Name: Construction de Thiol-ene/yne hélicoïdale Peptides Via photoinduit thioéther/sulfure de vinyle-attaché Hydrothiolation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-01T13:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Découvrez la synthèse de peptides cycliques hélicoïdaux avec liaisons thioéther par photo-hydrothiolation thiol-ène/yne. Cette méthode offre un rendement élevé et élargit l'espace chimique des peptides stables.

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Les auteurs reconnaissent le soutien financier de la Fondation de sciences naturelles de Chine subventions (n ° 21372023, 21778009 et 81701818) ; le ministère de la Science et la technologie de la République populaire de Chine (n° 2015DFA31590) ; la Science de Shenzhen et Comité d’Innovation technologique (no. JCYJ20170412150719814, JCYJ20170412150609690, JCYJ20150403101146313, JCYJ20160301111338144, JCYJ20160331115853521, JSGG20160301095829250 et GJHS20170310093122365) ; et le FNS Postdoctoral de la Chine (n° 2017 M 610704).

1. matériel préparation
<ol><li>Pour l’appareil de synthèse peptidique manuelle, placez une tubulure de vide (Table des matières) dans une hotte de laboratoire efficaces. Ensuite, placer les robinets à trois voies sur le collecteur d’aspiration et le raccorder à une canalisation de gaz azote ou argon. Cap toutes les prises non utilisées à l’aide de septa caoutchouc.</li>
	<li>Brancher les colonnes remplies de résine (0,8 x 4 cm, 10 mL réservoir, voir Table des matières) à la tubulure en utilisant les robinets à trois voies (Figure 1). Utiliser une pompe raccordée à un système de vide comme la filtration sous vide ou une ampoule de pipette de caoutchouc en extrudant pour éliminer le solvant dans les colonnes.</li>
	<li>Utiliser un photoréacteur (Figure 2), équipés de lampes de dix 350 nm (Table des matières) pour l’irradiation UV. Se connecter à une bouteille de gaz argon via l’entrée d’air photoréacteur pour s’assurer que le photoréacteur est rempli de gaz argon avant et Pendant les photoréactions.</li>
	<li>Avant d’allumer la lampe UV de la photoréacteur, assurez-vous que la porte du photoréacteur est fermée dans le cas où il y a irradiation de la lumière UV.</li>
</ol>2. préparation de la résine
NOTE : en général, la construction des substrats peptidiques s’effectue à l’aide de protocoles de synthèse de peptide de phase solide Fmoc-basé. Elles sont réalisées à l’aide de la résine d’amide de patinoire qui laisse un clivage pour restant peptide suivant C-terminal amide. Ce protocole est utilisé dans le présent document.
ATTENTION : N, N- diméthylformamide (DMF), dichlorométhane (DCM), 4-méthylmorpholine (NMM) et N, N- diisoproylethylamine (DIPEA) sont toxiques et nocifs par inhalation, ingestion ou contact avec la peau. L’éther est extrêmement inflammable. L’acide trifluoroacétique (TFA) est corrosif. 1, 2-éthanedithiol (EDT) est très malodorant. Par conséquent, tous les solvants organiques et les produits chimiques avec les équipement de protection individuelle approprié (gants en nitrile, blouse et lunettes de protection) les spécimens et traitées à l’intérieur d’une hotte chimique.
<ol><li>Calculer la quantité de résine nécessaire à l’aide de la formule suivante : échelle (mmol) / (capacité de chargement (mmol/g) 1 000 (mg/g) de résine) = masse de résine (mg) Par exemple, la quantité de résine de MBHA amide de patinoire (0,5 mmol/g) pour 25 µmol = 0,025 mmol / (0,5 mmol/g 1 000 mg/g) = 50 mg. Ensuite, peser 50 mg de résine dans une colonne et mis en place sur la tubulure de vide à l’aide de robinets à trois voies.</li>
	<li>Ajouter 1 à 2 mL de DCM à la résine dans une colonne (0,8 x 4 cm, réservoir de 10 mL). Pour gonfler la résine, Agiter délicatement à l’aide d’un flux d’azote ou argon pendant 10 min. Ensuite, enlever le solvant à l’aide de filtration sous vide.</li>
</ol>3. lavage et la déprotection Fmoc N-terminal
<ol><li>Préparer le Fmoc N-terminal déprotection solution : préparer un volume suffisant (200 mL) de la morpholine 50 % (v/v) dans le DMF dans une bouteille en verre.</li>
