Name: Optogenetic entraînement des Oscillations thêta hippocampique en comportement des souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-29T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Découvrez l'entraînement optogénétique des oscillations thêta hippocampiques chez la souris en comportement. Cette méthode permet de contrôler en temps réel la fréquence des rythmes neuronaux pour étudier la navigation spatiale.

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Nous tenons à remercier Maria Gorbati pour l’aide d’un expert avec analyse des données et Jennifer Kupferman pour commentaires sur le manuscrit. Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG ; Exc 257 NeuroCure, des savoirs traditionnels et des AP ; Programme priorité 1665, 1799/1-1(2), Programme de Heisenberg, 1799/2-1, AP), la Fondation allemande-israélien pour la recherche scientifique et le développement (GIF ; J’ai-1326-421.13/2015, TK) et le Human Frontier Science Program (HFSP ; RGY0076/2012, TK).

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ici, nous avons présenté une méthodologie largement accessible pour monter et susciter des oscillations thêta hippocampiques chez l’animal de se comporter. Cette approche peut être utile pour l’étude des fonctions du rythme thêta dans le traitement de l’information et le comportement. Aspects essentiels de cette méthode incluent : (1) choix de l’opsine et le ciblage des ChR2 aux axones de MS cellules dans l’hippocampe, (2) robustes caractéristiques optiques et électriques des assemblys tableau implantés fil de fibre opti...

L’activité neuronale chez les mammifères est coordonnée par des oscillations de réseau, Assistant de transfert de l’information au sein et entre les régions de cerveau1,2,3,4. Rythmes du cerveau parmi les oscillations allant de très lent (< 0,8 Hz) jusqu'à des fréquences ultra rapides (> 200 Hz). Un grand nombre de preuves soutient la participation des oscillations de réseau dans les fonctions cérébrales diverses, y compris la cognition5,6,7,8,9,10 , comportements innés11,12 , mais aussi des troubles neuropsychiatriques tels que la maladie de Parkinson et l’épilepsie13,14,15. Méthodes sélectifs et précis dans le temps pour la manipulation expérimentale des oscillations de réseau sont donc essentielles pour l’élaboration de modèles physiologiquement plausibles de synchronisation et d’établir des liens de causalité avec le comportement.
Synchronisation de réseau est médiée par les divers substrats biologiques et des processus, allant de l’identité moléculaire des canaux ioniques et leur cinétique de neuromodulation d’excitabilité et de la connectivité réseau. La conception biologique du rythme générateurs16 a été révélé de nombreux rythmes du cerveau, des aspects distincts de qui (par exemple, fréquence, amplitude) sont souvent provoquée par la dynamique des réseaux et de types cellulaires distincts. Par exemple, des interneurones inhibiteurs ciblant les corps cellulaires des cellules principales sont les acteurs les plus importants à travers les bandes de fréquences et cerveau régions17,18, y compris thêta19,20, gamma20 , 21et ondulation (140 à 200 Hz)22 oscillations. À son tour, synchronisation de phase de cellules lointains est assurée par robuste feed-forward signalisation des cellules pyramidales, qui réinitialise le tir des interneurones. Un paramètre déterminant des oscillations, la taille de la population neuronale synchronisée, est étroitement lié à l’amplitude de l’oscillation mesurée de la LFP et, au moins pour les oscillations rapides, dépend le lecteur excitateur sur les interneurones2. En revanche, des oscillations plus lentes, comme delta et theta rythmes, sont générées par des boucles réentrantes à longue distance, formées par la cortico-thalamiques23,24 et hippocampe-medial prévisions septaux25, 26,27, respectivement. Oscillations dans ces circuits sont provoquées par des interactions entre les retards de propagation de signal, les réponses excitables et leur préférence de fréquence dans les cellules participant28,29,30, 31 , 32. les projections inhibitrices de GABAergiques parvalbumine (PV)-positives sont des cellules du septum médial (MS) d’interneurones hippocampe25,33, régions parahippocampique et de cortex entorhinal26 indispensable pour la génération d’oscillations thêta dans le lobe temporal médial. Ainsi, les mécanismes physiologiques des oscillations de réseau et synchronisation neuronale peuvent être manipulés à l’aide d’optogenetics avec une précision en temps réel.
Cellule spécifique au type optogenetic manipulations ont été appliquées pour l’étude de l’hippocampe et cortex oscillations en vitro34,35,36,37,38 et in vivo30,39,40,41,42,43,44,45, y compris fonctionnelle enquêtes de gamma5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 et l’ondulation oscillations40,53,54 et sommeil broches55,56. Récemment, nous avons exprimé un virus ChR2 Cre-dépendante dans la MS, une région clé pour la génération du rythme thêta hippocampique, des souris PV-Cre. À l’aide de cette préparation, caractéristiques des oscillations thêta hippocampique (fréquence et stabilité temporelle) étaient contrôlés par la stimulation optogenetic des projections inhibitrices de la MS dans le hippocampe11. En outre, une stimulation optogenetic thêta-fréquence des projections septo-hippocampique inhibitrices évoquée par rythme thêta pendant l’immobilité éveillée. L’optogenetically entraîné rythme thêta affichée des propriétés des oscillations thêta spontanée chez la souris au niveau de l’activité neuronale et de la LFP.
Principales caractéristiques du présent protocole comprennent : (1) utilisation d’une voie inhibitrice qui est physiologiquement essentielle des oscillations thêta spontanée tout en évitant les effets non spécifiques sur l’excitabilité hippocampique ; (2) axonale, c.-à-d., stimulation de la projection spécifique pour réduire au minimum une influence directe sur la non-hippocampique MS efférents ; (3) locale photostimulation thêta-rythmique, assurant une ingérence directe minimale avec thêta-rythmique dynamique septo-hippocampe et un entraînement bilatéral global des oscillations thêta ; (4) paramétrique contrôle de fréquence d’oscillations thêta et la régularité ; et (5) quantification de la fidélité de l’entraînement avec une haute résolution temporelle à l’aide de LFP pour permettre l’analyse quantitative de causalité dans le comportement des animaux. Puisque cette préparation exploite essentiellement le rôle bien connu de la désinhibition septo-hippocampe en thêta génération25,30, il permet le contrôle robuste sur plusieurs paramètres d’oscillations thêta chez les souris se comporter. Études, où d’autres moins voies étudiées et les types de cellules de la circuiterie septo-hippocampe ont été manipulées38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 révèlent davantage les mécanismes du rythme thêta.

