Name: Bioindication de vérification des flux environnement qualités pour jeunes d’eau douce perles de moules à l’aide de méthodes In Situ de l’exposition (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-05T15:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: Découvrez les méthodes d'exposition in situ pour évaluer l'adéquation des habitats fluviaux pour les jeunes moules perlières d'eau douce. Ces techniques mesurent la croissance et la survie dans des conditions hyporhéiques naturelles.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Michal Bílý et Ondřej P. Simon ont été pris en charge par des subventions de l’Université tchèque des sciences de la vie [Agence de subvention interne de faculté des Sciences environnementales, CULS Prague (42110 1312 3175 (20164236))]. Soutien pour Karel Douda provient de la Fondation tchèque pour la Science (13-05872S). Données sur la bioindication et l’occurrence actuelle de perles moules ont été collectées au cours de la mise en œuvre du Plan d’Action tchèque pour les moules d’eau douce de perle géré par l’Agence de Conservation de Nature de la République tchèque, qui est financé par le gouvernement de la République tchèque et est disponible à

1. Cage de maille
Remarque : Voir la Figure 1.
<ol><li>Préparer du matériel
	<ol>
<li>Préparer le matériel pour la partie dans un laboratoire de l’expérience : ~ 1-2 L de la rivière de l’eau par maille cage, cages en treillis (1 corps en plastique, 2 couvercles en plastique, 2 feuilles de spéciales techniques tamis avec 340 µm pores, 4 vis et 4 écrous par cage), pinces , pipettes Pasteur, une passoire, un appareil photo numérique, une clé, une trinoculaire microscope stéréo zoom, une grille de calibrage (microscope appareils), 5 boîtes de Pétri de 50 mm de diamètre, béchers, 2 plats en plastique de dissection (~ 25 cm x 15 cm x 3 - 5 cm) et une boîte en plastique.</li>
		<li>Pour effectuer l’installation hyporthéique, préparer un tuyau en caoutchouc et un maillage de 100 µm-pore et un vaporisateur. Pour la construction de l’appareil, voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille.</li>
	</ol></li>
	<li>Assembler le fond et la partie centrale des cages en treillis. Assembler la partie de la cage qui retient les individus. Insérez un couvercle en plastique, puis une feuille de plastique de tamis, et enfin les principaux corps sur le dessus. Utilisez quatre boulons pour fixer.</li>
	<li>Préparer le matériel biologique
	<ol>
<li>Mettre la cage de maille dans le récipient en plastique contenant de l’eau de la rivière. Veiller à ce que les chambres sont moitié plein. Prendre les juvéniles FWPM (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) hors de la zone d’isolation thermique et les mettre dans la boîte de Pétri. Remarque : S’assurer que les changements brusques de température ne dépassent pas ~ 2 ° C.</li>
		<li>À l’aide d’un vaporisateur et le tamis, crible les juvéniles pour dégager les détritus.</li>
	</ol></li>
	<li>Mettre en place le microscope et la caméra. Effectuer un calibrage des instruments (voir une fichier1 complémentaire : S. 5. Microscope et Phototechnique). Placez une boîte de Pétri contenant un peu d’eau sous le microscope.</li>
	<li>Mettre les jeunes dans des cages (travaux de laboratoire expérimental)
	<ol>
<li>Utiliser une pipette Pasteur pour enlever une personne d’une boîte de Pétri et placez-le soigneusement dans la boîte de Pétri sous le microscope.</li>
		<li>Vérifier la condition physique de l’individu en regardant dans l’oculaire (~ 40 un grossissement de X). Remarque : Remise en forme « Bon » signifie que l’individu se déplace, fait pivoter d’un côté à l’autre, pousse le pied hors de la coquille, etc. enlever mort ou faible aptitude individus avec un Pasteur pipette et placez-les dans un séparé Pétri (juvéniles FWPM avec un ouvert Shell, aucun mouvement, le pied n'est pas sorti, une coquille fragmentée, mineurs qui flottent incontrôlable dans l’eau, une décomposition visible de la coquille, décalcification partielle).</li>
		<li>Prendre deux photos d’un FWPM individuel montrant la bonne remise en forme à l’aide d’un grossissement constant de ~ 80 X. Voir complémentaire fichier 1 : S.5. Microscope et Phototechnique. Enregistrer les photos. Remarque : Pour une bonne mesure de sa longueur, le mineur doit être posé sur la longueur (vue latérale). L’objectif principal est de prendre une photo de haute qualité de la longueur maximale de la coquille assez bonne pour permettre une analyse de l’image par la suite.</li>
		<li>Insérez le mineur dans le compartiment approprié dans la cage dès que les photos sont prises. Enregistrer les numéros des photos et de la chambre.</li>
		<li>Répétez cette étape avec chaque individu pour toutes les chambres utilisées dans la cage de la maille. Remarque : voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille.</li>
		<li>Une fois que toutes les chambres utilisées ont des moules perles, ébauché le tamis en plastique de la cage, puis doucement ébauché le couvercle en plastique et fixez toutes les pièces avec les écrous.</li>
		<li>Dans le cas d’une installation dans une zone hyporhéique, passez un des extrémités du tuyau dans une des chambres et le fixer dans cette position, puis prendre la maille anti-colmatage et liez-le à l’extrémité inférieure (voir supplémentaire 1 fichier : S.1. Construction de cages de maille).</li>
	</ol></li>
	<li>Juvéniles de magasin
	<ol>
<li>Mettre la cage dans la boîte en plastique avec l’eau de la rivière, de sorte que les juvéniles sont entièrement immergés et gardez-le dans la thermobox. Avant l’installation, laisser les jeunes s’adaptent à la température in situ rivière l’eau sur le lieu d’installation (progressive refroidissement, max. 5 ° C en 24 h).</li>
	</ol></li>
	<li>Installer des cages en treillis
	<ol>
<li>Préparer le matériel de terrain, y compris les cages en treillis avec des pointes en acier, boulons et écrous en métal, les juvéniles, une clé, enregistreurs de température sur le terrain (voir Table des matières et supplémentaire File 1 : S.4.2. Mesure des eaux), une chaîne, un appareil photo, le protocole de champ, un marteau et un chat.</li>
		<li>Transporter les juvéniles FWPM sur le site dans un champ thermobox (zone isolée), maintenir une température stable de l’eau avec des variations < ~ 2 ° C. Mettre la thermobox avec les cages en treillis dans la rivière sur le site pour laisser les jeunes à s’adapter à des conditions environnementales locales (pH, conductivité, etc.).</li>
		<li>Installer la cage de la maille.<ol>
<li>Retirez la cage de maille de la thermobox champ. Lui fournir deux pointes en acier et fixer l’enregistreur de données de champ. Ancrer la cage dans un habitat avec conditions typiques pour FWPMs dans la zone d’étude (par exemple, à la lisière du flux de courant principal, pas de débit d’eau direct, pas dans l’eau stagnante, pas en plein soleil).<ol>
<li>Pour les eaux libres, à l’aide d’une paire des pointes en acier, de fixer la cage au fond de la rivière ; couchez-le sur le côté et le niveau avec le fond de la rivière, en aval à un angle de 45° pour le débit de la rivière, vers le centre de la rivière. La partie horizontale inférieure devrait être environ de 10 à 15 cm au-dessus de la surface de fond de la rivière. Maintenir une distance minimale de 2 m entre chaque cage à une localité (voir supplémentaire 1 fichier : S.4. Cages de maintenance).</li>
				<li>Pour la zone hyporhéique, creuser les cages dans le fond de la rivière dans une position perpendiculaire paysage, perpendiculaire au flux de l’eau, afin que la partie horizontale supérieure de la cage est parallèle à la surface inférieure de la rivière et les chambres sont situées dans le hyporhéique profondeur doit être éprouvés. Sortir de l’extrémité supérieure du tuyau en caoutchouc au-dessus de la surface de fond pour la possibilité de l’échantillonnage de l’eau au cours de l’expérience (voir supplémentaire File 1 : S.4.2. Mesure des eaux). Remarque : Il est recommandé d’effectuer un contrôle régulier et l’entretien sur les cages (voir supplémentaire 1 fichier : S. 4. Cages de maintenance).</li>
			</ol>
</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Désinstaller les cages et les juvéniles de transport après l’exposition. Pour ce faire, tirez les cages hors de l’eau, faire disparaître des sédiments fins aussi bien à partir de matériel dérivé et mettez-les dans le champ thermobox rempli d’eau de la rivière. Transporter les cages immédiatement au laboratoire et commencer l’évaluation de taux de mortalité et de la croissance. Remarque : Consultez fichier supplémentaire 1 : art.3. Durée de l’exposition. Dans le cas d’une différence de température supérieure à 5 ° c entre les cages et l’environnement de laboratoire, il faut d’abord laisser la température à égaliser.</li>
	<li>Évaluer l’expérience en vérifiant la vie / l’aptitude de chaque mineur (voir étapes 1.5.2 et 1.5.3) et prendre 2 images de chaque juvénile vivant dans une boîte de Pétri en utilisant un grossissement constant de ~ 80 X. Enregistrer la remise en forme et les numéros des photos et chambres.</li>
	<li>Compléter l’expérience (commun à toutes les méthodes)
