Name: Quantification de l’abondance de lipides et évaluation de la Distribution des lipides du Nil rouge et huile rouge O coloration de Caenorhabditis elegans (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 46 s
Description: Découvrez la coloration au rouge du Nil et à l'huile rouge O pour quantifier les lipides et évaluer leur distribution chez Caenorhabditis elegans. Cette méthode simple permet d'étudier le métabolisme lipidique.

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1. Nil rouge (NR) coloration des lipides
<ol><li>Préparation de la solution mère de 5 mg/mL, NR<ol>
<li>Dans une bouteille de 500 mL, ajouter 100 mg de poudre de NR à 200 mL d’acétone 100 %.</li>
		<li>Couvrir la bouteille avec du papier aluminium pour éviter toute exposition à la lumière.</li>
		<li>Avant utilisation, agiter la solution pendant 2 h dans l’obscurité.</li>
		<li>Pour utilisation à long terme, conserver la solution mère NR dans un flacon hermétique sans toute exposition à la lumière. Solution mère NR selon les besoins de recherche à l’échelle. Veiller à ce que la même solution est utilisée à travers des expériences de coloration NR pour obtenir la coloration uniforme et les résultats d’imagerie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation de la solution de travail NR<ol>
<li>Pour chaque 1 mL d’isopropanol 40 % (v/v), ajouter 6 µL de la solution mère de NR.</li>
		<li>Préparez 600 µL de solution de travail NR pour chaque échantillon. Remarque : Assurez-vous de frais NR droit de solution de travail avant la coloration. Selon les besoins de solution mère de NR, utiliser un 15 mL ou tube à fond conique jaugée de 50 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation vers pour la coloration des lipides NR<ol>
<li>Poussent au stade précoce de L4 à 20 ° C sur un milieu de croissance nématode (NGM) ensemencée avec fin-log OP50 e. coli.</li>
		<li>Laver les vers la plaque avec 1 mL de 1 x 0,01 % Triton X-100 (PBST) solution de tampon phosphate salin + et mettre la suspension ver dans un tube de microtubes de 1,5 mL.</li>
		<li>Centrifuger que les vers à 560 x g pendant 1 min. Retirer le surnageant et répétez cette étape jusqu'à ce qu’e. coli est effacée de suspension.</li>
		<li>Ajouter 100 µL d’isopropanol 40 % dans le culot de ver et il incuber à température ambiante pendant 3 min.</li>
		<li>Centrifuger les vers à 560 x g pendant 1 min et retirer le surnageant sans déranger le culot de ver. NOTE : Utilisation des volumes importants de PBST pour laver les vers les plaques si à l’aide de plaques plus grandes ou plus de parasites par plaque de coloration. Ne pas laver les vers dans le PBST de plus de 15 min avant la fixation de l’échantillon. Effectuer de nouveaux lavages si le liquide surnageant ne s’efface pas de bactéries. Réaliser l’incubation dans l’isopropanol 40 % à l’aide d’un nutator ou bascule. Toujours surveiller les tubes pour s’assurer que l’agitation de l’échantillon complet se produit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lipides de coloration avec NR<ol>
<li>Dans l’obscurité, ajoute 600 µL de solution de travail NR de chaque échantillon. Inverser les tubes trois fois et mélanger complètement les vers dans la solution NR.</li>
		<li>Faire tourner l’échantillon dans l’obscurité à température ambiante pendant 2 h.</li>
		<li>Après l’incubation, centrifuger les vers à 560 x g pendant 1 min et retirer le surnageant.</li>
		<li>Ajouter 600 µL de PBST et incuber les échantillons dans l’obscurité pendant 30 min enlever excès NR tache.</li>
		<li>Centrifuger les échantillons à 560 x g pendant 1 min et retirer tout sauf environ 50 µL de liquide surnageant. Remarque : L’incubation NR ne requiert pas d’agitation. Décantation de worms est fréquente au cours de cette étape.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation des lames pour l’imagerie de microscope<ol>
<li>Resuspendre le culot de ver en restant surnageant.</li>
		<li>Déposer 5 µL de suspension de ver sur une lame de microscope et mettre une lamelle soigneusement à ne pas emprisonner de bulles d’air.</li>
		<li>Scellez la lamelle avec vernis à ongles avant vers l’imagerie.</li>
		<li>Préparez que quelques diapositives à la fois. Ceci assurera que l’imagerie NR reste constante dans les trois échantillons. La qualité des images colorés NR diminue après des gouttelettes de lipides discrète 6 h. sont difficiles à observer et augmente la fluorescence de fond, qui interfère avec la détection du signal NR.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Imagerie vers colorés NR<ol>
