Name: Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 10 s
Description: Apprenez la constriction aortique transversale à thorax fermé chez la souris pour induire l'hypertrophie ventriculaire gauche. Cette technique minimalement invasive réduit le traumatisme chirurgical et permet d'étudier les réponses immunitaires cardiaques.

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Nous remercions Stilla Frede et Susanne Schulz pour leur assistance technique. Cette étude a reçu aucun financement.

Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique pour Animal Experimentation LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374). En règle générale, cette procédure est effectuée sur des souris adultes > 10 semaines d’âge. Toutefois, il est possible d’effectuer cette chirurgie sur aussi bien les jeunes animaux. Instruments chirurgicaux doivent être stérilisés avant usage et toutes les mesures doivent être effectuées dans des conditions aseptiques.
1. l’induction de l’anesthésie et l’Intubation
<ol><li>Injecter la buprénorphine 0,1 µg/g de poids corporel par voie intrapéritonéale pour soulager la douleur. Répéter les injections intrapéritonéales de buprénorphine 0,1 mg/kg toutes les 8 h pour les trois prochains jours après la chirurgie.</li>
	<li>Pour l’induction, placez votre souris dans une boîte d’induction de l’anesthésie qui est reliée au vaporisateur mis à 3,0 % en volume d’isoflurane avec un débit d’oxygène de 1 L/min.</li>
	<li>Assurer la narcose profonde en induisant un stimulus tactile. NOTE : Augmentation vol% d’isoflurane jusqu'à 5 %, si l’induction de l’anesthésie échoue ou narcose n’est pas assez profonde.</li>
	<li>Pincer la queue de la souris afin d’assurer l’absence de réflexe. En cas d’absence totale de réflexes, peser la souris pour l’installation de ventilation optimale (voir 1.12).</li>
	<li>Déplacez la souris vers une table d’opération température contrôlée pour maintenir une température corporelle de 37 ° C tout au long de la procédure.</li>
	<li>Placer le nez de la souris dans un cône en plastique qui est relié à la boîte d’induction de l’anesthésie pour maintenir la narcose.</li>
	<li>Difficulté les incisives supérieures de la souris avec une suture en nylon. Fixer les extrémités d’un ruban adhésif.</li>
	<li>Appliquer une pression sur la patte arrière avec l’extrémité de la pince pour assurer une narcose adéquate à nouveau. En l’absence d’un réflexe de retrait continuer avec les étapes suivantes. NOTE : Augmenter le % de volume d’isoflurane si l’induction de l’anesthésie échoue ou narcose n’est pas assez profonde et attendre que l’absence du réflexe de retrait.</li>
	<li>Placez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les cornées pour empêcher la dessiccation sous anesthésie.</li>
	<li>Lubrifier la sonde rectale pour éviter un traumatisme rectal. Insérer une sonde de température rectale afin d’assurer une température de 37 ° C.</li>
	<li>Épiler la gorge et le haut de la poitrine avec une crème dépilatoire selon les instructions du fabricant. Essuyer la crème après 1 min. Si nécessaire, répétez cette étape jusqu'à ce que réussie. Remarque : Utiliser des écouvillons coton-tige en cas de saignement.</li>
	<li>Nettoyez la zone épilée avec de l’éthanol à 70 %. Puis appliquez povidone-iode pour la désinfection locale de la peau 3 fois et pendant au moins 3 min.</li>
	<li>Régler le ventilateur de paramètres physiologiques. Définissez la fréquence respiratoire à 150/min et des volumes à 8-10 µL/g poids corporel (PC).</li>