	<ol>
<li>Effectuer les mesures dans le logiciel d’analyse image. Utiliser logiciel image d’analyse pour la détermination de taille de corps de chaque mineur évalué sur les deux images d’entrée (étape 1.5.3) et sur les images (étape 1.9). Utilisation la longueur maximale de la coquille total enregistré dans les deux photographies comme des valeurs de taille de corps en entrée et en sortie.</li>
		<li>Insérez les valeurs mesurées dans le processeur de la table et calculer l’incrément de croissance (%) pour chaque survivant juvénile.</li>
		<li>Estimer le taux de survie (%) par cage de maille en utilisant le ratio du nombre de personnes survivants à tous les individus expérimentales dans la cage de la maille. Remarque : Après l’expérience, retourner les survivants pour le programme d’élevage (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Sandy Cage
Remarque : Voir la Figure 2.
<ol><li>Préparer du matériel
	<ol>
<li>Préparer le matériel pour la partie dans un laboratoire de l’expérience : 2 boîtes de Pétri (diamètre ~8.5 cm), un tamis, 25 L d’eau de la rivière, pipettes Pasteur, une boîte en plastique, tamis (maille taille 1 et 2 mm), une grosse boîte en plastique (25 L), un bâti de sable (voir supplémentaire 1 fichier : ART.2. Sandy cages construction), un appareil photo numérique, un trinoculaire binoculaire stéréo zoom, une grille de calibrage (microscope appareils), tri de sable de rivière de la zone d’étude (Voir l’étape 2.1.3) et le protocole. Voir le tableau des matériaux et fichier supplémentaire 1 : S. 2. Sandy cages construction.</li>
		<li>Préparer le matériel pour le processus d’isolement : ronde des conteneurs (1 pour chaque cage + 1 supplémentaire), 2 boîtes de Pétri (diamètre environ 14 cm), une pipette Pasteur, loupes et 1 L d’eau de la rivière.</li>
		<li>Tamiser le sable de la rivière à travers un tamis de 2 mm et ensuite à travers un tamis de 1 mm pour obtenir une granulométrie de 1-2 mm. le sable sec et enregistrez-le sous une forme sèche jusqu'à leur utilisation.</li>
	</ol></li>
	<li>Prendre les juvéniles (voir supplémentaire 1 fichier : art.6. Matériel biologique) sur la thermobox et mettez-les dans la boîte de Pétri. À l’aide d’un vaporisateur et le tamis, crible les juvéniles pour dégager les détritus.</li>
	<li>Mettre en place le microscope et la caméra (voir supplémentaire 1 fichier : art.5. Microscope et Phototechnique).</li>
	<li>Mettre les jeunes dans des cages (travaux de laboratoire expérimental)
	<ol>
<li>Placez la cage de sable dans la boîte en plastique. Disperser le sable trié (voir étape 2.1.3) jusqu'à atteindre un tiers de la hauteur de la cage de sable. Versez l’eau dans la boîte. Assurez-vous que la surface du sable est de 10 mm en dessous du niveau de l’eau. Insérez la cage de sable dans la boîte de 25 L d’eau de la rivière et l’exposer à la même température que les FWPMs juvéniles (voir supplémentaire fichier 1 : S.6.2. Stockage de la matière biologique) pendant 12 h. Évitez toute exposition du sable au soleil.</li>
		<li>Prendre la boîte de Pétri avec les juvéniles FWPM préparées.</li>
		<li>Vérifier l’aptitude de l’individu en regardant dans l’oculaire (voir étape 1.5.2).</li>
		<li>Effectuer la documentation photographique comme suit. Prendre une photo de tous les individus découverts (voir étape 1.5.3) et choisissez 10 sur les plus gros individus. Vous pouvez également prendre des photos de tous les mineurs ainsi que de faible grossissement (~ 40 X) pour une évaluation en vrac et choisir les 10 plus gros individus. Enregistrer toutes les photos et d’enregistrer leurs numéros.</li>
		<li>À l’aide d’un vaporisateur, déplacer les juvéniles FWPM dans la cage de sable fin prête.</li>
	</ol></li>
	<li>Juvéniles de magasin
	<ol>
<li>Mettre la cage dans la grande boîte en plastique avec de l’eau de rivière afin que la cage est entièrement immergée et conservez-le dans la thermobox. Laissez les jeunes s’adaptent à la in situ rivière température de l’eau (progressive refroidissement, max. 5 ° C pendant 24 h) avant l’installation.</li>
	</ol></li>
	<li>Installer des cages sable
	<ol>
<li>Préparer le matériel pour l’installation sur le terrain : cages de sable, un champ de ~ 25 L thermobox, une pierre plate (minime 1 kg de poids), un filet (maillage au format 10 x 10 mm), un vaporisateur, enregistreurs de température de champ (voir Table des matières et supplémentaire 1 fichier : Mesure de l’eau S.4.2.), un chat et le protocole de champ.</li>
		<li>Transporter les cages avec les jeunes sur le site dans le champ thermobox, garder une température stable de l’eau (changement de ~ 2 ° C). Mettre la thermobox champ avec les cages de sable dans la rivière sur le site du champ de laisser les jeunes FWPM s’adapter à des conditions environnementales locales (pH, conductivité, etc.).</li>
		<li>Installer les cages de sable dans les habitats aux conditions typiques pour FWPMs (par exemple, au bord de l’écoulement du flux principal dans un méandre, pas de débit d’eau direct, pas dans l’eau stagnante, pas en plein soleil).<ol>
<li>Pour les eaux libres, fixer les cages de sable à une pierre plate à l’aide d’un filet et placez-le sur le fond de la rivière. Veiller à ce que le plus grand côté de la cage forme un angle de 45° avec le courant.</li>
			<li>Pour hyporthéique, creuser les cages dans le fond de la rivière perpendiculaire à l’écoulement de l’eau afin que le couvercle de la cage est au niveau de la surface inférieure de la rivière. Remarque : Il est recommandé d’effectuer un contrôle régulier et l’entretien sur les cages (voir supplémentaire 1 fichier : S. 4. 1. contrôles du site).</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Désinstaller les cages et les juvéniles de transport après l’exposition Remarque : voir supplémentaire 1 fichier : art.3. Durée de l’exposition.<ol>
<li>Tirez les cages hors de l’eau, les effacer du matériel dérivé et mettez-les dans le champ thermobox rempli d’eau de la rivière.</li>
		<li>Transporter les cages au laboratoire et commencer l’évaluation de taux de mortalité et de la croissance. Remarque : Dans le cas d’une différence de température supérieure à 5 ° c entre les cages et l’environnement de laboratoire, il est nécessaire de laisser les températures à égaliser.</li>
	</ol></li>
	<li>Juvéniles FWPM séparés de sable
	<ol>
<li>Préparer un récipient rond avec une profondeur de 50 mm (pour chaque cage séparément) et un récipient rond extra. Transférer le sable de la cage dans le récipient rond. Utiliser un mouvement tourbillonnant de laver les particules légères dans un conteneur supplémentaire.</li>
		<li>Goûtez le contenu de ce bac progressivement et Rechercher des juvéniles, étape par étape à l’aide d’une pipette Pasteur et une loupe. Mettre les jeunes dans la boîte de Pétri à l’aide de la pipette Pasteur. Répétez cette étape jusqu'à ce que le dernier mineur a été trouvé et puis un autre x 10 après la première constatation négative. Après chaque étape de lavage, ajouter l’eau des rivières propres à l’emballage d’origine avec du sable. Note : Surtout après le premier lavage, correctement examiner le contenu et nettoyez-le de lest comme les sédiments fins et autres alluvions.</li>
	</ol></li>
	<li>Évaluer l’expérience
	<ol>
<li>Vérifier l’aptitude de chaque mineur (voir étapes 2.4.3 et 1.5.2) et compter le nombre de survivants.</li>
		<li>Prendre une photo (Voir l’étape 2.4.4) de chaque individu séparément, même si cela signifie ne rien aucune identité claire de chaque individu. Vous pouvez également prendre des photos en vrac et choisissez un sous-ensemble des 10 personnes mieux cultivés dans les résultats finaux. Remarque : Les deux possibilités ont une valeur de déclaration similaire. Possibilité 1 a une limite d’une charge de travail plus élevé, mais aussi l’avantage du grossissement de la photo et donc également une plus grande précision.</li>
	</ol></li>
	<li>Compléter l’expérience
	<ol>
<li>Effectuer des mesures dans le logiciel d’analyse image. Compléter l’expérience comme fait dans les cages en treillis (voir étape 1.10) avec l’exception suivante : n’évaluent pas le taux de croissance (%) de chaque mineur mais évaluer le groupe dans son ensemble dans l’expérience de la cage de sable. Remarque : Après l’expérience, les survivants doivent être retournés à la programme d’élevage (voir S.6.1 de fichier supplémentaires. Selection d’une matière biologique).</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Goldberg, E. D. <a target="_blank" href="http://www.scirp.org/(S(351jmbntvnsjt1aadkposzje))/reference/ReferencesPapers.aspx?ReferenceID=1589065">The mussel watch-a first step in global marine monitoring.</a> Marine Pollution Bulletin. 6 (7), 111-114 (1975).</li>
<li>Vaughn, C. C. <a target="_blank" href="http://carynvaughn.com/wp-content/uploads/2017/03/Vaughn.Hydrobiologia.2017-1.pdf">Ecosystem services provided by freshwater mussels.</a> Hydrobiologia. , In Press (2017).</li>
<li>Lopes-Lima, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conservation+status+of+freshwater+mussels+in+Europe%3A+state+of+the+art+and+future+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Conservation status of freshwater mussels in Europe: state of the art and future challenges.</a> Biological Reviews. 92 (1), 572-607 (2017).</li>