<li>Les vers grossissement 5 X pour capturer plusieurs animaux par champ de vision de l’image.</li>
		<li>Passer à un grossissement de 10 X pour mieux quantifier les worms individuels.</li>
		<li>Canal FITC/GFP permet d’image vers colorés NR et essayer le temps d’exposition différents afin de déterminer les conditions optimales pour la quantification.</li>
		<li>Enregistrer les fichiers en format TIF pour éviter toute perte de données due à la compression. NOTE : Exposition typique fois varient de Mme 100-1000 ayant un temps de pose optimale, utilisez-le pour tous les échantillons pour maintenir la cohérence d’imagerie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Quantification d’image coloration NR<ol>
<li>Télécharger les micrographies sur ImageJ. Dans le menu déroulant Plugins, utilisez la fonction de Bio-Formats si le fichier image n’est pas reconnu.</li>
		<li>Dans le menu déroulant Image, la fonction Stacks, utilisez des Images-de-pile pour créer une pile d’image lorsqu’on compare les micrographies plusieurs.</li>
		<li>Dans le même menu déroulant, régler la luminosité/contraste de la pile de l’image et propager les modifications à toutes les images en cliquant sur Apply.</li>
		<li>Utiliser l’outil de sélection polygone pour délimiter chaque ver imagé et utiliser la fonction de mesure sous le menu déroulant de l’analyse pour quantifier l’intensité de la fluorescence émise par NR.</li>
		<li>Pour chaque image, mesurer cinq emplacements de fond et calculer l’intensité de fluorescence de fond moyenne.</li>
		<li>Soustraire l’intensité de fluorescence de fond de chaque ver imagé à l’aide de la formule N = G - (A x B), où N représente la fluorescence nette, G pour fluorescence brut, A pour superficie totale ver et B pour la fluorescence de fond moyenne.</li>
		<li>Pour normaliser l’intensité de la fluorescence de la taille de la vis sans fin, diviser la fluorescence nette de chaque ver par sa superficie. Les résultats sont signalés comme l’intensité de la fluorescence, en unités arbitraires (UA), par pixel. Remarque : Évitez d’exportation des images au format JPEG. Alors que la compression rend les fichiers plus facile à gérer pour stocker, l’intégrité des données est compromise par ce format. S’assurer que toutes les images sont modifiées et analysées de manière identique. N’oubliez pas d’inclure une échelle graphique pour évaluer correctement la taille à différents grossissements. Pour mieux visualiser les différences dans l’intensité de la fluorescence à l’aide de ImageJ, changer le type d’image RVB 8 bits et sélectionnez Fire dans le menu image lookup tables (LUT). Cela crée une image de carte thermique chez quelle couleur accrue luminosité est corrélée avec l’intensité de la fluorescence accrue.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. huile rouge O coloration (ORO) des lipides
<ol><li>Préparation de la solution mère de ORO<ol>
<li>Dans un flacon de 250 mL, ajouter 500 mg de poudre de ORO à 100 mL d’isopropanol 100 % et mélanger bien.</li>
		<li>Une fois préparée, conserver la solution hermétiquement fermée avec aucune exposition à la lumière.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation de la solution de travail ORO<ol>
<li>Diluer la solution mère de ORO dans l’eau (3:2) à 60 % isopropanol.</li>
		<li>Avant utilisation, filtrer la solution d’ORO à travers un filtre de seringue stérile d’acétate de cellulose 0,2 µm. Remarque : Pour une qualité de solution optimale, préparer ORO solution la veille et laissez-le mélanger du jour au lendemain. Toutefois, si la solution est nécessaire même jour, diluer et mélanger ORO solution sur un balancier pendant au moins 2 h avant utilisation. Avant bascule, enrouler le tube conique en ruban de paraffine pour éviter toute fuite de solution d’ORO.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation vers pour la coloration des lipides ORO<ol>
<li>Cultiver les vers à 20 ° C sur un milieu de croissance nématode (NGM) ensemencé avec fin-log OP50 e. coli à l’étape de vie souhaité.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de solution PBST à la plaque et agiter jusqu'à ce que tous les vers sont la plaque. Inclinaison de la plaque et le laver avec 1 mL de PBST. Transférer la suspension ver dans un tube de microtubes de 1,5 mL.</li>
		<li>Centrifuger que les vers à 560 x g pendant 1 min. Retirer le surnageant sans déranger le culot et répéter l’étape de la laver avec 1 mL de PBST trois fois. Supprimer tous les µL surnageant mais 100.</li>