	<li>Ajouter 1 à 2 mL de la solution de la déprotection de la résine, il Agiter délicatement pendant 10 min et puis vider la solution à l’aide d’un aspirateur. DMF (1 à 2 mL) et DCM (1 à 2 mL) dans cet ordre, rincer la résine et la cuve de réaction soigneusement pour un total de 3 x. Ensuite, répéter la déprotection et lavage 1 x.</li>
</ol>4. Fmoc-protégées des acides aminés couplage
<ol><li>À l’aide de l’accouplement des résidus alanine à titre d’exemple, dans le cas d’une synthèse de 25 µmol-échelle manuelle, peser Fmoc-Ala-OH (5 équivalent, 41,4 mg), hexafluorophosphate de 2-(6-chloro-1H-benzotriazole-1-yl)-1,1,3,3-tetramethylaminium (HCTU ; 4,9 équivalent, 50,5 mg) dans un conteneur en polypropylène et sa dissolution dans le DMF (0,5 mL).</li>
	<li>Ajouter DIPEA (10 équivalent, 43,5 µl) afin de générer un 0.25-M activé la solution d’acide aminé (tableau 1). Suite à une activation avant environ 1 min, ajouter la solution à la résine, et ensuite il bulle avec N2 pour environ 1 à 2 h.</li>
	<li>De cette marche, incorporer chaque acide aminé dans la chaîne peptidique comme une séquence d’étapes : tout d’abord la déprotection du Fmoc-groupe N-terminal, puis laver, suivie de l’accouplement de l’acide aminé via l’activation à l’aide de HCTU. NOTE : Un temps plus long accouplement (e.g., 2 h) est recommandé si l’accouplement à la suite d’un résidu d’acide aminé stériquement [e.g., Fmoc-Thr (tBu) - OH, Fmoc-Cys (Trt) - OH, Fmoc-His (Trt) - OH, Fmoc-Arg (Pbf) - OH]. L’alcène/alcyne portant des acides aminés non naturels sont utilisés en 3 équivalents au lieu de 5 et les laisse pour réagir pendant 3 h.</li>
	<li>Surveiller la progression de synthèse de peptide à l’aide de tests Kaiser ou chloranile tel que décrit par Arora et al. 36 ces tests fournissent des évaluations qualitatives de la présence ou l’absence de libres amines primaires et secondaires. Par ailleurs, environ 2-3 mg du peptide peuvent être clivée de la résine et analysé par LC-MS.</li>
</ol>5. thiol-ene Hydrothiolation et Thiol-yne cyclisation
<ol><li>Construire des thioéthers linker par le-résine cyclisation (Figure 3).<ol>
<li>Préparer environ 50 mL de la solution de déprotection de Trt (TFA/TIS/DCM 0.03/0.06/1.0). Traiter le Cys - et mS5-roulement résine [NH25-R-mS - A-A-A-Cys (Trt)-R'-résine, 50 mg] avec 1 à 2 mL de la solution de déprotection de Trt dans une colonne de 10 mL. Agiter délicatement la solution pendant 10 min à l’aide de N2. Enfin, lavez-le avec du DCM (1-2 mL) pour un total de 3 x. NOTE : MS5 représente le bloc de construction alkylène-roulement (voir la structure représentée dans la Figure 6) utilisé pour peptide couplage et thio-ene cyclisation38.</li>
		<li>Répéter la procédure décrite ci-dessus pour un total d’environ 6 x afin de supprimer le groupe de protection trityle de cystéine, jusqu'à ce que la couleur de la solution n’est donc plus jaune.</li>
		<li>Barboter avec N2, laver le R-mS5- un-A-A-Cys(-SH)-R'-résine [cystéine avec thio gratuit (-SH)] avec DMF (1 à 2 mL) et de DCM (1 à 2 mL) dans cet ordre. Rétrécir la résine à l’aide de méthanol (1 à 2 mL) pendant 2 min, puis retirez le solvant à l’aide de filtration. Ensuite, dans l’ordre sécher la résine sous une machine à vapeur de gaz2 N pendant environ 5 min, dans la colonne.</li>
		<li>Préparez au préalable, DMF dégazé dans une fiole de bouche, en bouillonnant azote gazeux pendant environ 1 h à travers une longue aiguille qui a été étirée dans le solvant.</li>
		<li>Transférer la résine dans un ballon à fond rond de 10 mL par pesée papier. Suspendre la résine dans 2 mL de la FMM dégazée, suivie par l’ajout de le photo-initiateur 2-hydroxy-1-[4-(2-hydroxyethoxy)-phenyl]-2-methyl-1-propanone (MMP ; 1 équiv., 5,6 mg), 4-méthoxyacétophénone (carte ; 1 équiv., 3,8 mg).</li>
		<li>Ajouter un émoi bar (0,3 cm) dans le ballon et cap le ballon avec un bouchon de caoutchouc approprié, puis déplacer l’air dans le ballon à l’azote à l’aide d’une pompe à huile. Remarque : L’atmosphère inerte n’est pas strictement nécessaire pour la photoréaction thio-ene efficace sur une phase solide. Toutefois, il est très nécessaire pour la photoréaction thio-yne en phase de solution dans la Figure 5. Dans le cas contraire, sera oxyder le soufre au cours de l’irradiation UV.</li>
