Name: Éléments clés de Photo Attraction Bioassay for Studies insectes ou les programmes de surveillance (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Découvrez le bioessai de photo-attraction pour optimiser la surveillance des insectes en laboratoire. Cette méthode permet d'évaluer les couleurs lumineuses attractives avant les essais sur le terrain.

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1. composants bio-essai
<ol><li>
Construction de l’aréna terrestres
	<ol>
<li>Bandes de métal utilisation solins de 2,54 cm de longueur. Plier chaque bande dans un demi cercle d’un diamètre de 15,24 cm (Figure 1).</li>
		<li>Raccordez les extrémités de chaque demi-cercle et formez un trèfle de quatre pièces. Connecter un écrou et une vis #10 jusqu’aux extrémités de chaque demi-cercle pour les tenir ensemble.</li>
		<li>Percer un trou au milieu de chaque demi-cercle 0,79 cm du fond de l’arène. Apposer des détenteurs de LED 5 mm pour les trous percés dans le milieu de chaque demi-cercle.</li>
		<li>Dans le but de réduire la réflexion, pulvériser la peinture noir mat tout au long de l' arène14 pour couvrir le solin métallique. Utiliser une texture liquide (e.g., Fluon) pour empêcher les insectes d’escalade hors de l’arène sur la peinture en aérosol.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Construction de l’arène aérienne Remarque : L’arène aérienne a une dimension et une taille similaire à l’arène terrestre ; Cependant, polyacrylique matériel a été utilisé (Figure 2). Le plastique transparent permet toute la lumière de passer à travers. Le plastique transparent empêche la réflexion qui interfère avec l’expérience. Le plastique transparent permet également l’expérience d’être filmé.<ol>
<li>Enfilez les points plus éloignés de chaque demi-cercle pour permettre des contenants de collecte à visser sur l’arène principale. La forme trèfle envoie des insectes en arrière au milieu. Aucuns coins externes n’encouragent les insecte Congrégation ; Toutefois, les tasses de collection pour les insectes aériens ont tous les coins internes et sans angles externes.</li>
		<li>Pour les conteneurs de collecte de l’arène aérienne, utilisez vissable en polyméthylpentène conteneurs (125 mL, diamètre extérieur de 64 mm, hauteur 74 mm) et percer le fond (15 mm de diamètre).</li>
		<li>Dans chacun des semelles extérieures des conteneurs, apposer des tuyaux filetés (diamètre 15 mm, longueur 60 mm).</li>
		<li>Fixer un support de LED 5 mm pour les couvercles de chaque conteneur. Visser le couvercle de cage sur le grand orifice de la cage de la collection de chaque collection.</li>
		<li>Le siège de la tige filetée de l’arena dans le petit orifice sur le côté opposé de la cage de la collection. Assurez-vous que l’extrémité du tube fileté ensemble affleure avec les murs à l’intérieur de l’arène et s’adapte serré à l’armature de la collection. Remarque : La tige filetée est en Teflon. Le téflon s’illumine de la couleur de la LED qui détient sa cage de collection. La tige filetée a été le seul élément qui brille en ce qui concerne les insectes sur la scène en raison d’une substance plastique grise à la base de chaque cage de collection.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation électronique NOTE : Là sont différentes couleurs (longueur d’onde) de LEDs dépendent des produits chimiques utilisés pour construire la LED et donc une large variété de couleurs sont possibles (tableau 1).<ol>
<li>Pour toutes les expériences, utiliser le standard 5 mm LEDs avec les fils positifs et négatifs. Les LED peuvent être étroits dans leur gamme de longueur d’onde ± 5 nm ou peuvent être importantes dans leur gamme ± 50 nm de longueur d’onde.</li>
