dans un modèle Small Animal pour étudier l&#39;angiogenèse et du génie tissulaire vascularisé

Cette vidéo présente un modèle pour étudier le développement de l’hyperplasie myointimale après une chirurgie d’interposition veineuse chez le rat.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

La reconstruction oesophagienne est une procédure difficile, et le développement d’un oesophage tissulaire qui permet la régénération de la muqueuse et du muscle oesophagiens et qui peut être implanté comme une greffe artificielle est nécessaire. Ici, nous présentons notre protocole pour générer un oesophage artificiel, y compris la fabrication d’échafaudages, la culture de bioréacteurs, et diverses techniques chirurgicales.

Greffe tissulaire pour la reconstruction oesophagielle circonférence chez les rats

Ce travail présente un modèle animal de fibrose induite par la transition endothéliale à mésenchymateuse, tel qu’il est observé dans les malformations cardiaques congénitales telles que la sténose aortique critique ou le syndrome hypoplasique du cœur gauche, ce qui permet une évaluation histologique détaillée des tissus, l’identification des voies de signalisation régulatrices et le test des options de traitement.

Un modèle de transplantation cardiaque de rat hétérotopique néonatal pour l’étude de la transition endothéliale à mésenchymateuse

Ici, un protocole est présenté pour l’implantation d’un greffon vasculaire issu de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris à l’aide de la technique du ballonnet, fournissant un modèle animal approprié pour l’étude des mécanismes de régénération du tissu vasculaire.

Implantation d’une greffe vasculaire issue de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris via la technique du brassard

Cette étude présente un modèle porcin pour l’évaluation des greffons de petit diamètre dans les artères fémorales. Le modèle imite la dynamique vasculaire humaine et évalue de manière exhaustive la perméabilité du greffon, l’hémodynamique et le remodelage vasculaire. Il offre une plate-forme précieuse pour tester les greffes vasculaires et les surveiller avec l’échographie Doppler et l’angiographie.

Implantation d’une greffe vasculaire fémorale dans un modèle porcin pour tester des greffes vasculaires de petit diamètre

Découvrez l'implantation de greffons vasculaires électrofilés en PCL dans l'aorte abdominale du rat. Cette méthode évalue la performance in vivo et la régénération vasculaire avec un taux de survie élevé.

Implantation des greffons vasculaires électrofilées avec Structure optimisée dans un modèle de Rat

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