	<li>Mettre sur une nouvelle paire de gants stériles. Placez votre souris sous un microscope chirurgical et placer un drap stérile fenêtré sur la souris.</li>
	<li>Inciser la peau à la ligne médiane environ 3 mm sous la mandibule jusqu'à la nervure 2nd . Identifiez la ligne médiane et les tissus conjonctifs de la glande sous-maxillaire. Puis utiliser forceps intracapsulaire coudé pour diviser la glande à la ligne médiane sans ménagement avec deux pinces en douceur et explorer le muscle trachéal.</li>
	<li>Préparer la trachée doucement en tirant les muscles para-trachéale sans ménagement avec une pince intracapsulaire.</li>
	<li>Tirez sur la languette avec une pince à redresser la gorge pour des conditions d’intubation faciles et insérez délicatement une canule d’intubation (OD 1. 2 mm) à l’intérieur de la trachée. Confirmer l’intubation par visualisation directe du tube à l’intérieur de la trachée et en recherchant les mouvements thoraciques appropriée.</li>
	<li>Ajuster la concentration isoflurane après intubation à l’isoflurane 2 % avec un débit de 1,0 L/min et 100 % O2. Remarque : Si les mouvements respiratoires ne s’arrêtent pas ou souris commencent à bouger, tout d’abord augmenter le rythme respiratoire jusqu'à 180/min. Si nécessaire, augmenter la concentration de l’isoflurane jusqu'à 3,5 % secondairement jusqu'à ce que la souris s’arrête de respirer sur ses propres. Évaluer les fuites ou remplissage insuffisant du vaporisateur comme les problèmes les plus courants.</li>
	<li>Vous pouvez également exécuter intubation comme suggéré dans la procédure sub suivante.<ol>
<li>Positionnez la souris sur une table à un angle de 60°.</li>
		<li>Fixer les extrémités de la souris avec du ruban adhésif et incliner la tête.</li>
		<li>Placer une source de lumière froide directement sur la peau au-dessus du larynx.</li>
		<li>Tirez doucement la langue avec une pince pour visualiser les cordes vocales.</li>
		<li>Insérer un tube en plastique d’une canule-IV (24 G) à travers les cordes vocales et branchez le tube en plastique pour les réglages du ventilateur.</li>
		<li>Branchez le ventilateur sur la canule pour confirmer l’intubation par mouvements thoraciques synchrone. Remarque : Si les mouvements respiratoires ne s’arrêtent pas ou souris commencent à bouger, tout d’abord augmenter le rythme respiratoire jusqu'à 180 / min. Si nécessaire, augmenter secondairement l’isoflurane concentration jusqu'à 3,5 % jusqu'à ce que la souris s’arrête de respirer sur ses propres. Évaluer les fuites ou remplissage insuffisant du vaporisateur comme les problèmes plus probables.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. préopératoire Doppler mesure
<ol><li>Préparer les deux artères carotides qui adjoint laïque à la trachée en tirant doucement sur le tissu conjonctif apart avec une pince.</li>
	<li>Placer l’embout de la sonde de 20 MHz Doppler avec certains gel échographie stérile sur le droit et l’artère carotide gauche à un angle inférieur à 45°.</li>
	<li>Tournez lentement la sonde pour le déplacer latérale et médiale pour trouver un signal Doppler et inclinez la sonde pour optimiser le signal.</li>
	<li>Utiliser un logiciel de Doppler pour afficher et stocker des vitesses d’écoulement dans les artères carotides communes droite et gauche sur un ordinateur.</li>
</ol>3. thoracotomie
<ol><li>Utiliser un ensemble de gants stériles pour chaque souris individuelle pour prévenir les infections du site opératoire.</li>
	<li>Développez l’incision de la peau vers le bas pour l’espace intercostal 2nd avec un ciseau.</li>