<li>Strayer, D. L., Malcom, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Causes+of+recruitment+failure+in+freshwater+mussel+populations+in+southeastern+New+York%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Applications%22%5BJournal%5D)">Causes of recruitment failure in freshwater mussel populations in southeastern New York.</a> Ecological Applications. 22 (6), 1780-1790 (2012).</li>
<li>Douda, K. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/aqc.1076/abstract">Effects of nitrate nitrogen pollution on Central European unionid bivalves revealed by distributional data and acute toxicity testing.</a> Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (2), 189-197 (2010).</li>
<li>Modesto, V., et al. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/faf.12252/full">Fish and mussels: importance of fish for freshwater mussel conservation.</a> Fish and Fisheries. , In Press (2017).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.springer.com/us/book/9783540672685">Ecology and evolution of the freshwater mussels Unionoida</a>. Bauer, G., Wächtler, K. 145, Ecological Studies. 1-394 (2001).</li>
<li>Neves, R. J., Widlak, J. C. <a target="_blank" href="http://www.fishwild.vt.edu/mussel/PDFfiles/Habitat_ecology.pdf">Habitat ecology of juvenile fresh-water mussels (Bivalvia, Unionidae) in a headwater stream in Virginia.</a> American Malacological Bulletin. 5, 1-7 (1987).</li>
<li>Švanyga, J., Simon, O. P., Mináriková, T., Spisar, O., Bílý, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3a%C5%A0vanyga%2C+J+%22Z%C3%A1chrann%C3%BD+program+pro+perlorodku+%C5%99%C3%AD%C4%8Dn%C3%AD+v+%C4%8CR+%28Action+plan+for+the+endangered+freshwater+pearl+mussel+in+the+Czech+Republic%29%22">Záchranný program pro perlorodku říční v ČR (Action plan for the endangered freshwater pearl mussel in the Czech Republic)</a>. , NCA CR. Prague, Czech Republic. (2013).</li>
<li>Schmidt, C., Vandré, R. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/aqc.1150/full">Ten years of experience in the rearing of young freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera).</a> Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (7), 735-747 (2010).</li>
<li>Gum, B., Lange, M., Geist, J. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/aqc.1222/abstract">A critical reflection on the success of rearing and culturing juvenile freshwater mussels with a focus on the endangered freshwater pearl mussel (Margaritifera margaritifera L.).</a> Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 21 (7), 743-751 (2011).</li>
<li>Denic, M., Taeubert, J. E., Lange, M., Thielen, F., Scheder, C., Gumpinger, C., Geist, J. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0075951114000541">Influence of stock origin and environmental conditions on the survival and growth of juvenile freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera) in a cross-exposure experiment.</a> Limnologica. 50, 67-74 (2015).</li>
<li>Černá, M., Simon, O. P., Bílý, M., Douda, K., Dort, B., Galová, M., Volfová, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10750-017-3236-x">Within-river variation in growth and survival of juvenile freshwater pearl mussels assessed by in situ exposure methods.</a> Hydrobiologia. , In Press (2017).</li>
<li>Denic, M., Taeubert, J. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/ivb.12080/abstract">Trophic relationships between the larvae of two freshwater mussels and their fish hosts.</a> Invertebrate Biology. 134 (2), 129-135 (2015).</li>
<li>Douda, K. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0044848615002124">Host-dependent vitality of juvenile freshwater mussels: implications for breeding programs and host evaluation.</a> Aquaculture. 445, 5-10 (2015).</li>
<li>Buddensiek, V. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/000632079500012S">The culture of juvenile freshwater pearl mussels Margaritifera margaritifera L. in cages: a contribution to conservation programmes and the knowledge of habitat requirements.</a> Biological Conservation. 74 (1), 33-40 (1995).</li>
<li>Hruška, J. Experience of semi-natural breeding program of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmaßnahmen. , Albert-Ludwigs Universität: Freiburg. Kongressband. WWA Hof 69-75 (2001).</li>
<li>Barnhart, M. C. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0044848605006435">Buckets of muckets: a compact system for rearing juvenile freshwater mussels.</a> Aquaculture. 254 (1), 227-233 (2006).</li>
<li>Simon, O. P., Vaníčková, I., Bílý, M., Douda, K., Patzenhauerová, H., Hruška, J., Peltánová, A. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0075951114000772">The status of freshwater pearl mussel in the Czech Republic: several successfully rejuvenated populations but the absence of natural reproduction.</a> Limnologica. 50, 11-20 (2015).</li>
<li>R Core Team. A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.r-project.org/">https://www.r-project.org/</a> (2013).</li>
<li>Hastie, L. C., Yang, M. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHastie%2C+LC+%22Conservation+of+the+freshwater+pearl+mussel+I%3A+captive+breeding+techniques%22">Conservation of the freshwater pearl mussel I: captive breeding techniques</a>. 2, Natural England. Peterborough, UK. Conserving Natura 2000 Rivers Conservation Techniques Series No. 2 (2003).</li>
<li>Hruška, J. Nahrungsansprüche der Flußperlmuschel und deren halbnatürliche Aufzucht in der Tschechischen Republik. Heldia. 4 (6), 69-79 (1999).</li>
<li>Scheder, C., Lerchegger, B., Jung, M., Csar, D., Gumpinger, C. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10750-013-1516-7">Practical experience in the rearing of freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera): advantages of a work-saving infection approach, survival, and growth of early life stages.</a> Hydrobiologia. 735 (1), 203-212 (2014).</li>
<li>Braun, A., Auerswald, K., Geist, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drivers+and+spatio-temporal+extent+of+hyporheic+patch+variation%3A+implications+for+sampling%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Drivers and spatio-temporal extent of hyporheic patch variation: implications for sampling.</a> PLoS ONE. 7 (7), e42046(2012).</li>
<li>Franken, R. J. M., Storey, R. G., Williams, D. D. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1017598005228">Biological, chemical and physical characteristics of downwelling and upwelling zones in the hyporheic zone of a north-temperate stream.</a> Hydrobiologia. , 183-195 (2001).</li>
<li>Roley, S. S., Tank, J. L. <a target="_blank" href="https://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/cjfas-2015-0442">Pore water physicochemical constraints on the endangered clubshell mussel (Pleurobema clava).</a> Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 73 (12), 1712-1722 (2016).</li>
<li>Larson, J. H., Eckert, N. L., Bartsch, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+variability+in+shell+and+soft+tissue+growth+of+the+freshwater+mussel+Lampsilis+siliquoidea%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Intrinsic variability in shell and soft tissue growth of the freshwater mussel Lampsilis siliquoidea.</a> PLoS ONE. 9 (11), e112252(2014).</li>
<li>Lavictoire, L., Moorkens, E., Ramsey, A. D., Sinclair, W., Sweeting, R. A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10750-015-2445-4">Effects of substrate size and cleaning regime on growth and survival of captive-bred juvenile freshwater pearl mussels, Margaritifera (Linnaeus, 1758).</a> Hydrobiologia. 766 (1), 89-102 (2015).</li>
<li>Hruška, J. Experience of semi-natural breeding programme of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmassnahmen. , 69-75 (2000).</li>
<li>Bayne, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+components+of+growth+differences+between+individual+oysters+%28Crassostrea+gigas%29+and+a+comparison+with+Saccostrea+commercialis%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Biochemical+Zoology%22%5BJournal%5D)">Physiological components of growth differences between individual oysters (Crassostrea gigas) and a comparison with Saccostrea commercialis.</a> Physiological and Biochemical Zoology. 72 (6), 705-713 (1999).</li>
<li>Tamayo, D., Azpeitia, K., Markaide, P., Navarro, E., Ibarrola, I. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00227-016-2905-z">Food regime modulates physiological processes underlying size differentiation in juvenile intertidal mussels Mytilus galloprovincialis.</a> Marine Biology. 163 (6), (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Temps d’exposition :
Même un mois exposés maille cages Voir l’une croissance visible, reflétant des différences entre les localités (Figure 3), afin qu’ils soient très utilisables pour la détection rapide et facile d’une caractérisation de la localité. Néanmoins, la pertinence des résultats dépend de l’État à court terme des conditions, qui peut osciller. En particulier, des pluies courtes peuvent jouer un rôle. En revanche, la pollution épisodique imprévisible ne pe...