		<li>Placer le ballon à réaction dans le photoréacteur et mélanger la résine pendant 1 h sous irradiation UV à température ambiante (Figure 2). ATTENTION : Avant d’allumer la lampe à UV photoréacteur, assurez-vous que la porte du photoréacteur est fermée dans le cas où il y a irradiation nocif de la lumière UV. Remarque : Échantillonnage fréquemment le mélange réactionnel lors les photoréactions est recommandé pour nouvelles séquences, comme le précurseur du peptide linéaire a le même poids moléculaire du produit. En général, linéaires et cycliques des peptides affichent hydrophilicité significativement différente. Cela pourrait être aisément distinguée par CLHP. Par ailleurs, les 5, 5' - dithiobis (acide 2-nitrobenzoïque) réactif (DTNB) pourrait également servir à étudier la présence de thiol libre37.</li>
		<li>Transférer la résine de la fiole dans la colonne et enlever le solvant à l’aide de filtration sous vide. Laver et sécher la résine comme indiqué au point 5.1.3.</li>
		<li>Préparer environ 10 mL du clivage cocktail (TFA/conseils/EDT/H2O 94/1/2.5/2.5) sous la hotte.</li>
		<li>Transférer la résine dans un conteneur en polypropylène 2 mL, ajouter 1 mL de clivage cocktail (TFA/conseils/EDT/H2O 94/1/2.5/2.5) dans le conteneur et scelle le récipient hermétiquement à l’aide d’un bouchon à vis. Puis, Agiter délicatement le récipient dans un agitateur orbital à raison de 60 t/mn sous la hotte pendant 1,5 à 2 h. ATTENTION : TFA est très corrosive. Portez des vêtements protecteurs et travailler sous une hotte efficace. EDT est une substance très malodorante et doit être manipulé sous une hotte efficace.</li>
		<li>Retirez le cocktail TFA par évaporation sous un flux de gaz N2 sous la hotte. Ensuite, précipiter le résidu à l’aide de l’éther diéthylique froid (1 mL) pour 30 s et isoler par centrifugation à 12 000 x g pendant 2 min. Après la centrifugation, doucement versez le composant de l’éther. Répétez les étapes précipité et centrifugation pour x 2. Évaporer le résidu à sec.</li>
		<li>Enfin, dissoudre le résidu dans 1 mL H2O/acétonitrile (2:1) et purifier par HPLC en utilisant une colonne analytique C18 (4,6 x 250 mm, débit de 1,0 mL/min). Utilisation H2O (contenant 0,1 % TFA) et pure dans l’acétonitrile comme solvants dans un dégradé linéaire de 2%/min de 20 % à 70 % d’acétonitrile pendant 25 min. spectres de HPLC moniteur à l’aide d’UV 280 nm et longueurs d’onde de 220 nm (tableau 2).</li>
	</ol></li>
	<li>Construire l’éditeur de liens thioéther par réaction intermoléculaire thio-ène, puis cycliser le peptide de macrolactamization (Figure 4).<ol>
<li>Synthétiser le résidu d’alkylène portant le peptide linéaire H2N-A-A-A-mS5(2-R'')-R'-résine (50 mg) à l’aide de synthèse de peptide de phase solide axée sur le Fmoc standard (SPPS) tel que décrit dans les étapes 2 à 4. Ensuite, laver et sécher la résine comme indiqué au point 5.1.3.</li>
		<li>Suspendre la résine dans un ballon à fond rond de 10 mL contenant 2 mL de la FMM dégazée comme indiqué au point 5.1.4.</li>
		<li>Ajouter le photo-initiateur MMP et carte (MMP : 1 équiv., 5,6 mg ; Carte : 1 équivalent, 3,8 mg), Fmoc-Cys-OH (3 équiv., 25,7 mg) et une agitation bar (0,3 cm) dans le ballon. Boucher le flacon à l’aide d’un bouchon de caoutchouc adapté et ensuite utiliser la pompe à huile pour remplacer l’air dans la fiole avec de l’azote.</li>
		<li>Placer le ballon à réaction dans le photoréacteur. Remuez pendant 1-2 h sous irradiation UV à température ambiante (Figure 2).</li>
		<li>Surveiller la réaction sous une analyse LC-MS : Cliver 2 à 3 mg de la résine à l’aide du cocktail de clivage. Alors précipiter le résidu avec de l’éther diéthylique froid (300 µL), isoler le résidu par centrifugation et évaporer le résidu à sec comme indiqué au point 5.1.11. Ensuite, dissoudre le résidu dans 100 µL d’H2O/acétonitrile (2:1). Filtrer la solution de peptide à l’aide d’un film microporeux de 0,22 µm et de les analyser à l’aide de LC-MS avec les composés ionisés dans l’ionisation par électrospray (ESI) et fonctionnant en mode positif.</li>