		<li>Définir l’angle de vue sous l’angle conique maximal au cours de laquelle on peut considérer un écran. Dans le cas contraire, ceux-ci sont connus comme dans le trou de LEDs. Par trou LED exige soit à travers des fentes du trou sur un PCB, un faisceau de câblage, ou fils soudés aux bornes positives et négatives. Surface mount LED nécessitent la bonne conception de circuits imprimés et de soudure pour les incorporer.</li>
		<li>Intégrer l’électronique pour contrôler l’apport de puissance de LED (LED, intensité) des résistances variables (Figure 3). Un spectromètre de lumière permet de vérifier l’intensité (W/m2) et la longueur d’onde (nm) des LED pour chaque expérience.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. préparation de l’arena
<ol><li>
Avant et entre chaque répétition, soigneusement démonter et nettoyer la scène à l’aide d’un savon sans odeur, non abrasif à l’eau tiède pour enlever toute les odeurs ou les appâts non désirés. Utiliser une éponge avec un faible niveau d’abrasif pour éviter d’égratigner l’arène.
	<ol>
<li>Bien sécher l’arène et le mettre de coté pour terminer le séchage en préparation pour le prochain procès d’air. Cela évitera des taches d’eau des pays en développement. Rayures et taches d’eau peuvent causer la réfraction sur ces points sur la scène. Distorsions créent l’erreur dans les résultats.</li>
		<li>Chaque fois que l’arène doit être gérée, porter des gants en nitrile pour éviter d’introduire des odeurs humaines sur les surfaces de l’arène.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Enregistrer les conditions suivantes : humidité, température, pression barométrique, date, heure de début/fin, des sources lumineuses externes et des positions de LED dans l’arène. Enregistrer ces valeurs et surveiller leurs tendances d’expérience d’expérience. Cela garantit la bonne réplique expérimentale uniforme, enregistrer les conditions environnementales avant et après les répétitions.</li>
	<li>
Types d’expériences Remarque : Cette configuration est capable de tester lumière unique et compétitif.<ol>
<li>Pour les essais de lumière unique, utilisez un émettant de la lumière sur une seule feuille de trèfle tandis que le reste des feuilles de trèfle n’ont rien émettant de leur part.</li>
		<li>Pour expérience compétitive, émettent de la lumière de tous les quatre cloverleafs avec des caractéristiques différentes en concurrence avec l’autre. Remarque : Autres expériences permettant d’évaluer l’importance des insecte État (nourris, étiolée, émergés, accouplés, sang nourri, etc..) et le stade du cycle de vie. Logiciel d’enregistrement et d’analyse comportementale permet d’enregistrer et de quantifier le comportement. Pour des expériences nocturnes, caméras infrarouges peuvent être utilisés pour afficher les insectes qui seront allume en blanc dans l’IR enregistrement par contraste avec la scène sombre.</li>
		<li>Tournez le bouton LED positions après chaque réplicat pour contrôler l’effet possible d’interférence lumineuse entre adverses sources lumineuses et les préférences environnementales.</li>
		<li>Pour compter le nombre de collections d’insectes qui ne vont pas dans les trous, utiliser des LEDs infrarouges, une caméra infrarouge et logiciel14. L’enregistrement vidéo affichera que le nombre de coléoptère visites à chaque LED. Une collection n’est pas comptée à moins que l’insecte se déplace depuis le centre de l’arène vers une LED plutôt que suivant une arête passé une LED.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Configuration de l’arène