<table><tbody><tr><td>souris PV-Cre</td><td>Le Jackson Laboratory</td><td>B6 ; 129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J</td><td></td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Surgery</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxis</td><td>David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA</td><td>Modèle 963</td><td>Instrument stéréotaxique ultra précis pour petits animaux</td></tr><tr><td>Forets, 0,8 mm</td><td>Bijoutil, Allschwil, Suisse</td><td>49080HM</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 0,01-1 ml</td><td>Braun, Melsungen, Allemagne</td><td>9161406V</td><td></td></tr><tr><td>Canules stérilisantes</td><td>Braun</td><td>26 G, 0,45x25 mm BL/LB</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins et tranchants</td><td>Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools Inc.</td><td>11210-10</td><td>Dumont AA - Pince à revêtement époxy Ciseaux</td></tr><tr><td>en acier inoxydable émoussés</td><td>Fine Science Tools Inc.</td><td>14018-14</td><td></td></tr><tr><td>Station de soudage</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Allemagne</td><td>WSD 81</td><td></td></tr><tr><td>Erythromycin</td><td>Rotexmedica GmbH, Trittau, Allemagne</td><td>PZN : 10823932</td><td>1g Poudre pour solution pour infusion</td></tr><tr><td>Name</strong</td><td>>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Optogenetics</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompe Hamilton</td><td>PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA</td><td>modèle 703008</td><td>PHD Ultra Pompe à seringue avec mécanisme push/pull</td></tr><tr><td>Hamilton 5 &micro ; L Seringue, calibre 26</td><td>PHD Ultra, Harvard Apparatus</td><td>Modèle 75 RN SYR</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton 5 &micro ; L Piston</td><td>PHD Ultra, Harvard Apparatus</td><td>Modèle 75 RN SYR</td><td></td></tr><tr><td>Tubing</td><td>Fisher Scientific, Pittsburgh, USA</td><td>PE 20</td><td>Diamètre intérieur 0,38 mm (.015 »), Diamètre extérieur 1,09 mm (.043 »)</td></tr><tr><td>Canules stericanes</td><td>Braun, Melsungen, Allemagne</td><td>27 G, 25x0,40 mm, émoussé</td><td></td></tr><tr><td>Perceuse/meuleuse de précision</td><td>Proxxon, Wecker, Luxembourg</td><td>fbs 240/e</td><td></td></tr><tr><td>Cutting disques</td><td>Proxxon</td><td>NO 28812</td><td></td></tr><tr><td>Cre dependent channelrhodopsin</td><td>Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA</td><td>AV-1-18917P</td><td>Nom de construction : AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titre : 1.42x1013 vg/ml</td></tr><tr><td>Cam kinase dependent halorhodopsin</td><td>Penn Vector Core</td><td>AV-1-26971P</td><td>Nom de la construction : eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titre : 2.08_1012 vg/ml</td></tr><tr><td>Fibre optique multimode</td><td>ThorLabs, Dachau, Allemagne</td><td>FG105LCA</td><td>0,22 NA, Low-OH et Oslash ; 105 et micro ; m Noyau, 400 - 2400 nm</td></tr><tr><td>Virole en céramique</td><td>Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA</td><td>CFLC126</td><td>Céramique LC MM Ferrule, ID 126um</td></tr><tr><td>Papier de polissage</td><td>Thorlabs</td><td>LF3D</td><td>6 » x 6 » Diamond Lapping (Polishing) Feuille</td></tr><tr><td>Compteur de puissance</td><td>Thorlabs</td><td>PM100D</td><td>Console