		<li>Si nécessaire, répéter les étapes 5.2.2 - 5.2.4 pour s’assurer de la réaction est effectuée à la fin.</li>
		<li>Après l’achèvement de la photo-réaction, transférer la résine de la fiole dans la colonne et enlever le solvant à l’aide de filtration sous vide. Laver et sécher la résine comme indiqué au point 5.1.3.</li>
		<li>Ajouter la solution DMF de hexafluorophosphate de benzotriazole-1-yl-oxytripyrrolidinophosphonium (PyBob ; 2,4 équivalent, 31,2 mg), 1-hydroxybenzotriazole (HoBt ; 2,4 équivalent, 8,1 mg) et NMM (4 équivalent, 11 µL) à la résine dans la colonne de la macrolactamization. Bulle de cette solution avec N2 pendant 2 h.<ol>
<li>En outre, contrôler cette réaction de couplage à l’aide de LC-MS, comme indiqué au point 5.2.3. Si nécessaire, répétez cette étape pour s’assurer que la réaction est effectuée à la fin.</li>
		</ol>
</li>
		<li>S’allongent le peptide à l’aide de RCR de base Fmoc standard tel que décrit dans les étapes 3 et 4.</li>
		<li>Lors de l’Assemblée de tous les résidus d’acides aminés, cleave le peptide de la résine comme décrit aux étapes 5.1.10 et 5.1.11 et purifier comme décrit à l’étape 5.1.12.</li>
	</ol></li>
	<li>Construire linker de sulfure de vinyle en phase de solution (Figure 5).<ol>
<li>Synthétiser le résidu de l’alcyne portant le peptide linéaire à l’aide de RCR de base Fmoc standard tel que décrit dans les étapes 2 à 4. Synthétiser l’alcyne portant l’acide aminé selon un protocole bien établi comme décrit dans une précédente étude20.</li>
		<li>Cleave le peptide de la résine et précipiter à l’aide de l’éther diéthylique froid comme décrit aux étapes 5.1.9 - 5.1.11. Le clivage et la précipitation de la résine, recueillir le peptide par centrifugation à 12 000 x g pendant 2 min.</li>
		<li>Sécher le résidu qui en résulte dans le vide. Dissoudre le résidu dans le DMF dégazé (50 mL) dans un ballon à fond rond de 100 mL afin d’atteindre une concentration finale de 0,5 mM (basé sur le chargement de la résine, 0,025 mmol (1 000 mL/L / 0,5 mmol/L) = 50 mL).<ol>
<li>Ajouter le photo-initiateur DMPA (0,5 équivalent, 3,2 mg) et dégazer ensuite la solution de réaction pendant 10 min à l’aide de N2 à travers une longue aiguille s’étendue dans la solution. Ensuite, irradier l’échantillon sous ultraviolets à température ambiante pendant 0,5 - 1 h sans agitation.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Supprimer le DMF sous un vide poussé et précipiter le résidu brut en ajoutant l’éther diéthylique pour dissoudre ses sous-produits organiques. Puis, isoler le résidu à l’aide de centrifugation à 12 000 x g pendant 2 min. Après la centrifugation, doucement versez le composant de l’éther. Évaporer le résidu à sec. Enfin, dissoudre le résidu dans 1 mL d’H2O/acétonitrile (2:1) et de le purifier par CLHP comme indiqué au point 5.1.7.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Pelay-Gimeno, M., Glas, A., Koch, O., Grossmann, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure-based+design+of+inhibitors+of+protein-protein+interactions%3A+mimicking+peptide+binding+epitopes%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Structure-based design of inhibitors of protein-protein interactions: mimicking peptide binding epitopes.</a> Angewandte Chemie International Edition. 54 (31), 8896-8927 (2015).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans la cyclisation sur résine intramoléculaire thio-ene décrite à la Figure 3, l’enlèvement du groupe trityle d’un résidu cystéine s’est avéré pour être une étape cruciale pour la photoréaction ultérieure. En outre, le poids moléculaire de peptide avant et suit que la réaction s’est avérée identique comme décrite dans Figure 6 b. Par conséquent, l’utilisation d’une identification de l’HPLC ou un dosage DTNB est nécessaire afin de surveiller la réaction. Dans le...