	<ol>
<li>Mettre en place un socle avec quatre pots mason identiques et placer un tissu en lin noir au-dessus d’eux. La toile de lin est noire pour empêcher la lumière se reflétant sur la partie inférieure de l’arena.</li>
		<li>Placer la plaque de base de l’arène sur le dessus de ce socle. Assembler chaque morceau de l’arena sur le dessus de cette plaque de base.</li>
		<li>Placer l’arène trèfle centralisée autour du point de rejet dans la plaque de base. En gardant cela central permet les insectes à sortir du centre de l’expérience, en leur ne donnant aucune préférence initiale.</li>
		<li>Installer l’éclairage des diodes électroluminescentes (del) sur les supports de LED du conteneur de la quatre collection.</li>
		<li>Mettre en place l’équipement électrique pour contrôler les lumières.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. à partir de tests biologiques
<ol><li>
Placez le couvercle transparent de l’arène sur l’arène parallèle à la plaque de base. Si les insectes sont lâchés à travers la plaque de base, le couvercle de l’arène doit déjà être sur la scène. Celui-ci contient des insectes et permet une évaluation visuelle ou enregistrement vidéo (insectes terrestres).
	<ol>
<li>Si nécessaire, par espèces (insectes aériens), temporairement immobiliser les insectes pour autoriser l’extraction de leurs cages (émergence) et permettre l’introduction de l’arène. Abattant les insectes peut être accompli avec temporairement avec le dioxyde de carbone ou une température froide (<-20 ° C pour les moucherons à-4,00 ° C pour les moustiques).</li>
		<li>À l’aide d’un aspirateur, extrait le sexe désiré et le nombre d’insectes les insectes Demonte. Ensuite, introduire les insectes dans l’arène à travers la plaque de base. Utiliser un tuyau ou un autre outil d’aspiration pour l’extraction de l’insecte. Trop d’expositions de manutention ou longues permettra de réduire la survie.</li>
		<li>Commencer essai biologique enregistrements/évaluation avant acclamation pour confirmer les insectes sont adoptée en réaction à la lumière et ne montrait une réaction de fuite. Pour éviter toute réaction de fuite, un fournir un temps d’acclimatation de 1 h aux insectes avant d’alimenter l’électronique. Insectes orientent vers certaines longueurs d’onde de la lumière pendant leur réaction de fuite lorsqu’il est placé dans un nouvel environnement.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. se terminant et quantifier les dosages biologiques
Remarque : La durée de chaque répétition expérimentale dépendra sur le comportement des insecte et temps de réponse, en général, utilisez une exposition plus longue, plus de réponses ont tendance à être plus informatif.
<ol><li>Conditions environnementales Records.</li>
	<li>Arrêter les enregistrements tels que la caméra infrarouge, si utilisé.</li>
	<li>Dans le cas à l’aide de chambres collection : après chaque répétition, placez l’arène trèfle dans un congélateur pour tuer les insectes pour la quantification. L’arène ne doit pas dans le congélateur pendant trop longtemps car l’environnement gel peut provoquer des fissures du plastique.</li>
	<li>Quantifier les comportement de l’insecte par comptage des insectes intervenants dans des cages de collection ou de l’analyse vidéo. Les insectes qui sont restés dans l’arène de trèfle étaient considérés comme n’ayant fait aucun choix. Par exemple, Culicoïdes se sont avéré pour être plus attirés par les rayons UV comparativement à faire aucun choix7.</li>
</ol>