		<li>Ajouter 600 µL d’isopropanol 40 % dans le culot de ver et bougez-le à température ambiante pendant 3 min.</li>
		<li>Centrifuger les vers à 560 x g pendant 30 s et supprimer tout surnageant mais 100 µL sans perturber le culot à vis sans fin. Remarque : Utiliser des volumes importants de PBST pour laver vers plaques si faire une coloration haut débit. Ne pas laver les vers dans le PBST de plus de 15 min avant la fixation de l’échantillon. Faire des nouveaux lavages si surnageant ne s’efface pas de bactéries. Effectuer d’incubation dans l’isopropanol 40 % à l’aide d’un nutator ou bascule. Toujours surveiller les tubes pour s’assurer que l’agitation de l’échantillon complet se produit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lipides, coloration avec ORO<ol>
<li>Ajouter 600 µL de solution de travail ORO à chaque échantillon. Renverser le tube trois fois et mélanger les vers bien à ORO.</li>
		<li>Faire pivoter les échantillons à 30 tr/min pendant 2 h à température ambiante.</li>
		<li>Centrifuger les échantillons à 560 x g pendant 1 min et éliminer tous les µL surnageant mais 100.</li>
		<li>Remettre en suspension les échantillons dans 600 µL de PBST et tourner les tubes à 30 tr/min pendant 30 min enlever tache ORO excédentaire.</li>
		<li>Centrifuger les échantillons à 560 x g pendant 1 min et éliminer tout sauf 50 µL de liquide surnageant.</li>
		<li>Pour mieux distinguer l’emplacement des cellules germinales et les cellules intestinales de l’animal, détachant les noyaux en ajoutant 1 µL de (2-(4-amidinophenyl) - 1 H-indole-6-carboxamidine) (DAPI) pour chaque 1 mL de solution d’ORO. Effectuer de ORO coloration pendant 2 h avec l’ajout de DAPI avant le montage de diapositives pour l’imagerie. Noyaux intestinaux sont plus grands dans la taille et la gonade se distingue par les développement des cellules germinales. NOTE : Après ORO coloration, vers peuvent adhérer aux parois du tube à centrifuger et ne parviennent pas à former une boulette notable. Dans ce cas, centrifuger les vers à nouveau ou permettre à worms se contenter par gravité d’au moins 10 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation des lames pour le ver d’imagerie<ol>
<li>Remettre en suspension les vers dans le surnageant restant et bien mélanger la solution.</li>
		<li>Mettre 5 µL de suspension de ver sur une lame de microscope et placez un lamelle couvre-objet avec précaution, s’assurer qu’aucun air bulles se forment.</li>
		<li>Sceller la lamelle avec vernis à ongles et les vers l’image. Remarque : Après fixation et coloration, les vers peuvent être très rigide et difficile à pipeter. Pour contourner cela, faire des pipettes d’échelle-alésage en coupant leurs conseils.</li>
		<li>Stocker les diapositives dans un rack de micro-centrifuger à 4 ° C pendant 24 h, si ne pas d’imagerie immédiatement après la coloration.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Imagerie de worms colorés à l’ORO<ol>
<li>Utiliser une caméra couleur capacité à worms ORO teinté en image.</li>
		<li>Grossissement de X 5 permet d’image plusieurs vers un champ de vision.</li>
		<li>Passer à un grossissement de 10 X pour le meilleur examen de worms individuels.</li>
		<li>Exporter des images au format TIF pour éviter la perte de données due à la compression. Remarque : Si la coloration avec ORO + DAPI, basculez la caméra couleur compatible à celui qui peut capturer la fluorescence.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analyse d’images de worms colorés à l’ORO<ol>
<li>Télécharger micrograph(s) sur ImageJ. Dans le menu déroulant Plugins, utilisez la fonction de Bio-Formats si le fichier image n’est pas reconnu.</li>
		<li>Dans le menu déroulant Image, la fonction Stacks, utilisez des Images-de-pile pour créer une pile d’image lorsqu’on compare les micrographies plusieurs.</li>
		<li>Régler la luminosité/contraste sous le même menu déroulant afin d’améliorer la visibilité des gouttelettes lipidiques.</li>
		<li>Classer les images selon l’accumulation de lipides dans le corps de l’animal ou dans des tissus spécifiques.</li>
		<li>Pour une meilleure évaluation de la localisation de lipide et d’identification des artefacts d’image non spécifique à l’aide de ImageJ, sélectionner la fonction de la couleur dans le menu déroulant de Image et cliquez sur la pile en RVB pour montrer les signaux de chacune des composantes RVB.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêt.