L’exposition des organismes expérimentales in situ avec l’évaluation ultérieure de leur condition est une façon possible d’obtenir des informations sur la qualité de l’environnement et (surtout) l’adéquation du site pour une espèce. Dans animaux, telle une bioindication s’applique principalement aux petits invertébrés qui sont capables de vivre dans un espace délimité limité. Jeunes stades de mollusques bivalves (Bivalvia) sont un tel organisme approprié groupe1.
Les bivalves de la famille des Unionidae sont une composante très importante des écosystèmes aquatiques2. Cependant, ces espèces sont souvent gravement menacées, en particulier dans les ruisseaux et rivières. Certains d'entre eux sont caractérisés comme « espèce parapluie » dont la conservation est étroitement liée à la conservation du biotope tout cours d’eau et qui nécessitent une vaste approche3. Ces animaux ait un cycle de vie associé à plusieurs composantes environnement, de l’eau chimie4,5 aux changements dans les populations de poissons qui servent de larves de moules hôtes6. Parce que les juvéniles de moules représentent souvent une phase critique du cycle de vie des moules, la pertinence du site pour leur développement à ce stade est cruciale pour un développement de population des espèces réussie dans une localité.
La moule perlière d’eau douce (FWPM, Margaritifera margaritifera ; Unionida, Bivalvia) est un danger critique d’extinction bivalves se produisant dans des ruisseaux oligotrophes européens. Leurs numéros ont chuté drastiquement durant le 20ème siècle dans le secteur de l’accident. Il semble que le déclin actuel dans la reproduction des espèces dans la plupart des populations européennes centrales est principalement causé par très faible à nulle survie des juvéniles pendant les premières années de leur vie. Il est supposé que FWPMs juvéniles vivent depuis de nombreuses années dans le peu profond hyporhéique zone7, dont les conditions et leur variabilité ne sont toujours pas bien décrites. Par ailleurs, avant sa deuxième année de vie, les juvéniles ont seulement une dimension d’environ 1 mm, donc ils sont très difficiles à trouver en grandes quantités de sédiments sous des conditions naturelles,8. Expériences avec des juvéniles en captivité sont donc nécessaires pour l’étude de leur écologie.
Au sein du tchèque Plan d’Action pour les moules de perle d’eau douce9, il y a des milliers de mineurs hausse chaque année d’un programme d’élevage semi-naturel. Néanmoins, il y a une question dont localités et habitats sont adaptés pour le soutien de la population réussie par ces jeunes ou pour la réintroduction de l’espèce éventuelle. In situ bioindications présenter un moyen de trouver la réponse.
Malgré le fait que les taux de survie incompatible de moules juvéniles dans les cages d’exposition ont été observés dans certaines œuvres antérieures qui ont mis en doute la pertinence des moules juvéniles comme bioindicateurs10, plusieurs études récentes ont confirmé la applicabilité des méthodes d’exposition juvénile pour la qualité de l’eau essai11,12,13. En outre, il a été démontré que plusieurs facteurs doivent être considérés lors de l’interprétation des résultats de ces études particulières, telles que l' origine stock14 et les effets persistants des larves conditions15.
Il se pose la question de comment installer juvéniles expérimentales dans des localités testées et comment mieux évaluer leur condition. La première application rigoureuse des méthodes d’exposition in situ avec FWPMs juvéniles a été publiée par Buddensiek,16. Juvénile FWPM individus ont été gardés dans les carreaux de la feuille, exposés dans l’eau à écoulement libre, des cours d’eau, et leur survie et la croissance ont été quantifiés après plusieurs semaines d’exposition. L’approche a été développée à l’origine comme une méthode de reproduction semi-artificielle, mais l’auteur a également souligné son applicabilité pour l’évaluation des besoins de l’espèce et de la qualité de l’eau. Bien que la survie des jeunes FWPM est naturellement très faible sur une échelle de mois/années et seulement un très petit nombre d’animaux survivent, le taux de survie peut être un bon marqueur de l’effet environnemental sur une échelle de plusieurs semaines16. Au cours des années de recherche, méthodes d’exposition ont été élaborées à la suite de cale expérimental moules juvéniles en amont des habitats et d’évaluer leur taux de croissance et de survie ; Il s’agit de boîtes à sable17, silos moule basés sur un principe de remontée d’eau18et divers autres cages (résumées par la gomme et ses collègues) exposition11. Parce que les mineurs se produisent naturellement dans la zone hyporhéique peu profond7, l’application de dispositifs expérimentaux dans le fond du cours d’eau est très souhaitable.
Dans notre article, nous décrivons l’utilisation de deux appareils d’exposition pour FWPMs : J’ai) modification des carreaux de la feuille Buddensiek (« cages en treillis ») permettant aux bioindication essais dans des conditions de hyporthéique ; et ii) boîtes Hruška sableux (« cages de sable »). Le protocole décrit l’application de ces deux méthodes dans des conditions de l’eau et hyporhéique ouvertes (c'est-à-direquatre variantes d’exposition sont décrites). Les méthodes ont été progressivement modifiés et étendus sur plus de 15 années d’application dans le Plan d’Action du tchèque pour moule de perle d’eau douce9 et vérifiées par une série d’expériences.