compacte de compteur de puissance et d’énergie, numérique 4 » LCD</td></tr><tr><td>Coupleur à fibre optique multimode</td><td>Thorlabs</td><td>FCMM50-50A-FC</td><td>Coupleur 1x2 MM, rapport divisé 50:50, 50 & micro ; m GI Fibers, FC/PC</td></tr><tr><td>Cordon de raccordement à fibre optique</td><td>Thorlabs</td><td>FG105LCA CUSTOM-MUC</td><td>sur mesure, 3 m de long, avec tube de protection, Tube : FT030, Connecteur 1 : FC/PC, Connecteur 2 : 1.25mm (LC)</td></tr> Manchon de virole en céramique <tr><td></td><td>Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA</td><td>ADAL1</td><td>Manchon d’accouplement en céramique pour & Oslash ; 1,25 mm (LC/PC) Embouts</td></tr><tr><td>473 nm DPSS</td><td>laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada</td><td>R471005FX</td><td>LRS-0473 Series</td></tr><tr><td>593 nm DPSS</td><td>laser Laserglow Technologies</td><td>R591005FX</td><td>LRS-0594 Series</td></tr><tr><td>MC_Stimulus II</td><td>Multichannel Systems, Reutlingen, Allemagne</td><td>STG 4004</td><td></td></tr><tr><td>Module de conditionnement d’impédance</td><td>MicroTargeting neural worldwide, Bowdoin, États-Unis</td><td>ICM</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Electrophysiology</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tungsten wires</td><td>California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA</td><td>CFW0010954</td><td>40 &micro ; m, 99.95 %</td></tr><tr><td>Tube capillaire</td><td>Optronics</td><td>1068150020</td><td>ID : 100.4 &micro ; m</td></tr><tr><td>Nanoconnecteur</td><td>Omnetics Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, États-Unis</td><td>A79038-001</td><td></td></tr><tr><td>Vis</td><td>Bilaney, D&uuml ; sseldorf, Allemagne</td><td>00-96x1/16</td><td></td></tr><tr><td>sonde en silicone</td> en acier inoxydable <td>NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, États-Unis</td><td>B32</td><td></td></tr><tr><td>Headstage</td><td>Neuralynx, Bozeman, Montana</td><td>États-Unis HS-8</td><td>miniature Headstage unity gain préamplificateurs</td></tr><tr><td>Peinture conductrice d’argent</td><td>Conrad electronics, Allemagne</td><td>530042</td><td></td></tr><tr><td>Flux liquide</td><td>Felder GMBH L&ouml ; ttechnik, Oberhausen, Allemagne</td><td>L&ouml ; t&ouml ; l ST</td><td>DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)</td></tr><tr><td>LED</td><td>Neuralynx</td><td>HS-LED-Red-omni-10V</td><td></td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</strong</td><td>>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>Mathworks, Natick, MA, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MC_Stimulus logiciel</td><td>Multicanal, Systèmes</td><td></td><td></td></tr><tr>Gestionnaire <td></td><td></td> de<td>données neurophysiologiques</td><td>NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net</td></tr><tr><td>Klusters</td><td></td><td></td><td>http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006</td></tr><tr><td>Logiciel du système d’enregistrement</td><td>Neuralynx</td><td>Cheetah</td><td>https://neuralynx.com/software/cheetah</td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse de données multicanal</td><td>Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB</td><td>Spike2</td><td></td></tr></tbody></table>