L’augmentation de l’obésité et les taux de maladies métaboliques rend c. elegans , un modèle approprié pour étudier les mécanismes qui régulent l’accumulation de graisses dans les cellules et les tissus. Des preuves récentes suggèrent que les changements dans les taux de lipides sont corrélés avec des processus cellulaires, allant de l’insuline signalisation8, l’activation des récepteurs hormone2, à la capacité reproductrice5. Par rapport à ...

Les lipides sont essentiels à la vie. Ils font partie intégrante des membranes, agissent comme des messagers secondaires et transducteurs de signal et ont des fonctions cruciales dans le stockage de l’énergie. Lorsque le métabolisme des lipides est dysrégulation, elle conduit à des maladies comme l’obésité et le diabète de type II, qui sont en appuyant sur les préoccupations de santé publique9. Caenorhabditis elegans (C. elegans) est un organisme excellent modèle pour l’étude du métabolisme lipidique, parce qu’il a un cycle de vie relativement court, un corps transparent, une lignée de cellules connues et un génome entièrement séquencé. Principalement un hermaphrodite, c. elegans permet aux chercheurs de soulever un grand nombre d’animaux isogéniques bref une période à haut débit effectuer avancer écrans génétiques pour étudier un large éventail de gènes et les voies métaboliques4. Cette approche a révélé un haut degré de conservation en 273 gènes du métabolisme lipidique de c. elegans parmi les humains, les souris, les rats et les drosophiles. En outre, plus de 300 gènes de lipides chez c. elegans ont des orthologues humains qui sont associés à des maladies non liées au syndrome métabolique,11. Traditionnellement, examen de stockage lipidique chez c. elegans a principalement invoqué essais marqués au colorant, qui fournissent des renseignements solides sur l’accumulation de lipides. Moins fréquent est une description de localiser où les lipides et les différences mesurées en abondance de lipides dans les tissus. Cependant, des travaux récents ont révélé que distribution des lipides peut être aussi importante que l’accumulation de lipides6.
Dernièrement, des études ont commencé à intégrer des méthodes telles que haute performance liquid chromatography-spectrométrie de masse (HPLC-MS), chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS), et cohérente anti-stokes la microscopie Raman diffusion (voitures) à l’adresse du lacunes des approches axées sur la tache en analysant directement le contenu des extraits lipidiques, fractions lipidiques spécifiques et les dépôts de lipides, respectivement10,11. En outre, la microscopie de voitures a révélé que rouge Nil seulement peut servir de proxy pour une accumulation de graisse lorsqu’il est utilisé comme teinture fixateur, pour son utilisation comme un colorant vital conduit à hors-cible la coloration des organites auto-fluorescent10. Toutefois, les compétences techniques requises et les coûts associés à ces chromatographie et méthodes de microscopie font leur utilisation intenable pour plusieurs questions de recherche. Dans cet article, nous discutons une méthode pratique et fiable pour fixer et tacher les dépôts de lipides neutres à l’aide du Nil rouge de c. elegans et huile rouge O pour distinguer l’abondance de lipides chez l’animal entier et dans des tissus spécifiques.
Rouge de Nil, 9-diethylamino-5H-benzo[α]phenoxazine-5-one, est un colorant benzophenoxazone facilement, se dissout dans les solvants organiques divers, mais est le plus souvent insoluble dans l’eau. C’est un excellent lysochrome colorant utilisé pour colorer les lipides neutres tels les triglycérides ou des esters de cholestérol parce qu’il dispose d’une couleur forte, solubilise bien dans les lipides, a interaction négligeable avec les tissus environnants et est moins solubles dans le solvant que dans lipides. Il a un maximum d’excitation et d’émission de 450-500 et 520 nm, respectivement1. Nil colorées au rouge c. elegans est vu pour la fluorescence verte, corps lipidiques discrètes peuvent être observés tout au long de l’intestin et d’autres tissus soit en grappes ou réparties, selon le génotype de l’animal ou de traitement expérimental 7.
L’huile rouge O est un lysochrome, un colorant soluble dans la graisse utilisée pour colorer les triglycérides et lipoprotéines. On l’appelle un colorant azoïque parce que sa structure chimique contient deux groupes azoïques attachés à trois noyaux aromatiques. Il est difficile de s’ioniser, qui le rend très soluble dans les lipides. Sa tache de couleur est rouge et son absorption maximale de la lumière est 518 nm 3. C. elegans colorées avec de l’huile rouge O montrent des gouttelettes de lipides rouge qui se démarquent contre corps transparent de l’animal, ce qui facilite l’évaluation qualitative de la distribution des lipides chez les différents tissus6.