Le développement de ligands pour moduler les interactions protéine-protéine (IPP) offre une approche intéressante pour la découverte de médicaments modernes. Ainsi, beaucoup d’efforts ont été investi en étudiant les modalités chimiques roman qui pourraient moduler efficacement IPP1,2,3. IPP se composent généralement des surfaces qui interagissent peu profonds, grands ou abandonnées, et les petites molécules sont généralement considérés comme des ligands inadaptés pour la modulation de l’IPP4,5. Avec une approprié interaction surface exposée, petits peptides qui imitent les caractéristiques structurales des interfaces de protéines représentent des candidats idéaux pour régler ce problème6,7. Cependant, les petits peptides sont généralement non structurées dans une solution aqueuse. Cela est dû au fait que les molécules d’eau qui concurrencent le réseau de liaison hydrogène intramoléculaire du squelette peptidique et conformations bien définies sont entropiquement défavorables dans l’eau8. En outre, les peptides' intrinsèquement faible stabilité et propriétés de perméabilité cellulaire largement limitent leur utilisation dans des applications biologiques9,10. Selon l’analyse de protein data bank (PDB), > 50 % des IPP impliquent hélice α court interactions11. Ainsi, les méthodes chimiques différentes ont été développées en ce qui concerne la stabilisation de l’hélice. Ceux-ci incluent disulfure/thioéther bond formation12,13,14, métathèse de fermeture de cycle15, lactam ring formation16, « cliquez » chimie17, ajout de perfluoroarenes18,19et vinyle-sulfure formation20.
Peptides hélicoïdales stabilisés sont largement utilisés pour différentes cibles intracellulaires, dont p53, oestrogène récepteurs, Ras, BCL-2 protéines de la famille et d’autres21,22,23,24. ALRN-6924, un tout-hydrocarbure agrafé peptide inhibiteur double de MDM2 et MDMX, est actuellement utilisé pour l’investigation clinique25. En quelques années, notre groupe a mis l’accent sur le développement de méthodes de stabilisation nouveau peptide utilisant thiol-ene et thiol-yne réactions26,27,28. En général, nous avons démontré que ces réactions amorcées sont efficaces dans des conditions douces lorsqu’il est naturellement abondante cystéine est utilisé. En outre, nous avons montré que ces réactions ont une tolérance de l’excellent groupe fonctionnel, sont bio-orthogonaux et sont est avérées pour être applicable pour les peptides et les protéines modifications29. Les peptides de sulfure tethered thioéther/vinyle qui en résulte largement améliorer l’espace chimique des peptides de contrainte, fournissent un centre de labile sur sangles modification et s’avère pour être applicable pour des utilisations dans nombreuses applications biologiques30 ,31,32. A ce jour, seuls les rapports limités ont été décrits au sujet de la cyclisation de peptide de thiol-ene/thiol-yne. Dans une étude publiée par Anseth et coll. en 2009, une réaction sur la résine intramoléculaire thiol-ene de cyclisation de peptide entre alcènes activés avec la cystéine a été démontrée33. En 2015, Chou et al. décrit une réaction bi-composants radical initiés thiol-ene peptide agrafage34 et une réaction de couplage thiol-yne/ene ultérieurs, séquentiel35. Récemment, nous avons décrit une série de travaux basés sur thioéther/vinyle sulfure tethered peptides20,26,27. Ce protocole décrit une synthèse détaillée des peptides susmentionnés de thioether/vinyle sulfure attaché dans l’espoir qu’il sera utile pour la collectivité de la recherche.

<table><tbody><tr><td>Résine Rink Amide MBHA(0,53 mmol/g)</td><td>HECHENG</td><td>GRM50407</td><td></td></tr><tr><td>Standard Fmoc - Acides aminés protégés GL</td><td>Biochem (Shanghai) Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>N-méthyl-2-pyrrolidinone</td><td>Shenzhen endi Biotechnologie Co.Ltd.</td><td>3230</td><td>nocif pour la peau</td></tr><tr><td>N,N-Diméthyl formamide</td><td>Énergie</td><td>B020051</td><td>nocif pour la peau</td></tr><tr><td>Dichlorométhane</td><td>Énergie</td><td>W330229</td><td>nocif pour la peau</td></tr><tr><td>N,N-Diisoproyléthylamine</td><td>Aldrich</td><td>9578</td><td>irritant</td></tr><tr><td>Acide trifluoroacétique</td><td>J& K</td><td>101398</td><td>corrosif</td></tr><tr><td>Triisopropylsilane</td><td>J& K</td><td>973821</td><td></td></tr><tr><td>1,2-Ethanedithiol</td><td>J& K</td><td>248897</td><td>Puanteur</td></tr><tr><td>2-(6-Chloro-1H-benzotriazole-1-yl)-1,1,3,3-tétraméthylaminium hexafluorophosphate&nbsp ;</td><td>GL Biochem (Shanghai) Ltd.