	<li>Identifier l’espace intercostal 2nd visuellement en comptant les côtes et puis carrément pénétrer cet espace avec une pince intracapsulaire. Remarque : La côte dest 1 est située sous la clavicule et n’est donc pas visible car l’espace intercostal 2nd se trouve entre la première côte visible (c'est-à-dire 2nd côtes) et les côtes de 3rd .</li>
	<li>Ouvrir l’espace intercostal 2nd à l’aide des conseils de la pince et insérer les rétracteurs.</li>
	<li>Ajuster les rétracteurs avec un élastique attaché à la table d’opération pour avoir une vue claire du thymus.</li>
	<li>En cas de saignement, utiliser un coton-embout et appuyez sur les vaisseaux superficiels pendant 2 min.</li>
</ol>4. des bandes de l’aorte transversal
<ol><li>Ajustez le grossissement à 200 % pour identifier la ligne médiane et les tissus conjonctifs. Puis utilisez pince coudée à diviser doucement le thymus. Enlever du tissu graisseux jusqu'à ce que l’arc aortique peut être vu clairement.</li>
	<li>Préparer un tunnel avec angle attachant des pinces sous l’aorte transversale entre l’artère brachiocéphalique et l’artère carotide commune gauche (voir Figure 1). Tenez l’extrémité d’une suture 6.0 à l’aide de pinces fines et faire passer le fil sous la crosse aortique.</li>
	<li>Prendre le fil avec la deuxième pince de l’autre côté de l’arche.</li>
	<li>Couper une longueur de 3 mm long morceau d’un G 27 d’utiliser l’aiguille comme un l’entretoise pour TAC-ligature pour souris pesant entre 19-25 g de poids corporel et une aiguille 26 G comme une entretoise pour souris > 25 g BW.</li>
	<li>Placer soigneusement l’entretoise parallèle à l’aorte transversal.</li>
	<li>Préparer un double nœud lâche sur l’entretoise et d’assurer un positionnement optimal de l’entretoise en parallèle à l’aorte. Attacher ensuite le premier lancer et exécuter rapidement un deuxième jet contraire. Retirer l’entretoise rapidement.</li>
	<li>Pour effectuer sham souris pour contrôle, suivez le même protocole, omettant la ligature de l’aorte.</li>
	<li>Fermer l’espace intercostal 2nd avec une suture en polypropylène 6.0. Accorder une attention particulière aux navires sous-clavière en ligaturant.</li>
	<li>Suture de la peau à l’aide d’une suture en polypropylène 6.0 dans un modèle de suture continue.</li>
</ol>5. confirmation de succès ligature de l’aorte transversal
<ol><li>Placez une sonde MHz Doppler 20 des deux côtés du cou à un angle de 45° comme dans l’article 2.</li>
	<li>Les vitesses d’écoulement de chaque côté du document. NOTE : Un TAC réussi peut être validé par vitesse Doppler tel qu’illustré à la Figure 2. Un rapport de vitesse débit de 4-10 entre l’artère carotide droite et gauche habituellement garantit TAC adéquate (voir Figure 2).</li>
</ol>6. récolte de coeur
<ol><li>Induire la narcose selon les étapes 1,2. et 1.3.</li>
	<li>Placez la souris dans une chambre de l’euthanasie et régler le débit de gaz carbonique pour déplacer de 10 à 30 % le volume/minute.</li>
	<li>Fixer la souris sur une table de chirurgie. Ouvrir l’abdomen avec des ciseaux et la récolte de sang de la veine cave inférieure avec une canule pour une analyse ultérieure.</li>
	<li>Couper la membrane et l’OS sternal avec des ciseaux forts et retirez le cœur.</li>
	<li>Supprimer toutes les artères et les tissus conjonctifs avant la pesée du cœur.</li>
	<li>Séparer le ventricule droit et le septum du ventricule gauche et peser les deux échantillons.</li>
	<li>Geler les deux échantillons de tissus dans l’azote liquide.</li>
</ol>