<table><tbody><tr><td><fort>matériel biologique entretien et soins</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moules perlières d’eau douce juvéniles</td><td>tout</td><td>NA</td><td>issu d’un programme d’élevage FWPM</td></tr><tr><td>boîtes en plastique</td><td>tout</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Thermobox</td><td>MERCI</td><td>212,070,600,030</td><td>Les possibilités sont nombreuses. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>boîte isotherme de terrain (ca25 l)</td><td>toute</td><td></td><td>boîte froide NA (boîte isotherme) couramment utilisée pour le transport de nourriture</td></tr><tr><td>, eau de rivière</td><td>, toute</td> boîte de Pétri <td>NA</td><td></td></tr>, <tr><td>toute</td><td></td><td>pipette</td> Pasteur en plastique NA <td></td></tr><tr><td>avec bulbe ballon (compte-gouttes)</td><td>tout</td> trou <td>NA</td><td>diamètre 1 mm</td></tr><tr><td>peroxyde d’hydrogène</td><td>tout</td><td></td> récipient en plastique NA <td></td></tr><tr><td>(environ 50 l) pour l’eau de rivière</td>, <td>toute</td><td></td> passoire à thé en plastique NA<td></td></tr>, <tr><td></td><td>tout</td><td>NA</td><td>couramment utilisé dans la</td></tr> <tr><td>cuisine< les cages à mailles solides> la construction</> fortsprincipaux</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>corps en plastique</td><td>, tout</td><td></td><td></td></tr> NA <tr><td>plastctique,</td><td>tous</td><td></td> les tamis techniques spéciaux NA <td></td></tr><tr><td>340 & micro ; m</td><td>Soie & Tamis</td> techniques spéciaux <td>Progress UHELON 20 T</td><td></td></tr><tr><td>100 & micro ; m</td><td>Soie & Tuyau</td> en caoutchouc <td>Progress UHELON 67 M</td><td></td></tr><tr><td>(diamètre 5,5 mm)</td><td>tous</td><td></td> boulons en acier NA<td></td></tr><tr><td>, tous écrous</td><td></td><td></td> en acier NA<td></td></tr>, <tr><td></td><td>toute</td> clé <td>NA</td><td></td></tr>, <tr><td></td><td>toutes</td><td></td> pointes en acier NA<td></td></tr><tr><td>,</td><td>toutes</td><td></td> pinces NA<td></td></tr>, <tr><td></td><td>tous</td><td></td><td></td></tr> les <tr><td>béchers</td> NA, tout bécher <td>NA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vaisselle en plastique NA (env. 25x15x3-5cm)</td><td>n’importe quelle</td><td></td> bouteille d’eau NA <td></td></tr><tr><td></td><td>n’importe quel</td> protocole <td>de terrain NA</td><td></td></tr><tr><td></td><td>toute</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papeterie</td><td>NA tout</td><td></td> récipient en plastique NA <td></td></tr><tr><td></td><td>n’importe quelle</td><td></td> ficelle NA <td></td></tr><tr><td></td><td>n’importe quel</td><td></td> marteau NA <td></td></tr><tr><td>n’importe quelle</td><td></td> <td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Construction et utilisation >des cages <sableux </td><td></td><td></td><td></td></tr> 1 <tr><td>mm</td><td>tout</td> tamis <td>NA</td><td></td></tr><tr><td>2 mm</td><td>tout</td><td></td> tamis techniques spéciaux NA <td></td></tr><tr><td>340 & micro ; m</td><td>Soie & Boîtes</td> en plastique <td>Progress UHELON 20 T</td><td></td></tr><tr><td>avec couvercle hermétique</td><td>, n’importe quelle</td><td></td> colle thermofusible NA<td></td></tr>, <tr><td></td><td>n’importe quelle</td><td></td> boîte en plastique NA <td></td></tr><tr><td>(environ 250 x 150 x 100 cm)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>grande boîte en plastique (environ 25 l)</td><td>n’importe quelle</td> pierre plate <td>NA</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n’importe quel</td> filet <td>NA</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sable de rivière</td><td>n’importe quel</td><td>récipient rond NA</td><td></td></tr><tr><td></td><td>n’importe quelle</td><td></td> loupe NA <td></td></tr><tr><td></td><td>Carson</td><td>Carson CP 60</td><td>Il y a beaucoup de possibilités. Il s’agit d’un exemple seulement</td></tr> <tr><td>cages installation et maintenance</td>field : enregistreurs de données de <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>température</td><td>ONSET</td><td>UA-001-64</td><td>http://www.onsetcomp.com/products/data-loggers/ua-001-64</td></tr><tr><td>bêche</td><td>, n’importe quelle</td> brosse <td>à dents NA</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><<tr><td>strong>experiment, évaluation </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>zoom de dissection trinoculaire stéréomicroscope</td><td>optique Bresser</td><td>ICD 10x-160x</td><td>Les possibilités sont nombreuses. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>appareil photo numérique/ oculaire électronique</td><td>Bresser optique</td><td>MikroCamLab 5M</td><td>Il existe de nombreuses possibilités. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>Étalonnage Grade</td><td>Am Scope</td><td>SKU : MR100</td><td>Il existe de nombreuses possibilités. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>source d’alimentation externe avec deux guides de lumière mobiles</td><td>Arsenal</td><td>K1309010150021</td><td>Il existe de nombreuses possibilités. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>Logiciel d’image</td><td>Logiciel</td><td></td> ImageJ <td>Les possibilités sont nombreuses. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr><tr><td>processeur de table</td><td>MS excel</td><td></td><td>Il existe de nombreuses possibilités. Ceci n’est qu’un exemple.</td></tr></tbody></table>