</td><td></td><td></td>851012</tr><tr><td>Morpholine</td><td>Aldrich</td><td>M109062</td><td>irritant</td></tr><tr><td>Éther diéthylique</td><td>Aldrich</td><td>673811</td><td>inflammable</td></tr><tr><td>Acétonitrile</td><td>Aldrich</td><td>9758</td><td>Toxicité</td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Aldrich</td><td>9758</td><td>Toxicité</td></tr><tr><td>2-hydroxy-1-[4-(2-hydroxyéthoxy)-phényl]-2-méthyl-1-propanone</td><td>Énergie A050035</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-méthoxyacétophénone</td><td>Énergie</td><td>A050098</td><td></td></tr><tr><td>2,2-diméthoxy-2-phénylacétophénone</td><td>Énergie</td><td>D070132</td><td></td></tr><tr><td>5,5'-Dithiobis-(acide 2-nitrobenzoïque)</td><td>J& K</td><td>281281</td><td></td></tr><tr><td>Benzotriazole-1-yl-oxytripyrrolidinophosphonium hexafluorophosphate</td><td>Énergie</td><td>E020172</td><td></td></tr><tr><td>1-Hydroxybenzotriazole</td><td>Énergie</td><td>D050256</td><td></td></tr><tr><td>4-méthylmorpholine</td><td></td><td>Énergie W320038</td><td></td></tr><tr><td>Chromatographie liquide à haute performance</td><td>SHIMADZU</td><td>LC-30AD</td><td></td></tr><tr><td>Masse d’ionisation par électronébulisation</td><td>SHIMADZU</td><td>LCMS-8030</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilisateur</td><td>Labconco</td><td>FreeZone</td><td></td></tr><tr><td>Système de concentration SpeedVac</td><td>Collecteur</td> à vide Thermo <td>Savant</td><td></td></tr><tr><td></td><td>promega</td><td>A7231</td><td></td></tr><tr><td>robinets d’arrêt à trois voies</td><td>Bio-Rad</td><td>7328107</td><td></td></tr><tr><td>colonnes de chromatographie poly-prep&nbsp ;</td><td>Bio-Rad</td><td>7311550</td><td></td></tr></tbody></table>

construction de thiol-ene/yne hélicoïdale peptides via photoinduit thioéther/sulfure de vinyle-attaché hydrothiolation

Constructing Thioether/Vinyl Sulfide-tethered Helical Peptides Via Photo-induced Thiol-ene/yne Hydrothiolation

Nous décrivons ici un protocole détaillé pour la préparation de peptides thioéther-attaché à l’aide de résine sur intramoléculaire/intermoléculaire thiol-ene hydrothiolation. En outre, ce protocole décrit la préparation de peptides vinyle-sulfure-attaché à l’aide de dans-solution intramoléculaire thiol-yne hydrothiolation entre amino acids qui possèdent des chaînes latérales alcène/alcyne et résidus de cystéine à i, i + 4 positions. Peptides linéaires ont été synthétisés à l’aide d’une synthèse de peptide de phase solide axée sur le Fmoc standard (SPPS). Thiol-ene hydrothiolation est réalisée en utilisant une réaction intramoléculaire thio-ène ou une réaction intermoléculaire thio-ene, selon la longueur de peptide. Dans cette recherche, une réaction intramoléculaire thio-ène est effectuée dans le cas des peptides plus courts utilisant sur résine déprotection des groupes trityle des résidus de cystéine après la synthèse complète du peptide linéaire. La résine est ensuite définie à une irradiation UV à l’aide de photo-initiateur 4-méthoxyacétophénone (carte) et 2-hydroxy-1-[4-(2-hydroxyethoxy)-phenyl]-2-methyl-1-propanone (MMP). La réaction intermoléculaire thiol-ene est réalisée en dissolvant Fmoc-Cys-OH dans un solvant de N, N- diméthylformamide (DMF). Cela réagit ensuite avec le peptide en utilisant les résidus de l’alcène portant sur résine. Après cela, la macrolactamization est effectuée en utilisant hexafluorophosphate de benzotriazole-1-yl-oxytripyrrolidinophosphonium (PyBop), 1-hydroxybenzotriazole (HoBt) et 4-méthylmorpholine (NMM) comme réactifs d’activation sur la résine. Suite à la macrolactamization, la synthèse de peptide est maintenue à l’aide de SPPS standard. Dans le cas de la hydrothiolation thio-yne, le peptide linéaire est clivé de la résine séché et ensuite dissous dans le DMF dégazé. C’est ensuite irradié à l’aide de rayons UV avec photo-initiateur 2,2-dimethoxy-2-phenylacetophenone (DMPA). Suite à la réaction, DMF est évaporée et le résidu brut est précipité et purifié à l’aide de la chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC). Ces méthodes pourraient fonctionner afin de simplifier la génération de peptides cycliques thioéther-attachés en raison de l’utilisation de la chimie de clic de thio-ene/yne qui possède la tolérance supérieure groupe fonctionnel et avec un bon rendement. L’introduction des liaisons thioéther peptides profite du caractère nucléophile des résidus cystéine et oxydo-réduction-inerte par rapport aux liaisons disulfide.