<table><tbody><tr><td>Imager.M2m Microscope</td><td>Zeiss</td><td>n/a</td><td>Microscope à fluorescence</td></tr><tr><td>Caméra ERC5s</td><td>Axiocam</td><td>n/a</td> Caméra MRm <td>compatible avec les couleurs</td></tr><tr><td></td><td>Axiocam</td><td>n/a</td><td>Capable de fluorescence</td></tr><tr><td>Rouge du Nil</td><td>Thermo Fisher</td><td>N1142</td><td>Coloration</td></tr><tr><td>lipidique Rouge huile O</td><td>Alfa Aesar</td><td>A12989</td><td>Coloration lipidique</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher</td><td>D1306</td><td>Coloration à l’ADN</td></tr><tr><td>Alcool isopropylique</td><td>BDH</td><td>BDH1133-1LP</td><td>Solution fixatrice</td></tr><tr><td>0.2 &micro ; Filtre à seringue séteriel</td><td>m VWR</td><td>28145-477</td><td>Filtre en acétate de cellulose</td></tr><tr><td>Centrifugeuse 5430</td><td>Eppendorf</td><td>5428000015</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse Agitateur Rôtissoire</td><td>de laboratoire Quake</td><td>400110Q</td><td>Agitateur</td></tr><tr><td>Tube Rotateur</td><td>VWR</td><td>10136-084</td><td>Rotateur</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758-11-4</td><td>NGM</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7778-77-0</td><td>NGM</td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Alfa Aesar</td><td>7786-30-3</td><td>NGM</td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td>NGM</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>NGM Cholestérol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>57-88-5</td><td></td></tr><tr><td>NGM Peptone</td><td>BD Biosciences</td><td>211677</td><td>NGM</td></tr><tr><td>Agar Teknova</td><td></td><td>L9110</td><td>NGM</td></tr><tr><td>LB media</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3147</td><td>Croissance bactérienne</td></tr></tbody></table>

quantification de l’abondance de lipides et évaluation de la distribution des lipides du nil rouge et huile rouge o coloration de caenorhabditis elegans

Quantification of Lipid Abundance and Evaluation of Lipid Distribution in Caenorhabditis elegans by Nile Red and Oil Red O Staining