<ol><li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+Clifton+NJ%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (38), (2010).</li>
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<li>Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).</li>
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<li>Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cardiac+function+with+the+pressure-volume+conductance+system+following+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+-+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice.</a> Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).</li>
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<li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> J Vis Exp. (127), (2017).</li>
<li>Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Murine+Closed-chest+Model+of+Myocardial+Ischemia+and+Reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion.</a> J Vis Exp JoVE. (65), (2012).</li>
<li>Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+ventilation+of+isolated+mouse+lungs+on+surfactant+and+inflammatory+cytokines%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines.</a> Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’apparition rapide de l’hypertension en raison de la TAC diffère cliniquement pertinente hypertrophie causée par une sténose aortique ou hypertension. Néanmoins, l’utilisation des petits modèles animaux pour induire une insuffisance cardiaque présente de nombreux avantages et est, par conséquent, choisie par de nombreux enquêteurs11. Ce coffre fermé-modèle améliore les modèles déjà existants de la technique chirurgicale pour induire la constriction de l’aorte transversale en souris<sup class="xre...

Modèles de souris sont souvent utilisés pour simuler des maladies humaines1. Rétrécissement aortique transversal (TAC) est utilisé pour induire une surcharge de pression et l’hypertrophie ventriculaire gauche2. Le modèle de TAC thorax ouvert chez la souris a été validé par Rockman et al. 3 et l’intervention chirurgicale est décrite en détail par Delisle et al. 4. baguage de l’aorte transverse est plus favorable en comparaison de la constriction de l’aorte abdominale, car une grande partie de la circulation peut compenser les effets négatifs de cette dernière procédure2.
Le cerclage de l’aorte transversale mène à une augmentation de la pression artérielle dans l’aorte ascendante et l’artère brachiocéphalique mais laisse suffisamment perfusion des organes par l’intermédiaire des vaisseaux distaux (c.-à-d. l’artère carotide commune gauche, la sous-clavière gauche artère et l’aorte descendante). Cela conduit à une augmentation de la postcharge cardiaque et un stress de la paroi cardiaque élevé. La tension pariétale diminue par la suite en raison de l' épaississement de fibre5. La variation hémodynamique cardiaque chronique entraîne Erreurs d’adaptation et une dilatation du ventricule gauche. De cette façon le TAC crée un modèle reproductible de l’hypertrophie cardiaque aboutissant à une insuffisance cardiaque.
La procédure normalisée pour TAC tel que décrit par DeAlmeide et al. 4 approches de la crosse aortique par une thoracotomie supérieure partielle par dissection des côtes ou du sternum et entrant dans le médiastin ainsi que la cavité pleurale. Cela permet une bonne vue de l’aorte et ses branches latérales. Malheureusement, les côtes découpées ne peut pas être remis en place, qui leur laisse flotter librement et altérant ainsi la dynamique de la respiration.
Nous avons, a donc établi une approche mini-invasive à thorax fermé la crosse aortique en utilisant une approche chirurgicale latérale via l’espace intercostal 2nd . Le plus grand avantage de ce modèle est la capacité d’exécuter des TAC sans même couper à travers les côtes. Le traumatisme chirurgical se limite à l’incision de la peau et la dissection des muscles intercostaux. Cette procédure réduit le traumatisme lui-même et contribue à maintenir la stabilité de la poitrine adéquate.
Ici, nous décrivons une procédure détaillée étape par étape pour effectuer la chirurgie TAC chez les souris sans effectuer le total ou la thoracotomie supérieure. Haute fréquence Doppler a été utilisée pour assurer le succès de la TAC comme décrit précédemment, 6,7.

<table><tbody><tr><td>Cathéter pression-volume</td><td>Millar Instruments, USA</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>Ventilateur de souris</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Allemagne</td><td>Minivent - TYPE 845</td><td></td></tr><tr><td>Ventilateur de souris</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Allemagne</td><td>Raccord en Y avec canule d’intubation OD 1.2mm 73-2844</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur</td><td>Dr&auml ; ger Medical AG&CO. KG, Allemagne</td><td>19.3 Vaporisateur Isofluran (une version plus récente est disponible sous le numéro de catalogue) D-877-2010)</td><td></td></tr><tr><td>Microscope&nbsp ;</td><td>Leica Microsystems, Allemagne</td><td>MZ 7.5</td><td></td></tr><tr><td>Source lumineuse</td><td>Schott AG, Allemagne</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolene</td><td>Ethicon, USA</td><td>Suture en polypropylène BV-1 9,3 mm 3/8c</td><td>suture pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Seraflex</td><td>Serag Wiessner, Allemagne</td><td>USP 5/0 schwarz ; &nbsp ; IC108000</td><td>suture pour la constriction</td></tr><tr><td>Tables d’opération à commande homoéthermique</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Allemagne</td><td>Typ 872/3 HT avec trépied et contrôleur homothermique Type 874 ; 73-4233</td><td></td></tr><tr><td>Sonde rectale flexible</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Allemagne</td><td>1,6 mm OD ; 55-7021</td><td></td></tr><tr><td>Instrument de visualisation du signal Doppler</td><td>Indus Instruments, États-Unis Station de</td><td>travail de traitement du signal Doppler (DSWP) avec module Doppler Doppler 20MHz</td><td></td></tr><tr><td>Pince intracapsulaire Arruga</td><td>Altomed, UK</td><td>A5400</td><td></td></tr><tr><td>Sonde Doppler</td><td>Indus Instruments, USA</td><td>Sonde</td><td></td>montée sur tube 20MHz</tr><tr><td>Jaffe Lid Retractor</td><td>Altomed, UK</td><td>A3513</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle à thorax fermé pour induire la constriction de l’aorte transversale chez les souris