Les spectres HPLC et MS du peptide Ac-YmS5AAAC-NH2 et son produit cyclisés Ac - Y-(cyclo-1,5)-[mS5AAAC] - NH2 qui ont été générés à l’aide de la photoréaction sur résine intramoléculaire thiol-ene sont représentés en Figure 6 b. le peptide cyclique s’est avéré pour avoir un poids moléculaire identique par rapport à son précurseur linéaire. Cependant, son temps de rétention HPLC a été observée à environ 2 min plus tô...

Nous présentons un protocole pour la construction des thioéthers/vinyle sulfure-tethered hélicoïdales peptides utilisant photoinduit thiol-ene/thiol-yne hydrothiolation.

Construction de Thiol-ene/yne hélicoïdale Peptides Via photoinduit thioéther/sulfure de vinyle-attaché Hydrothiolation

Here, we describe a detailed protocol for the preparation of thioether-tethered peptides using on-resin intramolecular/intermolecular thiol-ene ...

Ces méthodes simplifient la génération de peptides cycliques liés au thio-éther grâce à l’utilisation de la chimie clic thio-ène ou thio-yne qui possède une tolérance de groupe fonctionnel supérieure et un bon rendement. Le principal avantage de cette technique est qu’un lien de thioéther fournit un site de modification sans trace, ce qui élargit considérablement l’espace chimique des peptides stables suite à la modification de la synthèse peptidique. Pour commencer la procédure, fixez une colonne remplie de 50 milligrammes de résine Rink Amide MBHA à la fois à un collecteur sous vide de paillasse et à une conduite d’azote ou d’argon gazeux via un robinet d’arrêt à trois voies.Ajoutez un à deux millilitres de dichlorométhane au lit de résine et gonflez la résine en agitant doucement le mélange avec un jet de bulles de gaz inerte pendant 10 minutes. Égouttez la résine avec une poire de pipette en caoutchouc lorsque vous avez terminé. Ensuite, ajoutez un à deux millilitres de solution de déprotection N-terminal Fmoc à la résine.Agitez doucement le mélange en le faisant bouillonner avec un gaz inerte pendant 10 minutes, puis égouttez la résine avec une poire pipette en caoutchouc. Lavez la colonne avec un à deux millilitres de DMF de la même manière, puis un à deux millilitres de DCM. Répétez la séquence de déprotection une fois.Ensuite, combinez 0,125 millimole d’un acide aminé protégé par le Fmoc et 50,5 milligrammes de HCTU avec 0,5 millilitre de DMF dans un récipient en polypropylène. Secouez le mélange pendant une minute pour dissoudre les solides. Ensuite, ajoutez 43,5 microlitres de DIPEA et agitez le récipient pendant une minute supplémentaire pour obtenir une solution d’acides aminés activés de 0,25 molaire.Ajoutez cette solution à la résine lavée et faites bouillonner le gaz inerte à travers le mélange pendant une à deux heures. Après cela, déprotégez et lavez le résidu d’acide aminé lié. Continuez à coupler les acides aminés à la chaîne peptidique de cette manière pour former le peptide linéaire.Utilisez la synthèse peptidique en phase solide pour préparer la résine supportant un peptide linéaire qui comprend un résidu cystéine protégé par le trityle séparé par trois unités d’un résidu mono-S-cinq. Ajoutez un à deux millilitres de solution de déprotection trityle à 50 milligrammes de résine contenant des peptides. Faites circuler l’azote gazeux dans le mélange pendant 10 minutes.Égouttez la solution de déprotection et lavez la résine avec des portions d’un à deux millilitres de DCM trois fois. Répétez la procédure de déprotection six fois ou jusqu’à ce que la solution n’apparaisse plus jaune pour déprotéger complètement la cystéine. La déprotection complète du groupe Trt de la cystéine est très importante pour l’étape de photoréaction suivante.Lavez la résine avec des portions d’un à deux millilitres de DMF et de DCM en séquence. Ensuite, faites tremper la résine dans un à deux millilitres de méthanol pendant deux minutes pour rétrécir la résine. Égouttez le méthanol et séchez la résine avec de l’azote gazeux pendant cinq minutes.Transférez la résine sèche dans une fiole à fond rond de 10 millilitres à l’aide d’un papier de pesée. Mettez la résine en suspension dans deux millilitres de DMF éclaboussé d’azote. Ensuite, ajoutez 5,6 milligrammes de MMP et 38 milligrammes de MAP comme photo-initiateurs.Placez un agitateur dans le ballon et bouchez le ballon avec un septum en caoutchouc. Purger l’atmosphère du ballon avec de l’azote gazeux trois fois, pour un temps de purge total d’environ cinq minutes. Fixez le ballon de réaction dans un photoréacteur équipé de lampes UVA, d’une