optogenetic entraînement des oscillations thêta hippocampique en comportement des souris

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Des données détaillées sur les relations des oscillations de réseau de neurones au comportement et organisation de la décharge neuronale dans toutes les régions du cerveau réclament de nouveaux outils manipuler sélectivement les rythmes du cerveau. Nous décrivons ici une approche alliant projection spécifique optogenetics en électrophysiologie extracellulaire pour le contrôle de la haute fidélité des oscillations thêta hippocampique (5 à 10 Hz) chez les souris se comporter. La spécificité de l’entraînement d’optogenetic est obtenue en ciblant les channelrhodopsin-2 (ChR2) à la population de GABAergiques des cellules septales médiales, essentiellement impliquées dans la génération d’oscillations thêta hippocampiques, et un local synchronisée activation d’un sous-ensemble des inhibiteurs afférences septales dans l’hippocampe. L’efficacité du contrôle optogenetic rythme est vérifiée par un contrôle simultané du champ local potentiel (LFP) sur le limbe de la région CA1 et/ou de décharge neuronale. À l’aide de cette préparation facilement réalisable nous montrent l’efficacité des différents protocoles de stimulation optogenetic pour l’induction des oscillations thêta et la manipulation de leur fréquence et la régularité. Enfin, une combinaison du rythme thêta contrôle avec projection spécifiques inhibition aborde la lecture de certains aspects de la synchronisation hippocampe par régions efférentes.

Ciblage des ChR2 aux cellules GABAergiques dans la MS, tel que décrit à l’article 1 est illustrée dans la Figure 2 a. Optogenetic stimulation des axones de MS GABAergic cellules dans l’hippocampe dorsal par une fibre optique qui est implantée au-dessus de la zone CA1 entraîne des oscillations thêta à la fréquence du stimulus dans l’ipsilatéral (Figure 2 b) ainsi que controlatérale hémisphère (Figure 2</strong...

Nous décrivons l’utilisation des optogenetics et des enregistrements électrophysiologiques pour des manipulations sélectives des oscillations thêta hippocampique (5 à 10 Hz) chez les souris se comporter. L’efficacité de l’entraînement de rythme est contrôlée au moyen potentiel de champ local. Une combinaison d’opto - et pharmacogénétique inhibition adresses la lecture efférente de synchronisation hippocampe.

Optogenetic entraînement des Oscillations thêta hippocampique en comportement des souris