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Recherche sur l’hypertrophie cardiaque et insuffisance cardiaque repose souvent sur des modèles de souris de surcharge de pression induites par le TAC. La procédure standard consiste à effectuer une thoracotomie partielle afin de visualiser le grand arc aortique. Cependant, le traumatisme chirurgical, due à la thoracotomie à thorax ouvert modèles remplace la physiologie respiratoire car les côtes sont disséqués et laissés seules après la fermeture de la poitrine. Pour éviter cela, nous avons établi une approche de coffre mini-invasive, fermée par thoracotomie latérale. Ci-après nous approchons la crosse aortique par l’intermédiaire de l’espace intercostal 2nd sans entrer dans les cavités thoracique, laissant la souris avec un traumatisme moins pour récupérer à partir. Nous effectuons cette opération en utilisant les paramètres de laboratoire standard pour les procédures de thorax ouvert TAC avec des taux de survie égale. En dehors de maintien des patterns de respiration physiologique due à l’approche de thorax fermé, les souris semblent profiter en montrant une restauration rapide, comme la technique moins invasive apparaît pour faciliter un processus de guérison rapide et pour réduire la réponse immunitaire après un traumatisme.

Un TAC succès garantit l’induction d’une surcharge de pression et une hypertrophie ventriculaire gauche. Une validation ad hoc d’une surcharge de pression peut être réalisée à l’aide de mesure de vitesse de flux Doppler, comme illustré à la Figure 2. Alors que la vitesse d’écoulement de sang préopératoire est égale dans les deux artères carotides, TAC provoque une vitesse augmentée de sang dans l’artère carotide droite en raison de la pression élevée dans le ...

Nous présentons ici un protocole de constriction transversal aortique (TAC) par une thoracotomie latérale. Cette technique est une intervention chirurgicale thoracique minimalement invasive, fermé visant à simuler une surcharge de pression et l’insuffisance cardiaque chez les souris en utilisant des paramètres standard de laboratoire de TAC.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

