Échafaudage conductrice de moduler et de fournir des cellules souches

L’objectif global de cette procédure est de créer une plate-forme pour la stimulation électrique in vitro de cellules souches sur un échafaudage polymère conducteur, avec implantation ultérieure in vivo. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans la recherche sur les accidents vasculaires cérébraux et la biologie des cellules souches en fournissant un moyen de moduler les cellules souches. Le principal avantage est que les cellules souches peuvent être optimisées in vitro, puis implantées.

Bien que cette méthode puisse donner un aperçu de la récupération après un AVC, elle peut également être appliquée à d’autres systèmes en tant que nouvelle méthode d’administration de cellules. En général, les utilisateurs novices dans cette technique auront du mal en raison de la précision requise pour l’assemblage de la chambre cellulaire et de la technique impliquée dans la craniectomie. En préparation, autoclavez les plaques métalliques de 2,5 x 12,5 centimètres et les vannes de débit.

Ensuite, à l’aide d’une lame de chambre comme modèle, coupez deux morceaux de PDMS. L’une d’elles sert à délimiter le périmètre de la chambre. Sur le deuxième morceau, découpez deux morceaux adjacents à l’intérieur de la glissière de chambre.

Les deux pièces doivent être rectangulaires et assorties à la glissière de la chambre. Maintenant, superposez les matériaux. Commencez par la plaque métallique, puis le PDMS non coupé, puis la plaque de polypyrrole, orientée perpendiculairement, puis le PDMS avec découpes, et enfin, la chambre cellulaire.

Alignez soigneusement les couches et fixez l’appareil ensemble. Ensuite, coupez deux longueurs de fil métallique pour qu’il s’étende de l’appareil à l’extérieur de l’incubateur qui le contiendra. Des longueurs de 60 centimètres sont généralement assez longues.

Ensuite, utilisez de la pâte d’argent pour attacher un fil à chaque extrémité de la plaque de polypyrrole qui dépasse de l’extérieur de la chambre. Une fois la pâte d’argent durcie, renforcez et scellez les connexions à l’aide d’un époxy. Maintenant, enregistrez la résistance à travers l’ensemble à l’aide d’un multimètre.

Le champ d’application doit être le même dans chaque chambre. Ensuite, plaquez les cellules sur l’assemblage et stimulez-les électriquement comme décrit dans le protocole texte. Avant d’implanter les cellules, retirez les fils de l’ensemble.

Ensuite, défixez les chambres cellulaires et séparez le PDMS de l’échafaudage conducteur. L’échafaudage est maintenant prêt à être implanté. Un jour avant l’opération, fournissez de l’ampicilline à l’animal concerné dans son eau de boisson.

Le jour de l’opération, anesthésez le rat avec de l’isoflurane et confirmez l’anesthésie avec un pincement de l’orteil. Maintenant, appliquez des larmes artificielles sur les yeux du rat pour les garder humides. Après avoir rasé le crâne, drapez l’animal et préparez-vous pour une chirurgie stérile.

Portez des vêtements de protection, déballez les outils stérilisés et stérilisez le cuir chevelu. Pour la craniectomie, percez un trou au-dessus du cortex gauche jusqu’à la dure-mère. Faites en sorte que l’ouverture soit légèrement plus grande que 1 par 3 millimètres, la taille de l’implant.

Ensuite, ouvrez la dure-mère et retirez la dure-mère du cerveau à l’aide d’une aiguille chirurgicale micro-fine. Retirez le rig de l’incubateur TC-culture et désactivez-le. Ensuite, implantez soigneusement l’échafaudage conducteur du système in vitro sur le cortex du rat.

Couvrez ensuite l’implant avec Surgicel pour le fixer, ou il peut bouger pendant la fermeture de la peau. Maintenant, suturez la plaie à l’aide d’une suture en soie 4-0. Après avoir terminé les sutures, injectez par voie sous-cutanée aux rats de la buprénorphine SR. Ensuite, placez le rat dans une cage de récupération jusqu’à ce qu’il reprenne conscience.

La procédure postopératoire est détaillée dans le protocole textuel. Les cellules neurales progénitrices humaines ont été exposées à une stimulation électrique, puis colorées avec des tests de viabilité cellulaire. La couleur verte est indicative d’une cellule vivante.

Les cellules ont clairement été capables de survivre à la stimulation électrique. Les facteurs libérés par les cellules neuroprogénitrices qui sont importants dans le rétablissement après un AVC ont été évalués à partir d’un microgramme d’ARN total à l’aide du RTPCR quantitatif. Après avoir normalisé les résultats à l’aide de la méthode du seuil de cycle delta delta, ils révèlent alors l’exposition à la stimulation électrique régulée à la hausse de l’expression de BDNF et THBS1.

Après avoir observé cette procédure, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de créer un système de culture cellulaire pour les cellules souches conductrices d’électricité, et de l’implantation ultérieure de ces cellules souches dans un modèle de rat. Une fois maîtrisée, la procédure peut être réalisée en 45 minutes si elle est effectuée correctement. Pendant que vous tentez cette procédure, il est important de se rappeler de toujours surveiller les animaux pour s’assurer que le schéma respiratoire et la couleur de la membrane sont appropriés, afin d’assurer une anesthésie appropriée.

N’oubliez pas que travailler avec des rats et des cellules souches peut être dangereux et que des précautions, telles que le port d’un EPI approprié, doivent toujours être prises.