bioindication de vérification des flux environnement qualités pour jeunes d’eau douce perles de moules à l’aide de méthodes in situ de l’exposition

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Connaissance de la qualité de l’habitat des moules d’eau douce est une étape importante pour la conservation de ce groupe d’espèces en voie de disparition. Les auteurs décrivent un protocole pour les tests in situ pour mineurs de l’exposition dans les bassins de la rivière oligotrophes sur des périodes d’un mois et trois mois. Deux méthodes (dans les deux modifications) sont présentées afin d’évaluer le taux de croissance et la survie juvénile. Les méthodes et les modifications diffèrent en valeur pour la localité de bioindication et chacune a ses avantages, mais aussi les limites. La méthode cage sable fonctionne avec un grand nombre d’individus, mais seulement des individus sont mesurées et les résultats sont évalués en vrac. Dans la méthode cage de maille, les individus doivent être tenues et mesurés séparément, mais un faible nombre d’individuel est évalué. La modification de l’exposition eau libre est relativement facile à appliquer ; Il montre la croissance des juvéniles potentiels de sites et peut également être efficace pour les essais de toxicité de l’eau. La modification de l’exposition dans les lits a besoin d’une charge de travail élevée mais est plus proche des conditions du milieu naturel et juvénile, et il vaut mieux pour avoir signalé la pertinence véritable des localités. En revanche, plus de répétitions sont nécessaires dans cette modification en raison de sa variabilité d’environnement haute-hyporhéique.