L’objectif global de cette procédure est d’effectuer une constriction aortique transverse, dans un modèle murin de poitrine fermée, induisant une hypertrophie myocardique ventriculaire gauche. Cette technique peu invasive aide à réduire les problèmes respiratoires et à minimiser la réponse inflammatoire. Cette méthode peut nous aider à répondre à des questions clés, dans le domaine de l’immunologie, par exemple, la réponse de la macrophagie cardiaque dans le développement de l’hypertrophie ventriculaire gauche.Le principal avantage de cette technique est que la cage thoracique reste intacte, et donc le traumatisme est minimisé. Étant donné que les espaces et les volumes courants sont adaptés au poids corporel, ce protocole peut être utilisé chez des souris de différentes tailles. Il réduit également les traumatismes chirurgicaux et diminue les écarts dans les valeurs de mesure.Après avoir anesthésié une souris, selon le protocole textuel, déplacez la souris vers une table d’opération à température contrôlée et détachez le cône de nez qui est connecté à la boîte d’induction de l’anesthésie pour maintenir la narcose. À l’aide d’une suture en nylon, fixez les incisives supérieures de la souris. Pincez la queue pour vous assurer de l’absence de réflexe.Utilisez du ruban adhésif pour fixer les extrémités. Après avoir inséré une sonde rectale, appliquez la crème dépilatoire sur la gorge et le haut du thorax, selon les instructions du fabricant, et laissez-la reposer pendant une minute. Ensuite, essuyez la crème et répétez si nécessaire.Avec les réglages du ventilateur ajustés aux paramètres physiologiques, et l’animal sous un microscope chirurgical, incisez la peau sur la ligne médiane à environ trois millimètres sous la mandibulaire jusqu’à la deuxième côte. Identifier la ligne médiane et les tissus conjonctifs de la glande sous-mandibulaire. Ensuite, utilisez deux pinces inclinées pour diviser doucement et brutalement la glande sur la ligne médiane et explorez le muscle trachéal.Préparez doucement la trachée, en écartant brutalement les muscles paratrachéaux. Utilisez une pince pour tirer sur la langue afin de redresser la gorge pour une intubation plus facile, et insérez doucement une canule d’intubation à l’intérieur de la trachée. Confirmez l’intubation en visualisant directement le tube à l’intérieur de la trachée et en vérifiant si le mouvement de la poitrine est correct.Préparez les deux artères carotides, qui se trouvent en complément de la trachée, à l’aide d’une pince pour séparer doucement le tissu conjonctif. Appliquez du gel à ultrasons sur l’extrémité de la sonde Doppler de 20 hertz et placez l’extrémité de la sonde sur l’artère carotide droite et gauche, à un angle inférieur à 45 degrés. Tournez lentement la sonde pour la déplacer latéralement et médialement afin de trouver un signal Doppler, puis inclinez la sonde pour optimiser le signal.À l’aide d’une nouvelle paire de gants stériles et de ciseaux, élargissez l’incision cutanée jusqu’au deuxième espace intercostal. Ensuite, avec la pointe de la pince, ouvrez le deuxième espace intercostal et insérez les écarteurs. À 200 % de grossissement, identifiez la ligne médiane et les tissus conjonctifs.Ensuite, à l’aide d’une pince coudée, divisez délicatement le thymus. Retirez le tissu adipeux jusqu’à ce que l’arc aortique soit clairement visible. À l’aide d’une pince à pouce coudée, préparez un tunnel sous l’aorte transverse, entre l’artère brachiocéphale et l’artère carotide commune gauche.Ensuite, à l’aide d’une pince fine, tenez une suture 6-0 et passez le fil sous l’arc aortique. Avec la deuxième pince, prenez le fil de l’autre côté de l’arc. Placez soigneusement l’espaceur parallèlement à l’aorte transversale.Préparez un double nœud lâche sur l’entretoise et assurez-vous que le placement optimal de l’entretoise est parallèle à l’aorte. Ensuite, faites le premier nœud, et faites rapidement un deuxième nœud opposé, avant de retirer rapidement l’entretoise. L’étape la plus critique de toute la procédure consiste à faire les deux nœuds rapidement et fermement, et à retirer immédiatement l’entretoise.Fermez le deuxième espace intercostal, avec une suture en polypropylène 6-0, et portez une attention particulière aux vaisseaux sous-claviers lors de la ligature. Ensuite, à l’aide d’une suture en polypropylène 6-0, cousez la peau en un motif de suture continu. Confirmez la ligature et effectuez les soins postopératoires, selon le protocole textuel.Ces mesures de la vitesse du flux Doppler valident un TAC réussi, qui provoque une augmentation de la vitesse sanguine dans l’artère carotide droite, en raison d’une pression élevée dans le ventricule gauche et l’aorte, tout en provoquant une vitesse de flux sanguin atténuée post-sténosée dans l’artère carotide gauche. Comme le montre ce graphique, les rapports poids cardiaque et poids corporel ont considérablement augmenté chez les souris TAC, par rapport aux souris non baguées, six jours après la chirurgie. Ce rapport était presque constant après 21 jours.La fréquence cardiaque a un effet significatif sur la contractilité ventriculaire gauche et le débit cardiaque. Ce graphique révèle qu’il n’y avait pas de différences dans les fréquences cardiaques des souris à bandes aortiques et non aortiques, après 21 jours. Comme démontré ici, une bande constante de l’aorte a été prouvée par une augmentation de la pression artérielle systolique, mesurée via un cathéter ventriculaire gauche après 21 jours.Les souris C57 black six, sont généralement connues pour développer une hypertrophie excentrique avec dysfonction systolique après TAC. Une augmentation du diamètre ventriculaire gauche a été constatée, ce qui semble également significatif dans les mesures de volume de pression. En conséquence, les volumes systolique et diastolique finaux ont considérablement augmenté.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins de 10 minutes, si elle est bien faite. Enfin, cette procédure fournit une analyse optimisée de la réponse immunitaire dans l’hypertrophie ventriculaire gauche, car le traumatisme chirurgical minime limite l’induction non spécifique du système immunitaire. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer une constriction aortique transverse standardisée et mini-invasive.

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Constriction aortique transverse (TAC) chez la souris est un modèle couramment utilisé expérimental pour étudier les mécanismes qui sous-tendent l'hypertrophie cardiaque et le développement d'insuffisance cardiaque. Ici, nous décrivons les procédures de la constriction de l'aorte afin de créer un diplôme reproductible de l'hypertrophie cardiaque chez la souris.