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neurophysiologie, telles que le rôle causal de l’oscillation thêta dans la navigation spéciale et les comportements associés. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet un contrôle en temps réel de la fréquence et de la régularité des oscillations thêta de l’hippocampe chez les souris au comportement précoce. La Dre Franziska Bender, une ancienne étudiante diplômée de mon laboratoire, fera la démonstration de la procédure.Commencez par la souris entièrement anesthésiée fixée dans le cadre stéréotaxique. Percez un trou au-dessus du septum médial. Immergez la pointe de l’aiguille d’injection dans une gouttelette de virus sur un morceau de film de paraffine et aspirez soigneusement le virus à environ 500 nanolitres par minute tout en observant le niveau du liquide.Pour éviter que l’air ne pénètre dans l’aiguille d’injection, arrêtez le sevrage avant que le virus ne soit entièrement absorbé. Nettoyez l’aiguille avec un mouchoir en papier. Vérifiez que le virus et l’huile sont séparés par une bulle d’air et marquez le niveau du virus sur le tube.Positionnez l’aiguille au-dessus de la craniotomie et insérez-la lentement dans le cerveau au premier point d’injection. Injecter 450 nanolitres du virus à raison de 100 à 150 nanolitres par minute. Après l’injection, attendez 10 minutes.Après 10 minutes, déplacez soigneusement l’aiguille de 0,1 millimètre vers le haut et attendez encore cinq minutes. Utilisez une micro-décapeuse pour dénuder 125 micromètres de gaine d’une fibre optique multimode pendant que la fibre est toujours attachée à la bobine de fibre. Ensuite, utilisez un couteau diamanté pour couper la fibre à une longueur d’environ deux à trois centimètres.Insérez la fibre optique dans une virole en céramique de zircone d’un diamètre interne de 126 microns. Environ 0,5 à un millimètre de la fibre doit dépasser du côté convexe de la virole. À l’aide d’une aiguille, appliquez une goutte de colle époxy aux deux extrémités de la virole, mais pas sur les côtés de la virole.Après séchage, utilisez un film de polissage de fibre de rodage diamanté avec un grain de trois microns pour polir le côté convexe de la virole. Pour préparer le réseau de fils de tungstène, collez d’abord plusieurs guides de tube de silice de 100 microns sur le côté collant d’un morceau de ruban adhésif. Ensuite, à l’aide d’une pince, enfilez des fils de tungstène de 45 microns isolés dans les tubes de guidage.Ensuite, utilisez un scalpel pour dénuder l’isolant des deux extrémités de six fils de liaison en cuivre fin isolés d’émail d’environ cinq millimètres de long. Dénudez ensuite l’isolant des deux extrémités d’un fil de mise à la terre d’environ deux à trois centimètres de long. Soudez chaque fil dénudé aux broches du nanoconnecteur.Connectez chaque fil de liaison à un fil de tungstène à l’aide d’une goutte de peinture conductrice d’argent. Après séchage, appliquez une petite quantité de ciment pour couvrir les fils de cuivre. Évitez d’appliquer du ciment sur la partie supérieure du nanoconnecteur.Après avoir laissé sécher le ciment pendant au moins 30 minutes, utilisez des ciseaux en acier inoxydable émoussés pour couper les fils de tungstène à un angle de cinq à 20 degrés. Commencez par percer quatre trous de 0,8 mm de diamètre dans le crâne propre de l’animal anesthésié. Percez deux trous rostrals jusqu’à la suture coronale et deux au-dessus du cervelet.Ensuite, placez des vis à os en acier inoxydable pour la mise à la terre et la stabilisation de l’implant. Positionnez la vis de terre reliée à un fil de cuivre au-dessus du cervelet. Couvrez complètement la vis de terre avec du ciment pour éviter les artefacts musculaires pendant les enregistrements électrophysiologiques.Construisez un anneau de ciment reliant toutes les vis. Effectuez une craniotomie au-dessus du site d’implantation, puis appliquez environ un microlitre de solution saline stérile à la surface du tissu cérébral. Utilisez la stéréotaxe pour abaisser lentement le réseau de fils dans la craniotomie.Appliquez ensuite environ cinq microlitres de cire liquide chaude au-dessus du site d’implantation pour protéger le tissu cérébral. Appliquez du ciment autour du réseau de fils et recouvrez le crâne de ciment. Appliquez une goutte de flux sur le fil de terre pré-soudé ou le fil pré-soudé connecté à la vis de terre, et fusionnez les fils à l’aide d’une machine à souder.Enfin, couvrez tout le fil de terre avec du ciment. Vérifiez le flux lumineux du cordon de raccordement. Si le taux de transmission de la fibre implantée était de 50 %, assurez-vous que le rendement lumineux à l’extrémité du cordon de raccordement est de 20 milliwatts.Connectez le préamplificateur de l’étage de tête au connecteur implanté et connectez le cordon de raccordement à fibre optique à la fibre hippocampique implantée pour la stimulation optogénétique. Enregistrez le comportement de base pendant une durée appropriée aux paramètres mesurés. Ouvrez le logiciel pour contrôler le générateur de stimulus.Cliquez sur fichier, ouvrez et sélectionnez le fichier de protocole de votre choix. Cliquez sur télécharger et lancez la stimulation lumineuse. Observez le contrôle du rythme thêta par les impulsions lumineuses.Le potentiel de champ local de l’hippocampe lors des oscillations thêta spontanées est observé ici. Notez les enveloppes gamma, un indicateur du rythme thêta physiologique. Le potentiel de champ local de l’hippocampe à sept hertz pendant l’entraînement optogénétique est observé ici.Les bandes bleues indiquent les fenêtres de temps d’application de la lumière. Notez la réinitialisation de phase par l’impulsion lumineuse indiquée ici par une flèche. Le potentiel de champ local de l’hippocampe à 10 hertz reflète l’entraînement optogénétique.Notez que les enveloppes gamma à verrouillage de phase et l’inversion de phase entre les strathams oriens et le stratum radiatum sont également maintenues pendant l’entraînement. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en quatre heures d’expérience, plus six semaines pour l’expression virale. Lors de la tentative de cette procédure, il est essentiel de se rappeler d’assurer une transduction virale efficace.Connectez correctement l’implant de fibre optique au cordon de raccordement et obtenez une bonne qualité d’oscillations thêta spontanées de potentiel de champ local.