Caenorhabditis elegans est un organisme modèle exceptionnel permettant d’étudier le métabolisme des lipides et l’homéostasie énergétique. Beaucoup de ses gènes de lipides sont conservés chez les humains et sont associées à un syndrome métabolique ou d’autres maladies. Examen de l’accumulation de lipides dans cet organisme peut être effectué par colorants fixateur ou méthodes exempte d’étiquette. Taches de fixateur comme Nil rouge et huile O rouge sont des moyens peu coûteux et fiables de mesurer quantitativement le taux de lipides et de qualitativement observer distribution des lipides dans les tissus, respectivement. De plus, ces taches permettent de criblage à haut débit des diverses voies et les gènes du métabolisme lipidique. En outre, leur caractère hydrophobe facilite la liposolubilité, réduit l’interaction avec les tissus environnants et empêche la dissociation dans le solvant. Bien que ces méthodes sont efficaces pour examiner le contenu en lipides générales, ils ne fournissent pas d’informations détaillées sur la composition chimique et la diversité des dépôts lipidiques. Pour ces fins, exempte d’étiquette des méthodes telles que la microscopie GC-MS et les voitures sont mieux adapté, leurs coûts par dérogation.

SKN-1 est un bZip, facteur de transcription cytoprotecteurs qui partage une homologie avec NRF2 mammifères et a été montré à la médiation d’oxydation des acides gras. Selon la concentration de glucose dans leur alimentation, worms avec un allèle constitutivement activées skn-1 montrent des niveaux de lipides différents lorsqu’elle est colorée avec Nil rouge7. Figure 1 a -C indique activé skn-1 animaux...

Nil rouge coloration fixe Caenorhabditis elegans est une méthode pour la mesure quantitative des dépôts de lipides neutres, alors que l’huile rouge O coloration facilite l’évaluation qualitative de la répartition des lipides entre les tissus.

Quantification de l’abondance de lipides et évaluation de la Distribution des lipides du Nil rouge et huile rouge O coloration de Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an exceptional model organism in which to study lipid metabolism and energy homeostasis. Many of its lipid genes are conserved ...

L’objectif global de ces méthodes de coloration est de quantifier l’abondance des lipides intracellulaires et d’évaluer la distribution des lipides entre différents tissus. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le métabolisme des lipides, telles que la façon dont les lipides sont régulés génétiquement et biochimiquement et les états pathologiques qui régulent l’homéostasie des lipides. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est relativement simple et peu coûteuse à réaliser.Pour effectuer la coloration lipidique du rouge du Nil, placez les vers sur un milieu de croissance de nématodes ou NGM ensemencé avec du log tardif OP50 E.coli et faites pousser les vers à 20 degrés Celsius jusqu’au stade L4 précoce. Lavez les vers avec un millimètre de solution PBST et transférez la suspension de vis sans fin dans un tube de microfuge de 1,5 millilitre. Centrifugez les vers à 560 fois la gravité pendant une minute.Retirez ensuite le surnageant et répétez le lavage PBST jusqu’à ce que E.coli soit éliminé de la suspension. Ensuite, à la pastille de ver, ajoutez 100 microlitres d’isopropanol à 40 % ou de 60 % pour la coloration ORO et incubez l’échantillon à

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Cette vidéo décrit un protocole pour colorer les lipides de vers entiers et fixés à l’aide d’un colorant rouge du Nil. Pour visualiser spécifiquement les lipides neutres au cœur des gouttelettes lipidiques, imaginez les spectres d’émission verts de C. elegans colorés.

Coloration rouge du Nil de C. elegans : une méthode pour visualiser les gouttelettes lipidiques chez les animaux fixes

Cette vidéo présente un protocole de détection et de quantification des lipides neutres dans les cellules d’algues en les colorant rouge du Nil.

Coloration rouge du Nil : une technique pour détecter et quantifier les lipides neutres intracellulaires dans les algues

Nous présentons robustes méthodes biochimiques et microscopiques pour...

Biochimique et High Throughput évaluation microscopique de la masse grasse dans<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Un protocole simple de déterminer la teneur en lipide neutre de cellules d'algues en utilisant une procédure de coloration rouge Nil est décrite. Cette technique de gagner du temps offre une alternative aux protocoles de quantification des lipides traditionnels à base gravimétriques. Il a été conçu pour une application spécifique de la performance des bioprocédés de surveillance.

