Implantation des greffons vasculaires électrofilées avec Structure optimisée dans un modèle de Rat

L’objectif global de cette intervention chirurgicale est de transplanter une greffe vasculaire électrofilée dans l’aorte abdominale d’un rat et d’évaluer les performances à long terme de la greffe. Cette méthode a été établie par le professeur Deling Kong et d’autres collègues de notre groupe, et elle peut aider à répondre à des questions clés dans l’étude des greffes vasculaires électrofilées, telles que l’effet de la structure et les propriétés de surface du greffon sur la régénération vasculaire. Le principal avantage de cette technique est qu’elle a une bonne répétabilité et un taux de survie animal élevé.

De plus, le modèle animal est facile à gérer à faible coût. Ce travail sera mené par notre collègue, le Docteur Wang. Pour commencer, préparez la solution polymère en dissolvant la polycaprolactone dans un mélange de 1 à 5 de méthanol et de chloroforme, et en l’agitant à température ambiante pendant 12 heures.

Chargez la solution polymère dans une seringue en verre de 10 millilitres et équipez-la d’une aiguille émoussée de calibre 21. Ensuite, placez un mandrin en acier inoxydable sur l’instrument de collecte et assurez-vous qu’il est correctement mis à la terre. Ajustez la distance de travail entre la pointe de l’aiguille et le collecteur à 17 centimètres pour la solution de polycaprolactone à 25 %.

Ensuite, réglez le débit de la pompe à seringue à huit millilitres par heure. Ensuite, réglez la tension sur l’alimentation à 11 kilovolts et démarrez la rotation du mandrin à 40 tr/min afin de collecter les fibres électrofilées pour une distribution appropriée des fibres. Maintenant que tout est en place, allumez l’alimentation électrique et le tire-seringue pour commencer à collecter les fibres électrofilées.

Après 4,5 minutes, éteignez la pompe à seringue, l’alimentation électrique et le moteur du mandrin. Laissez le greffon sécher dans le capuchon pendant une heure. Ensuite, retirez le greffon du mandrin à l’aide d’alcool absolu et placez-le sous vide pendant la nuit pour éliminer le solvant résiduel.

Stérilisez le greffon avec de l’oxyde d’éthylène et laissez-le sécher dans une hotte de confinement biologique stérile. À l’aide de techniques standard, obtenez des images MEB de la lumière des greffons et importez-les dans ImageJ. Utilisez les outils de mesure pour mesurer à la fois le diamètre de la fibre et la taille moyenne des pores dans chaque image, afin d’assurer la cohérence entre les échantillons.

Pour obtenir des informations sur les propriétés mécaniques du matériau de greffe, coupez d’abord un échafaudage tubulaire en sections de trois millimètres à l’aide d’une lame de rasoir. Ensuite, utilisez des pieds à coulisse pour mesurer l’épaisseur des échafaudages. Ensuite, chargez les échafaudages dans les poignées d’une machine d’essai de traction, de sorte qu’il y ait un millimètre entre les poignées.

Tenez les échafaudages axialement, à une vitesse de 10 millimètres par minute, jusqu’à ce qu’ils se rompent. Assurez-vous d’enregistrer à la fois la résistance à la traction et l’allongement ultime à la rupture pour les échantillons. Avant la chirurgie, rats Sprague Dawley mâles rapides, pesant de 240 à 270 grammes, pendant 24 heures avant la chirurgie d’implantation.

Anesthésie le rat et prépare-le à la chirurgie comme décrit dans le protocole textuel d’accompagnement. Confirmez une anesthésie adéquate en vous assurant que le rat a des muscles détendus et une respiration régulière. Ensuite, placez le rat sous le microscope opératoire en position couchée.

À l’aide de ciseaux chirurgicaux, effectuez une incision de laparotomie médiane de quatre à cinq centimètres de long et exposez la cavité abdominale. Rétractez soigneusement et enveloppez les intestins avec de la gaze humidifiée avec une solution saline. Tout en regardant à travers le microscope opératoire, faites un prélèvement sur l’aorte abdominale des tissus adjacents.

Identifiez et ligaturez toutes les petites branches de l’aorte descendante, à l’aide de sutures en nylon monofilament 9-0. Ensuite, utilisez des pinces vasculaires pour clamper jusqu’à une section isolée d’un centimètre de l’aorte. Ensuite, utilisez une paire de micro-ciseaux pour transecter l’aorte abdominale entre les pinces.

Rincer les deux extrémités de l’aorte à l’aide d’une solution saline héparinée pour éliminer le sang résiduel. Décollez l’adventice de l’aorte clampée à l’aide de micro-ciseaux. Ensuite, placez une section d’un centimètre de long du greffon stérilisé dans l’espace créé par la section retirée de l’aorte.

À l’aide de sutures en nylon monofilament 9-0, construisez quatre anastomoses à l’aide d’un motif de suture en huit à neuf heures, trois heures, 12 heures, puis six heures du côté proximal. Ensuite, construisez les quatre autres anastomoses entre chacune des sutures du côté proximal. Placez le greffon verticalement pour montrer l’intervalle égal entre les huit points de suture sous le microscope opératoire.

Après avoir terminé la suture proximale, répétez le processus du côté distal. Une fois le greffon fixé, retirez la pince distale pour permettre au sang de circuler dans le greffon, puis retirez la pince proximale. À l’aide d’une boule de coton stérile, appliquez une pression pour arrêter tout saignement observé aux points de suture.

Appuyez pendant environ trois minutes, jusqu’à ce que l’hémostase se produise. Ensuite, retournez les intestins dans la cavité abdominale et rincez la cavité abdominale à l’aide d’une solution saline physiologique chaude contenant de la gentamicine. Ensuite, cousez la paroi abdominale à l’aide d’une suture en nylon 3-0 dans les couches musculaires et cutanées.

N’utilisez de l’iode sur l’incision après la chirurgie qu’une seule fois. Remettez le rat dans la compagnie d’autres personnes une fois qu’il est complètement rétabli. La concentration de polycaprolactone dans la solution d’électrofilage peut affecter à la fois le diamètre des fibres et les propriétés mécaniques des greffons.

La solution à 25 %, à plus forte concentration, produit des greffons vasculaires avec des fibres plus épaisses et des pores plus grands que la solution à 10 %. Après trois mois in vivo, la coloration histologique a révélé une couche de nouveau tissu formée sur la lumière du greffon et une quantité importante de dépôt de collagène dans le greffon lui-même. Cette nouvelle couche de tissu est tapissée de cellules endothéliales, sous lesquelles se trouve une couche de cellules musculaires lisses et d’élastine alignée sur la circonférence.

Après 12 mois in vivo, le nouveau tissu semblait bien intégré et les couches endothéliales et musculaires lisses sont restées intactes. Une fois maîtrisée, cette technique peut être complétée en une à deux heures, si elle est exécutée de manière appropriée. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la fabrication des greffes vasculaires électrofilées et évaluer ses performances in vivo dans un modèle de remplacement de l’artère abdominale chez le rat.