<ol><li>Briscoe, A. D., Chittka, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolution+of+color+vision+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">The evolution of color vision in insects.</a> Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).</li>
<li>Srinivasan, M. V., Venkatesh, S. Embodying natural vision into machines. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+MV+%22From+living+eyes+to+seeing+machines%22">From living eyes to seeing machines</a>. , Oxford University Press. U.K. 249-265 (1997).</li>
<li>Srinivasan, M., Moore, R. J. D., Thurrowgood, S., Soccol, D., Bland, D. From Biology to engineering: insect vision and applications to robotics. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+M+%22Frontiers+in+sensing%22">Frontiers in sensing</a>. Barth, F. G., Humphrey, J. A. C., Srinivasan, M. V. , Springer. Vienna, Austria. 19-39 (2012).</li>
<li>Allan, S. A., Day, J. F., Edman, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+ecology+of+biting+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Visual ecology of biting flies.</a> Annu.Rev. Entomol. 32, 297-316 (1987).</li>
<li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+V.+The+role+of+visual+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Entomol.+Res%22%5BJournal%5D)">Studies of the responses of the female Aedes mosquito Part V. The role of visual factors.</a> Bull. Entomol. Res. 44, 567-574 (1953).</li>
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<li>Lelito, J. P., Fraser, I., Mastro, V. C., Tumlinson, J. H., Baker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+visual-cue-based+stickytraps+for+monitoring+of+emerald+ash+borers%2C+Agrilus+planipennis+%28Col.%2C+Buprestidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Novel visual-cue-based stickytraps for monitoring of emerald ash borers, Agrilus planipennis (Col., Buprestidae).</a> J. Appl. Entomol. 132, 668-674 (2008).</li>
<li>Diclaro, J. W. II, Cohnstaedt, L. W., Pereira, R. M., Allan, S. A., Koehler, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+Physiological+Response+of+Musca+domestica+to+Colored+Visual+Targets%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and Physiological Response of Musca domestica to Colored Visual Targets.</a> J. Med. Entomol. 49 (1), 94D100(2012).</li>
<li>Steverding, D., Troscianko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+role+of+blue+shadows+in+the+visual+behaviour+of+tsetse+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+Lond.+B%22%5BJournal%5D)">On the role of blue shadows in the visual behaviour of tsetse flies.</a> Proc. R. Soc. Lond. B. 271, 16-17 (2004).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Gillen, J. I., Munstermann, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-emitting+diode+technology+improves+insect+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Mosq.+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Light-emitting diode technology improves insect trapping.</a> J. Am. Mosq. Control Assoc. 24, 331-334 (2008).</li>
<li>Duehl, A. J., Cohnstaedt, L. W., Arbogast, R. T., Teal, P. E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+light+attraction+to+increase+trap+efficiency+for+Tribolium+castaneum+%28Coleoptera%3A+Tenebrionidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Economic+Entomol%22%5BJournal%5D)">Evaluating light attraction to increase trap efficiency for Tribolium castaneum (Coleoptera: Tenebrionidae).</a> J. Economic Entomol. 104, 1430-1435 (2011).</li>
<li>Schmid, R. B., Snyder, D., Cohnstaedt, L. W., McCornack, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hessian+Fly+%28Diptera%3A+Cecidomyiidae%29+Attraction+to+Different+Wavelengths+and+Intensities+of+Light-EmittingDiodes+in+the+Laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Hessian Fly (Diptera: Cecidomyiidae) Attraction to Different Wavelengths and Intensities of Light-EmittingDiodes in the Laboratory.</a> Environ. Entomol. 46 (4), 895-900 (2017).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Snyder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+features+of+a+proposed+insecticidal+sugar+trap+for+biting+midges%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Ital%22%5BJournal%5D)">Design features of a proposed insecticidal sugar trap for biting midges.</a> Vet. Ital. 52 (3-4), 265-269 (2016).</li>
</ol>