Une simple et rapide Protocole de mesure de lipides neutres dans les cellules algales par fluorescence

Présentés ici sont des méthodes détaillées pour la dissection et la coloration gouttelette de lipide des ovocytes dans les larves de Drosophila à l'aide de BODIPY 493/503, un colorant fluorescent spécifique aux gouttelettes lipidiques.

Dissection et coloration des gouttelettes lipidiques des oenocytes dans les larves de Drosophila

La microscopie à diffusion Raman stimulée (SRS) permet l’imagerie sélective et sans étiquette de fractions chimiques spécifiques et elle a été utilisée efficacement pour imager des molécules lipidiques in vivo. Ici, nous fournissons une brève introduction au principe de la microscopie SRS et décrivons des méthodes pour son utilisation dans le stockage des lipides d’imagerie dans Caenorhabditis elegans.

Imagerie sans étiquette de la dynamique de stockage des lipides chez Caenorhabditis elegans à l’aide de la microscopie de diffusion Raman stimulée

Le présent protocole décrit des méthodes de supplémentation en lipides dans des cultures liquides et sur plaque pour Caenorhabditis elegans, associées à des études longitudinales et à l’analyse transcriptionnelle des gènes à partir de vers et de tissus de vers en vrac ou de quelques vers.

Supplémentation en lipides pour la longévité et analyse transcriptionnelle des gènes chez Caenorhabditis elegans

Ici, nous démontrons un protocole optimisé basé sur la fluorescence BODIPY 493/503 pour la caractérisation des gouttelettes lipidiques dans le tissu hépatique. Grâce à l’utilisation de projections orthogonales et de reconstructions 3D, le fluorophore permet une discrimination réussie entre la stéatose microvésiculeuse et macrovésiculeuse et peut représenter une approche complémentaire aux protocoles histologiques classiques pour l’évaluation de la stéatose hépatique.

Analyse de gouttelettes lipidiques colorées par fluorescence avec reconstruction 3D pour l’évaluation de la stéatose hépatique

Les maladies oculaires dégénératives qui affectent la couche d’épithélium pigmentaire rétinien de l’œil ont des origines monogéniques et polygéniques. Plusieurs modèles de maladies et une application logicielle, LipidUNet, ont été développés pour étudier les mécanismes de la maladie, ainsi que les interventions thérapeutiques potentielles.

Méthode de caractérisation et de quantification de dépôts lipidiques basée sur l’apprentissage automatique à l’aide d’un épithélium pigmentaire rétinien dérivé d’iPSC

La lipophagie est une forme sélective d’autophagie qui implique la dégradation des gouttelettes lipidiques. Les dysfonctionnements dans ce processus sont associés au développement du cancer. Cependant, les mécanismes précis ne sont pas encore entièrement compris. Ce protocole décrit des approches d’imagerie quantitative pour mieux comprendre l’interaction entre l’autophagie, le métabolisme des lipides et la progression du cancer.

Explorer la régulation du catabolisme des gouttelettes lipidiques par la lipophagie

Nous fournissons ici des instructions sur l’utilisation efficace de SegElegans, un système d’apprentissage profond que nous avons développé pour la segmentation automatisée de vers individuels dans des images de microscopie à grand champ, pour une utilisation ultérieure dans des logiciels d’analyse d’images tels qu’ImageJ. Nous fournissons des moyens d’utiliser le système à la fois en ligne et hors ligne.

Analyse automatisée d’images de fluorescence de C. elegans à l’aide de SegElegans

Découvrez la coloration au rouge du Nil et à l'huile rouge O pour quantifier les lipides et évaluer leur distribution chez Caenorhabditis elegans. Cette méthode simple permet d'étudier le métabolisme lipidique.

Quantification de l’abondance de lipides et évaluation de la Distribution des lipides du Nil rouge et huile rouge O coloration de Caenorhabditis elegans (Vidéo) | JoVE Journal

Quantification de l’abondance de lipides et évaluation de la Distribution des lipides du Nil rouge et huile rouge O coloration de Caenorhabditis elegans

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