Constriction aortique transverse chez la souris

Un traumatisme chirurgical induit une réponse inflammatoire. Les cytokines et les ligands endogènes sont connus pour moduler la taille infarctus du myocarde après une ischémie et la reperfusion. Nous présentons une version modifiée à thorax fermé modèle murin d'ischémie et la reperfusion en utilisant les pondérations suspendus pour minimiser les effets de la thoracotomie.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Dans cette vidéo, nous démontrons un protocole expérimental de constriction aortique transverse mini-invasive chez la souris pour examiner l’insuffisance cardiaque induite par une surcharge de pression.

Bande transversale de l’arc aortique dans un modèle murin : une technique peu invasive chez la souris pour l’induction d’une pression élevée dans le ventricule gauche

Nous décrivons un procédé par étapes pour la création d'une surcharge de pression et de l'hypertrophie ventriculaire gauche chez des rats Wistar par constriction de l'aorte ascendante en utilisant une petite pince métallique. Ce modèle est largement utilisé pour étudier les changements de remodelage pendant l'hypertrophie cardiaque et pour identifier et évaluer les stratégies pour la régression de ces changements.

Aortique ascendant constriction chez les rats pour la création de la surcharge de pression hypertrophie cardiaque Modèle

L'objectif de ce protocole est d'évaluer de manière non invasive des changements structurels et fonctionnels cardiaques dans un modèle murin de maladie cardiaque créée par constriction aortique transverse, en utilisant B et M-Mode échocardiographie et la couleur / impulsion Doppler imagerie.

Évaluation des cardiaques morphologiques et fonctionnelles changements dans le modèle de souris de Transverse Aortic Constriction par échocardiographie Imaging

Minimalement invasive constriction aortique transverse (MTAC) conserve l'essentiel de constriction aortique transverse régulière (TAC), tout en éliminant l'utilisation d'un ventilateur avec intubation trachéale. Il se révèle être une méthode hautement souhaitable pour les études à haut débit sur la surcharge ventriculaire gauche, en particulier dans les études translationnelles.

Minimalement invasive Transverse Aortic constriction chez la souris

Le but du présent protocole est de décrire étape par étape la technique de constriction aortique transversale peu invasive (TAC) chez la souris. Par élimination d’intubation et ventilation obligatoires pour la procédure standard couramment utilisée, TAC minimalement invasive simplifie l’intervention chirurgicale et réduit l’exercée sur l’animal.

Technique mini-Invasive transversal constriction aortique chez les souris pour l’Induction de l’hypertrophie ventriculaire gauche

Ce protocole présente une méthode améliorée pour obtenir l’hypertrophie myocardique passagère avec la suture absorbable, simulant la diminution ventriculaire gauche d’hypertrophie après avoir enlevé la surcharge de pression. Il pourrait être utile pour les études sur le préconditionnement hypertrophique myocardique.

Exploitation de la constriction aortique transversale avec suture absorbable pour obtenir une hypertrophie myocardique transitoire

Le présent protocole décrit une technique modifiée et simplifiée avec une procédure de constriction aortique transverse (TAC) mini-invasive utilisant un rétracteur fabriqué par vous-même. Cette procédure peut être effectuée sans ventilateur ni microscope et introduit une surcharge de pression, conduisant éventuellement à une hypertrophie cardiaque ou à une insuffisance cardiaque.

Une technique modifiée pour la constriction aortique transversale chez la souris

L'infection de souris avec une Adénovirus exprimant l'auto-antigène majeur humaine cytochrome P450 2D6 (hCYP2D6) reconnus par des sérums de patients souffrant de de type 2 résultats des l'hépatite auto-immunes dans une forme persistante de maladie du foie auto-immune à médiation caractérisé par l'hépatite, fibrose extensive et de génération d'un CYP2D6 -réponse immunitaire spécifique.

Le modèle du CYP2D6 animale: Comment provoquer une hépatite auto-immune chez la souris

Apprenez la constriction aortique transversale à thorax fermé chez la souris pour induire l'hypertrophie ventriculaire gauche. Cette technique minimalement invasive réduit le traumatisme chirurgical et permet d'étudier les réponses immunitaires cardiaques.

Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

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