Bioessais photo-attraction sont un outil important pour déterminer l’optimales ou des couleurs attrayantes et minimiser les options pour les essais sur le terrain de ces couleurs. Toutefois, plusieurs facteurs doivent être considérés lors de l’optimisation de l’essai biologique spécifique dont insectes : lumière simple vs. concurrentiels expériences lumière, luminosité, domaine spectral optimal, interférence lumineuse ambiante, état des insectes et des comportements naturels qui peuvent limiter les réponses poss...

La quasi-totalité de la surveillance entomologique dépend olfaction ou visuels attractifs et souvent les deux. Attractants olfactifs volatile peut disperser partout dans l’environnement résultant dans un grand agréable. Toutefois, visuels attractifs peuvent avoir une portée plus limitée en raison de le œil composé d’invertébrés résolution des images1,2,3. Par conséquent, des visuels attractifs doit être optimisé à l’insecte d’intérêt à maximiser l’attraction et le piège conçu pour tirer parti des comportements naturels de l’insecte visé.
Attraction visuelle repose sur des longueurs d’onde du soleil ou d’autres sources de lumière qui est absorbée ou réfléchie par la surface de l’objet ; les organismes voient cette absorption/réfraction de longueurs d’onde en couleur. Insecte vision a été trouvée pour inclure bleu, vert et le rayonnement ultraviolet (UV) longueurs d’onde1. Insectes utilisent leur vision pour aider à trouver des compagnons, nourriture et abri4. Insectes peuvent définir visuellement les dimensions de l’objet, couleurs, des formes, des mouvements et des contrastes5,6. Insectes nocturnes actives sont généralement attirés par les lumière de contraste divergentes et intensité4, tandis que les insectes diurnes peuvent résoudre des couleurs et des images, en plus de contraste à cause d’une plus grande disponibilité de photon durant la journée. Surveillance des pièges utilisent visuelles de l’insecte à leur avantage pour optimiser l’attraction et capturer7.
La méthode la plus courante d’évaluation de photo-attraction a observation d’insecte mouvement vers diverses formes colorées telles que fleurs8 ou d’objets (tels que les cartes collantes9,10). Bioessais visuelles à l’aide d’insectes colonisés peuvent aider à identifier la gamme de longueurs d’onde et intensités, optimale, ce qui réduit le nombre d’essais sur le terrain. Bioessais visuels tels que le « Tunnel de lumière recto-verso » ont été conçus pour tester les mouches11. Le problème avec deux tunnels de lumière faces sont qu’ils ne tiennent pas compte d’insectes qui ne sont pas collectés. La plupart des insectes seront coincés sur les coins internes et rebords d’arènes. Également que deux couleurs peuvent être testées simultanément. Autres essais de comprennent les méthodes de Steverding & Troscianko (2004)12, qui s’est resserré la mouche tsé-tsé attraction à bandes larges (± 50 nm) de couleurs claires. Diodes électroluminescentes (LED) ont été incorporées dans des pièges afin d’améliorer l’attraction des insectes en optimisant les longueurs d’onde de la lumière émise1,13,14. Optimiser l’attraction visuelle de ces pièges ou des dispositifs de surveillance améliorera l’efficacité de la collection d’insectes, en utilisant des comportements innés de l’insecte pour attirer les insectes. De cette façon, résultats d’essais biologiques sont utilisés pour optimiser les technologies existantes de piégeage. Le « terrestre arthropodes piège » qui ont amélioré le piège de dôme-type standard de l’industrie pour surveillance de rouge de la farine de scarabée (US patent # US8276314B2)) et la « méthode et Compositions pour amélioré lumière pièges » incorporé de diodes électroluminescentes en antenne pièges à insectes (US patent # US2009/0025275A1). Les deux brevets utilisent la technologie de LED qui a été optimisée en utilisant les résultats des essais biologiques pour améliorer sensiblement les pièges à insectes.
Cette étude décrit une arène de biodosage photo attraction et les méthodes qui permettent aux enquêteurs d’évaluer la réponse insecte pour affiner les longueurs d’onde comme une couleur attrayante concurrentielle ou simple. Équipement et modifications expérimentales sont présentées pour les insectes nocturnes, diurnes, terrestres et aériennes.

<table><tbody><tr>matériau <td></td><td></td><td></td><td>de solin en métal</td></tr><tr><td>#10 vis</td><td></td> à métaux en acier inoxydable <td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>#10 écrou</td><td></td> de blocage en acier inoxydable <td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>Support LED de 5 mm</td><td>Radio Shack Corp</td><td>276-080</td><td></td></tr><tr><td>peinture</td><td></td> en aérosol noir mat <td>Stock Fluon</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>polyacrylique</td><td></td><td></td><td></td>moulé</tr><tr><td>à vis Nalgene</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Nunc polyméthylpentène</td><td>125 mL, diamètre extérieur 64 mm, hauteur 74 mm</td></tr><tr><td>Tuyaux</td><td></td> filetés en téflon <td>Stock</td><td>15 mm de diamètre, 60 mm de longueur</td></tr><tr><td>Spectromètre de lumière StellarNet</td><td>Stellar Net, Inc</td><td>BLACK Comet C-SR-25</td><td></td></tr><tr><td>Source de lumière infrarouge LED</td><td>Tracksys LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>caméra vidéo infrarouge</td><td>Panasonic Corp</td><td>WV-BP330 Panasonic Caméra</td><td></td>de vidéosurveillance</tr><tr><td>MEDIACRUISE software</td><td>Canopus Corp</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Éléments clés de photo attraction bioassay for studies insectes ou les programmes de surveillance