Les quatre méthodes de bioindication (cages d’eau libre sablonneux, dans les lits cages sable ouvrir les cages de treillis de l’eau et dans les lits cages en treillis) ont été utilisées pour étudier la pertinence de condition environnement pour FWPMs dans le bassin supérieur de Vltava (la forêt de Bohême, République tchèque République). Ce fleuve représente une localité résiduelle de FWPM au sein de l’Europe centrale19. Nous présentons ici un ensemble de résultats ...

In situ bioindications permettre la détermination de l’aptitude d’un environnement pour les espèces de moules en voie de disparition. Nous décrivons deux méthodes fondées sur l’exposition juvénile de moules de perles d’eau douce dans des cages dans les habitats de la rivière oligotrophes. Ces deux méthodes sont implémentées dans les variantes pour les eaux libres et des milieux aquatiques hyporhéique.

Bioindication de vérification des flux environnement qualités pour jeunes d’eau douce perles de moules à l’aide de méthodes In Situ de l’exposition

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la préservation des écosystèmes fluviaux, telles que les indications de stades favorables aux jeunes moules qui augmentent également, ainsi que la prédiction de cela que je propage. Le principal avantage de cette technique est que nous pouvons tester la croissance et la survie des juvéniles dans des conditions hyporhéiques qui représentent l’environnement juvénile naturel. Mes collègues Simona Nemcikova, Jan Svanyga et Vojtech Barak feront la démonstration des procédures.Lors de l’assemblage des cages, insérez toujours d’abord un couvercle en plastique, puis une feuille du tamis en plastique et enfin le corps principal sur le dessus. Mettez la cage dans le plat en plastique contenant l’eau de la rivière à la température de stockage FWPM. Assurez-vous que les chambres sont à moitié pleines.Ensuite, chargez les FWPM dans une boîte de Pétri. À l’aide d’une bouteille à eau et d’une passoire, tamisez les juvéniles pour éliminer les détritus. Ensuite, faites une pipette pour extraire un individu de la boîte et transférez-le dans une boîte au microscope pour vérifier sa forme.Sélectionnez uniquement des FWPM de bo

bioindication-testing-stream-environment-suitability-for-young

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Les stades embryonnaires sont les plus sensibles aux xénobiotiques. Bien que la toxicité chimique dépende de la salinité, il n’existe aucune méthode pour tester la dépendance de la salinité de la toxicité pour les organismes aquatiques. Nous décrivons ici une nouvelle méthode à haut débit pour déterminer la dépendance de la salinité de la toxicité pour les embryons aquatiques.