entrée d’azote gazeux inerte et d’une plaque d’agitation.Commencez à remuer le mélange et fermez le photoréacteur. Purgez le photoréacteur avec de l’argon pendant 10 minutes. Ensuite, réglez le débit d’argon à un litre par minute et irradiez le mélange avec une lumière UVA pendant une heure à température ambiante.Surveillez la réaction avec HPLC. Lavez, fendez et purifiez le peptide cyclique une fois terminé. Préparez 50 milligrammes de résine portant un peptide linéaire qui comprend un résidu mono-S-cinq substitué aux rayons gamma.Lavez la résine avec du DMF et du DCM en séquence. Rétrécissez la résine avec du méthanol et séchez-la avec de l’azote gazeux. Ensuite, dans une fiole à fond rond de 10 millilitres, suspendre la résine dans deux millilitres de DMF aspergé d’azote.Ajoutez au mélange 5,6 milligrammes de MMP, 3,8 milligrammes de MAP et 25,7 milligrammes de cystéine protégée par Fmoc. Ajoutez une barre d’agitation dans le ballon, fermez-le avec un septum en caoutchouc et purgez l’atmosphère du ballon avec de l’azote gazeux. Ensuite, irradiez le mélange avec de la lumière UVA dans un photoréacteur inerte rempli d’azote gazeux tout en agitant à température ambiante pendant une à deux heures.Surveillez la réaction avec LC-MS. Lorsque la photoréaction est terminée, lavez le peptide lié et effectuez la réaction de macrolactamisation. Ensuite, reprenez le couplage des acides aminés au peptide cyclique pour former la structure souhaitée.Cliver et purifier le peptide une fois terminé. Préparez 50 milligrammes de résine portant un peptide linéaire qui comprend un résidu avec un alcyne terminal séparé de trois unités d’un résidu avec un thiol terminal. Crevez le peptide de la résine et précipitez-le avec un millilitre d’éther diéthylique froid.Centrifugez le mélange peptidique à 12 000 fois g pendant deux minutes. Décantez doucement le surnageant et ajoutez un autre millilitre d’éther diéthylique froid. Répétez le lavage deux fois de plus, puis séchez les résidus de peptides sous vide.Dissoudre le résidu dans 50 millilitres de DMF aspergé d’azote dans une fiole à fond rond. Ajoutez 3,2 milligrammes de DMPA à la solution peptidique et faites buller l’azote à travers le mélange réactionnel pendant 10 minutes. Une atmosphère inerte est strictement nécessaire pour une photoréaction efficace du thio-yne dans une phase de solution.Sinon, nous avons observé une oxydation du soufre lors de l’irradiation UV. Ensuite, irradiez le mélange avec de la lumière UVA sans agiter dans un photoréacteur inerte rempli d’azote gazeux à température ambiante pendant 30 minutes à une heure. Isolez et purifiez le peptide cyclique lorsque vous avez terminé.La cyclisation sur résine de ce peptide a produit un peptide cyclique à cinq avec un poids moléculaire identique à celui du peptide linéaire. Le temps de rétention HPLC du produit cyclique était plus court de deux minutes que celui du peptide linéaire. Une bonne conversion a également été observée pour la cyclisation sur résine de plusieurs autres peptides courts.Les peptides linéaires ont été criblés pour leur capacité à subir un agrafage peptidique par hydrothiolation photo-induite du thiol-yne. Le faible rendement de deux c a été attribué à une préférence conformationnelle pour le piégeage du radical thiyle à l’extrémité N-terminale lors de la contraction d’un macrocycle à 20 chaînons. Les peptides un a et un b ont tous deux généré deux isomères avec une réticulation de sulfure de vinyle à huit membres.Les peptides produits deux a-A et deux a-B avaient des temps de rétention distincts et étaient produits dans des proportions différentes à différents temps d’irradiation. La spectroscopie RMN des protons a indiqué que deux a-A était l’isomère E du sulfure de vinyle et deux a-B était l’isomère Z. L’isomère Z a été le principal produit lors de la formation des peptides deux d, deux e et deux f, ce qui a été attribué à la préférence conformationnelle lors de la formation de la réticulation du sulfure de vinyle à sept membres.La spectroscopie de dichroïsme circulaire a montré une bobine aléatoire pour toutes les formes de peptides deux a et deux b et une conformation hélicoïdale pour le peptide deux d. Nous avons développé une série de protocoles chimiques pour la construction de peptides attachés au thioéther et au sulfure de vinyle en utilisant la chimie photo-induite du thio-ène et du thio-yne. Nous croyons que cela sera utile pour le milieu de la recherche.

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