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Attractants visuel optimisé augmentera efficacité de piégeage insectes à l’aide de comportements innés de l’insecte visé (positives photo-taxis) comme un moyen pour attirer l’insecte dans une population contrôle ou surveillance piège. Diodes électroluminescentes (LED) ont créé des options d’éclairage personnalisable avec certaines longueurs d’onde (couleurs) et intensités des bandes passantes, qui peuvent être personnalisés pour les insectes cibles. Bioessais comportementales photo-attraction peuvent utiliser LED pour optimiser l’ou des couleurs attrayantes pour une espèce d’insecte vers les stades du cycle de vie spécifiques ou des comportements (accouplement, alimentation ou cherchant refuge). Les chercheurs doivent ensuite confirmer les résultats de l’essai biologique dans le domaine et comprendre la distance limitée attractive de le visuels attractifs.
L’arène de trèfle essai biologique est une méthode flexible pour évaluer l’attraction tout en évaluant une gamme de comportements insectes naturels tels que l’évacuation et alimentation réponses photo. L’arène peut être utilisée pour des expériences d’insectes terrestres ou aériennes, ainsi que les insectes diurnes et nocturnes. Techniques de collecte de données avec l’arène sont filmer, contact avec les lumières de comptage ou rassembler physiquement les insectes car ils sont attirés vers les lumières. Les comptes de test pour les insectes qui font sans choix et dans les arènes peuvent être mono couleur (non compétitive) ou plusieurs couleurs (concurrentiels). La conception de trèfle provoque insectes avec forte thigmotaxie pour revenir vers le centre de l’arène où ils peuvent voir toutes les options une LED concurrentiel des tests. L’arène de trèfle présenté ici a été utilisé avec les moustiques, punaises de lit, mouche, mouches domestiques, les brûlots, coléoptères rouge de la farine et psoques. Tests biologiques sont utilisés pour développer précis et les pièges à insectes efficaces pour guider le développement et l’optimisation des pièges à insectes permettant de surveiller les fluctuations des populations de ravageurs pour les évaluations du risque de maladies vectorielles, l’introduction d’espèces envahissantes, ou utilisés pour répression de la population.

L’arène terrestre a été utilisée pour améliorer la lutte antiparasitaire suivi des pièges pour le rouge de la farine coléoptères14 et les arènes aériennes pour Hesse vole15 et les brûlots7. Bien que les arènes de trèfle étaient similaires, les conditions de chaque espèces d’insectes étaient différentes et ont accueilli l’évaluation d’insectes nocturnes ou diurnes qui peut ramper ou voler. Plus important encore, ces ét...

Arènes de biodosage photo-attraction servent à déterminer l’ou des couleurs lumière optimales afin de maximiser l’attraction des insectes ; Cependant bioessais et méthodes sont spécifiques pour cibler les habitats et les comportements de l’insectes. Modifications et équipements personnalisables sont expliquées pour insectes nocturnes ou diurnes et terrestres ou aériennes.