Salinity dépendant Essai de toxicité de l&#39;argent nanocolloïdes Utilisation de Medaka Eggs

Perturbateurs endocriniens (EDC) posent un risque important pour l'environnement aquatique. Les usines municipales de traitement des eaux usées sont les principaux contributeurs à la puissance œstrogénique des eaux de surface. La méthodologie fournie dans le présent document permet une évaluation de l'efficacité et de la pertinence des processus de traitement des eaux usées par rapport à l'élimination EDC.

Utilisation d&#39;une batterie de produits chimiques et écotoxicologiques Méthodes pour l&#39;évaluation de l&#39;efficacité des processus de traitement des eaux usées pour supprimer œstrogénique Potency

Ce travail décrit un nouveau protocole pour évaluer l'écotoxicité des polluants, y compris les contaminants émergents tels que les nanomatériaux, en utilisant la bactérie marine Vibrio anguillarum . Cette méthode permet de déterminer la LC 50 , ou la mortalité, la concentration qui entraîne une diminution de 50% de la culture bactérienne, après une exposition de 6 h.

Méthode écotoxicologique avec des bactéries marines<em&gt; Vibrio anguillarum</em&gt; Évaluer la toxicité aiguë des contaminants environnementaux

Dans cet ouvrage, les auteurs décrivent un bioessai aiguë, chronique et multigénérationnelle pour étudier les effets des stresseurs simples et combinés sur le cyprinodonte Turquoise Nothobranchius furzeri. Ce protocole vise à étudier les caractéristiques démographiques (mortalité, croissance, fécondité, poids) et maximum thermique critique.

Protocole pour la toxicité aiguë et chronique écotoxicité Testing de la Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

Un périphérique intermédiaire selon la méthode de la biodéposition pour quantifier le comportement de la filtration et alimentation des mollusques bivalves a été modifié à bord des navires. Un tableau bidimensionnel cardan construit autour de l’appareil isole l’appareil entre le mouvement du bateau, ce qui permet la quantification précise de variables de filtration bivalves au sites d’aquaculture de mollusques au large.

Conception et utilisation d’un appareil pour quantifier la Suspension Bivalve alimentation en mer

La conservation des moules d'eau douce dépend de la surveillance des modèles et des processus de reproduction des espèces. Cette étude normalise un protocole non létal pour l'échantillonnage du contenu des branchies, caractérisant le développement larvaire et fournissant un référentiel numérique pour les données recueillies. Ce paquet de base de données de protocolesera un outil important pour les chercheurs de moules dans le rétablissement des espèces menacées.

Normalisation d'une méthode non létale pour caractériser l'état reproducteur et le développement larvaire des moules d'eau douce (Bivalvia: Unionida)

Les analyses d’ADN environnemental nécessitent une conception, des tests, une optimisation et une validation rigoureux avant que la collecte de données sur le terrain puisse commencer. Ici, nous présentons un protocole pour emmener les utilisateurs à travers chaque étape de la conception d’une espèce spécifique, basée sur la sonde qPCR analyse pour la détection et la quantification d’un ADN d’espèces cibles à partir d’échantillons environnementaux.

Développement et essais d’analyses quantitatives pcr spécifiques aux espèces pour les applications de l’ADN environnemental

L’article propose une nouvelle méthode in vitro pour l’évaluation rapide et sensible de la toxicité et de l’écotoxicité des polluants, basée sur la motilité des hémocytes de Mytilus galloprovincialis . La méthode vise à contribuer au développement d’essais d’exposition toxicologiques et écotoxicologiques plus éthiques et plus sensibles.

Un essai toxicologique et écotoxicologique basé sur la motilité des hémocytes de la moule (Mytilus galloprovincialis)

La méthode EPA 1615 utilise un filtre électropositif pour concentrer les entérovirus et les norovirus dans l’environnement et les eaux potables. Ce manuscrit décrit la procédure de collecte d’échantillons pour les analyses de la méthode 1615.

Méthode EPA 1615. Mesure de entérovirus et Norovirus présence dans l&#39;eau par Culture et RT-qPCR. I. Prélèvement des échantillons de virus

Nous présentons ici une procédure pour mesurer le nombre total de virus cultivables à l’aide de la lignée cellulaire rénale du singe vert de buffle. La procédure fournit un outil normalisé pour mesurer la présence de virus infectieux dans l’environnement et les eaux potables.

Méthode EPA 1615. Mesure des entérovirus et Norovirus Présence dans l&#39;eau par la culture et de RT-qPCR. II. Total des cultivable Virus Assay

Découvrez les méthodes d'exposition in situ pour évaluer l'adéquation des habitats fluviaux pour les jeunes moules perlières d'eau douce. Ces techniques mesurent la croissance et la survie dans des conditions hyporhéiques naturelles.

Bioindication de vérification des flux environnement qualités pour jeunes d’eau douce perles de moules à l’aide de méthodes In Situ de l’exposition (Vidéo) | JoVE Journal

Bioindication de vérification des flux environnement qualités pour jeunes d’eau douce perles de moules à l’aide de méthodes In Situ de l’exposition

Explorer plus de vidéos