Induite par la ponction de néovascularisation Iris comme un modèle de souris de Rubeosis Iridis

L’objectif global de cette procédure est d’induire une vascularisation de l’iris, ce qui permet une visualisation directe in vivo des processus angiogéniques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’ophtalmologie, en particulier dans les maladies néovasculaires. Le principal avantage de cette technique est qu’elle utilise des souris albinos pour permettre la visualisation vivo directe des vaisseaux sanguins.

Grâce à cette méthode, vous pouvez donner un aperçu des maladies néovasculaires oculaires. Il peut également être appliqué comme modèle général de l’angiogenèse, comme les tests de nouvelles thérapies angiogéniques. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car la dissection de l’iris est difficile en raison de la petite taille de l’œil de la souris.

Avec de la pratique, cependant, il peut être maîtrisé. Après avoir anesthésié une souris P12.5 et l’avoir préparée à l’intervention, mettez-la en position couchée latérale sous un stéréoscope et confirmez que le masque est bien positionné. L’œil doit remplir le champ de vision.

Une mise au point claire de l’œil est impérative. Ensuite, à l’aide d’une petite pince à attacher dans la main non dominante, faites saillir soigneusement l’œil en appliquant une pression vers le bas sur les paupières, dorsale et ventrale de l’œil. Garder une prise ferme sur la paupière aide.

Avant de continuer, photographiez le système vasculaire à 40X. Ensuite, utilisez le stéréoscope pour localiser le limbe cornéen. Le limbe des souris BALB/c albinos peut être facilement identifié comme le plexus vasculaire circulaire postérieur à la cornée.

Maintenant, dans la main dominante, tenez une aiguille biseautée de calibre 30 et utilisez-la pour effectuer une petite ponction uvéale près de la limite limbique postérieure de l’uvée entre le corps ciliaire et l’ora serrata. Faites la perforation en utilisant uniquement la pointe de l’aiguille et pas plus de la moitié du biseau. Évitez de rompre l’objectif.

La ponction doit être auto-obturante tout en permettant l’injection intraoculaire des substances à l’étude à travers la plaie. Ensuite, effectuez une deuxième ponction uvéale dans le site opposé de l’œil. Optimisez les ponctions pour qu’elles soient dans les positions les plus dorsales et les plus ventrales.

Répétez les ponctions uvéales aux deux mêmes positions tous les quatre jours jusqu’à P24.5. Et avant de répéter la ponction, vérifiez toujours la présence d’une cataracte traumatique. Après avoir pénétré l’œil et l’avoir fixé comme décrit dans le protocole de texte, retirez la solution fixatrice et rincez l’œil trois fois avec du PBS frais.

Ensuite, placez l’œil sur une surface lisse et sèche avec la chambre antérieure vers le haut. Ensuite, insérez une aiguille biseautée de calibre 30 à l’arrière du limbe pour créer un point d’entrée. Ensuite, fixez le segment antérieur à l’aide d’une petite pince à attacher et utilisez des ciseaux droits Clayman-Vannas pour couper autour du limbe tout en faisant pivoter l’œil.

L’utilisation de coupes partielles peut faciliter le processus. Une fois terminé, le segment postérieur de l’œil devrait se libérer. Ensuite, positionnez le segment antérieur vers le bas pour exposer le cristallin.

Retirez l’objectif avec précaution en le saisissant à l’aide d’une petite pince et en le tirant vers le haut. Maintenant, positionnez le segment antérieur avec la cornée vers le bas et avec la coupe perpendiculaire au champ de vision. Ensuite, saisissez doucement le tissu postérieur au corps ciliaire à l’aide d’une petite pince à attacher dans la main non dominante.

Ciseaux droits Clayman-Vannas pour couper juste en avant du corps ciliaire dans le but d’enlever le réseau trabéculaire et d’isoler l’iris. L’iris doit alors se déplacer à l’intérieur de la cornée. Ensuite, utilisez une petite pince à attacher pour saisir la cornée et transférez soigneusement l’œilleton antérieur dans une plaque de 96 puits contenant 200 microlitres de PBS.

Maintenez l’emprise sur la cornée et continuez à disséquer l’iris en rinçant le tissu avec du PBS. Si nécessaire, une aiguille de calibre 30 peut être utilisée pour aider à déplacer l’iris. Maintenant, retirez la cornée à l’aide de la petite pince à attacher.

L’iris isolé peut ensuite être stocké temporairement dans du PBS à quatre degrés Celsius jusqu’à ce qu’il soit expérimenté. Des souris albinos BALB/c à P12,5 ont été soumises à des ponctions uvéales répétées tous les quatre jours jusqu’à P24,5, comme décrit. En raison de la transparence de la cornée et de la carence en mélanine des souris BALB/c, la vascularisation de l’iris est facilement visible chez les petits P16.5 et s’intensifie pendant toute la durée du protocole.

À P27,5, les souris ont été euthanasiées et leurs iris ont été soigneusement disséqués. Les ponctions ont induit une réponse vasculaire de l’iris en déclenchant le système de cicatrisation des plaies. Une immunohistochimie a été réalisée contre PECAM1.

La coloration résultante a montré une augmentation de la vascularisation globale dans les iris des yeux perforés par rapport aux témoins. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’induire l’angiogenèse de l’iris et d’isoler avec succès l’iris de la souris. Suite à cette procédure, d’autres méthodes comme le QBCR peuvent être effectuées afin de répondre à des questions moléculaires et cellulaires supplémentaires telles que le test de l’efficacité de substances pro-angiogéniques ou anti-angiogéniques.

Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs pour explorer les maladies néovasculaires par des méthodes in-vivo et non invasives en utilisant de petits rongeurs comme modèle.