Éléments clés de Photo Attraction Bioassay for Studies insectes ou les programmes de surveillance

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en matière de surveillance et de contrôle des insectes, en améliorant l’attraction des pièges existants et en incorporant des couleurs ou des lumières dans la conception des futurs pièges de surveillance et de contrôle. Le principal avantage de cette technique est l’évaluation initiale des couleurs attrayantes et des comportements des insectes en laboratoire, avant les tests coûteux et longs sur le terrain. Les insectes ont des comportements innés ou des instincts qui doivent être utilisés pour rendre la surveillance et le piégeage plus efficaces.Le domaine des essais biologiques est conçu pour être une méthode flexible pour évaluer les comportements de n’importe quelle espèce d’insecte, avant les essais sur le terrain. Ce protocole utilise une arène aérienne, mais une conception d’arène terrestre est également disponible. La différence essentielle entre l’arène aérienne et terrestre est l’utilisation de l’espace vertical, ce qui modifie la taille de l’arène.Lorsque vous choisissez un type d’arène pour une expérience, tenez compte de l’espèce d’insecte étudiée. L’arène aérienne a la capacité de capturer des insectes dans un c

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Les protocoles sont décrits pour évaluer la toxicité des chimies de moustiques adultes et immatures pour développement en tant que de nouvelles classes de larvicides et adulticides, endectocides. Les protocoles permettent à haut débit stable des chimies multiples à la dose de monopoint et évaluation ultérieure par dosage réponse dose pour déterminer la toxicité au contact ou par ingestion.

Protocoles pour tester la toxicité des nouvelles chimies insecticides aux moustiques

Nous décrivons ici la construction et l’utilisation d’un tunnel de vent pour odeur véhiculée par des tests comportements avec des insectes. La conception du tunnel de vent facilite la libération des sources d’odeurs par plusieurs méthodes, avec ou sans stimuli visuels. Des expériences de soufflerie sont des moyens importants pour identifier les substances chimiques volatiles actives sur le plan comportemental.

Une soufflerie pour odeur véhiculée par des tests comportements insectes

Ce protocole introduit un essai de tache de lumière pour étudier le comportement phototactic larvaire de Drosophila. Dans cet analyse, un point lumineux est généré sous forme de stimulation lumineuse, et le processus d'évitement de la lumière larvaire est enregistré par un système d'imagerie infrarouge à base de lumière.

Essai sur place légère pour l'analyse de Drosophila Larval Phototaxis

Le présent article détaille un protocole étape par étape pour des électroantennogrammes réussis et à faible bruit dans plusieurs genres de moustiques, y compris les femelles et les mâles.

Un guide étape par étape de l’électroanténnographie des moustiques

Pour étudier les impacts de la lumière artificielle la nuit (ALAN) sur les insectes volants nocturnes, l’échantillonnage doit être limité à la nuit. Le protocole décrit un piège d’interception de vol automatisé à faible coût qui permet aux chercheurs d’échantillonner à des périodes définies par l’utilisateur avec une réplication accrue.

Piège d’interception de vol automatisé à faible coût pour le sous-échantillonnage temporel d’insectes volants attirés par la lumière artificielle la nuit

Nous décrivons la méthodologie et l’importance de l’essai biologique d’application topique pour mesurer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques et les mouches des fruits. Le test présenté est à haut débit, utilise la masse d’insectes - permettant ainsi de calculer une dose létale relativisée en masse au lieu de la concentration - et a probablement une variabilité plus faible que d’autres méthodes similaires.

Essai biologique d’application topique pour quantifier la toxicité des insecticides pour les moustiques et les mouches des fruits

Ce protocole décrit l’essai d’alimentation obligatoire pour évaluer l’effet potentiellement toxique d’un phytochimique sur les larves d’insectes lépidoptères. Il s’agit d’un essai biologique sur les insectes hautement évolutif, facile à optimiser la dose sublétale et létale, l’activité dissuasive et l’effet physiologique. Cela pourrait être utilisé pour le criblage d’insecticides respectueux de l’environnement.

Mise au point d’un système d’analyse de l’alimentation pour évaluer l’effet insecticide des composés phytochimiques sur Helicoverpa armigera

Découvrez le bioessai de photo-attraction pour optimiser la surveillance des insectes en laboratoire. Cette méthode permet d'évaluer les couleurs lumineuses attractives avant les essais sur le terrain.

Éléments clés de Photo Attraction Bioassay for Studies insectes ou les programmes de surveillance

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