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Neuroscience

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Source : Kodani, S., et.al. Manipulation optogénétique des circuits neuronaux lors de la surveillance des états de sommeil/éveil chez la souris. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo démontre la manipulation optogénétique des circuits neuronaux impliqués dans la transition du sommeil à l’éveil chez la souris. La procédure consiste à implanter chirurgicalement une fibre optique et des électrodes dans le cerveau et les muscles pour permettre la stimulation lumineuse et l’enregistrement...

Manipulation optogénétique de circuits neuronaux pour la transition du sommeil à l’éveil chez la souris

Cette vidéo présente un protocole permettant de moduler les oscillations thêta dans un modèle de souris génétiquement modifié avec des canaux ioniques sensibles à la lumière dans ses neurones du septum médial GABAergique. En délivrant des impulsions lumineuses à l’hippocampe, le protocole vise à synchroniser l’activité neuronale et à générer des oscillations thêta, qui sont enregistrées comme des potentiels de champ locaux.

Manipulation sélective des oscillations thêta dans un modèle murin

Cette vidéo démontre l’implantation stéréotaxique d’un réseau d’électrodes et d’une fibre optique dans l’hippocampe d’un modèle murin.

Implantation d’un réseau d’électrodes et d’une fibre optique dans l’hippocampe de la souris

Cette vidéo montre l’enregistrement de l’activité du réseau neuronal rythmique, également connue sous le nom d’oscillations thêta, dans un hippocampe isolé. Des électrodes sont insérées dans diverses couches et positions spatiales pour détecter et analyser les oscillations thêta. Cela montre les compositions neuronales uniques et la connectivité du réseau neuronal à travers les différentes couches de l’hippocampe.

Enregistrement in vitro des oscillations thêta dans l’hippocampe de souris

Cette vidéo montre la méthode d’utilisation de l’optogénétique pour moduler la dynamique du réseau hippocampique en activant des interneurones sensibles à la lumière génétiquement modifiés dans une tranche de cerveau de souris, en améliorant la synchronisation de l’oscillation thêta et en étudiant le comportement des circuits neuronaux.

Contrôle optogénétique de la dynamique des réseaux de l’hippocampe

Oscillations sont propriétés de réseau fondamentaux et sont modulés par la maladie et les médicaments. Etudier oscillations cerveau tranche permet la caractérisation des réseaux isolés dans des conditions contrôlées. Les protocoles sont prévus pour la préparation des tranches de cerveau aigus pour évoquer CA1 oscillations γ.

Génération de locaux Oscillations CA1 de γ par Tetanic Stimulation

L’activité thêta dans l’hippocampe est liée à des stades cognitifs et comportementaux spécifiques. Ici, nous décrivons une méthode analytique pour détecter les oscillations thêta hautement organisées dans l’hippocampe en utilisant une approche basée sur le temps-fréquence (c’est-à-dire l’analyse en ondelettes).

Détection automatique de très organisé Oscillations Theta dans le murin EEG

Ici, nous présentons un protocole pour l'enregistrement du réseau neuronal rythmique theta et les oscillations gamma à partir d'une préparation isolée de l'hippocampe entier. Nous décrivons les étapes expérimentales de l'extraction de l'hippocampe aux détails des enregistrements de pince à lames, à l'unité et à l'ensemble des cellules, ainsi qu'à la stimulation optogénétique du rythme theta.

Tuning dans la bande Hippocampal Theta<em&gt; In Vitro</em&gt;: Méthodologies pour l&#39;enregistrement à partir du circuit de Septohippocampal de Rongeur isolé

Ce protocole décrit l’enregistrement des potentiels de champ local multi queue linéaire silicium sondes. Conversion des signaux en utilisant l’analyse de la densité actuelle source permet la reconstruction de l’activité électrique locale dans l’hippocampe de souris. Avec cette technique, les oscillations dans l’espace restreint de cerveau peuvent être étudiées en se déplaçant librement souris.

Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris

Ici, nous décrivons des méthodes de manipulation optogénétique de types particuliers de neurones pendant la surveillance des états de sommeil/éveil chez les souris, présentant nos travaux récents sur le noyau de lit de la stria terminalis comme exemple.

Manipulation optogénétique des circuits neuronaux pendant la surveillance des états de sommeil/éveil chez les souris

Cet article démontre la préparation d’une fenêtre de formation image faite sur mesure complétée avec la canule d’infusion et son implantation sur la région CA1 du hippocampe chez les souris.

Procédure de craniotomie pour visualiser les activités neuronales dans l’hippocampe de souris se comportant

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