Name: Murine salivaire évaluation fonctionnelle par l’intermédiaire de Pilocarpine Stimulation suit fractionnés rayonnement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-04T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Apprenez à évaluer la fonction salivaire murine par stimulation à la pilocarpine. Cette méthode modulaire inclut trachéotomie, collecte de salive et dissection de glandes pour étudier la dysfonctionnement salivaire et tester des interventions potentielles.

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Recherche rapporté dans cette publication a été financée par le National Institute of Dental et recherche Craniofacial (NIDCR) et le National Cancer Institute (NCI) de la National Institutes of Health, sous attribution numéro R56 DE025098 et UG3 DE027695 F30 CA206296. Le contenu est la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement l’opinion officielle de la National Institutes of Health. Ce travail a été également soutenu par la NSF DMR 1206219 et de l’Innovation de l’AIRD en Oral Care Award (2016).
Nous tenons à remercier le Dr Eri Maruyama et Andrew Hollomon pour leur aide avec prélèvement de salive. Nous tenons à remercier Weng Pei-Lun pour son aide avec dissection de la glande. Nous tenons à remercier Matthew Ingalls pour son aide dans la préparation de la figure. Nous tenons à remercier le Dr Elaine Smolock et Emily Wu pour une lecture critique de ce manuscrit.

Toutes les procédures en vivo décrites ci-dessous ont été approuvés par le Comité Université sur les ressources animales de l’Université de Rochester, Rochester. NY.
1. préparation
<ol><li>À l’aide d’une balance analytique, peser 20 mg de pilocarpine. Dissolvez-le dans 2 mL de sérum physiologique stérile dans un tube de microcentrifuge. Remarque : Parce que la pilocarpine est sensible à la lumière et perd l’efficacité au fil du temps, cette solution devrait être préparée le jour de l’injection et abrie de la lumière jusqu'à ce que les administrés.</li>
	<li>À l’aide d’une balance analytique, peser et identifier tous les tubes de prélèvement et capillaires en verre. Le nombre de tubes de prélèvement et capillaires en verre doit correspondre au nombre de souris.</li>
</ol>2. canule de trachéotomie
<ol><li>Peser les souris C57/BL6 en utilisant une balance analytique.</li>
	<li>À l’aide d’une seringue 0,5 mL avec aiguille 29 x ½", anesthésier la souris avec une solution saline stérile injectée par voie intrapéritonéale de xylazine kétamine et 10 mg/kg de 100 mg/kg. Passez à l’étape suivante lorsque la souris ne répond plus aux stimuli (c'est-à-dire l’absence du réflexe retrait pédale), qui se produit généralement dans les 5 à 10 min après l’injection.</li>
	<li>Après l’utilisation de lubrifiant sur un coton-tige, doucement s’appliquent aux yeux et placez la souris dans une position en décubitus dorsal sur la scène. L’animal anesthésié doit être conservé sur la surface chaude. Remarque : Toutes les mesures sont effectuées à température ambiante.</li>
	<li>Fixer le nez, membres et queue sur la scène à l’aide de ruban chirurgical.</li>
	<li>Nettoyer et mouiller la nuque avec un imbibé d’alcool. Remarque : Cela aidera à empêcher l’entrée des incisions ultérieures de fourrure.</li>
	<li>Soulevant la peau ventrale médiane du cou avec une pince, faire une coupe petite et superficielle à l’aide de ciseaux de dissection. Guider les ciseaux dans l’ouverture et ouvrir lentement les lames par voie sous-cutanée pour séparer les tissus avions.</li>
	<li>Garder la peau soulevée, soigneusement coupé à 1 cm en dessous de la bouche.</li>
	<li>Faire deux incisions latérales sur les aspects inférieures et supérieures de la première coupe. À l’aide de pinces, refléter doucement loin la peau pour permettre l’accès aux structures de la tête et du cou.</li>
	<li>En utilisant le microscope à dissection à un grossissement 8 X, visualiser les glandes sous-maxillaires (médiane : Figure 1).</li>
	<li>À l’aide de pinces fines, soulever doucement les glandes pour exposer les quatre muscles sous-hyoïdiens (sangle) recouvrant la trachée. Éviter de déchirer ou de perturber la vascularisation environnante ou conduits excréteurs.</li>
	<li>Si collecte de salive depuis plus d’une souris, répétez les étapes 2.1-2.10 avec chaque souris avant de continuer. Remarque : Cette procédure peut être en toute sécurité effectuée sur jusqu'à 5 souris en même temps.</li>
	<li>Avec des petits ciseaux de dissection, enlever la partie médiale des muscles de la sangle tout en restant aussi près que possible la ligne médiane. Couper seulement autant que nécessaire pour visualiser la trachée et de garder les muscles de la sangle de la route au cours de la procédure. Éviter les entailles des navires voisins parce que s’il y a appauvrissement de volume secondaire à une hémorragie importante, il ne sera pas efficace pour induire la sécrétion pilocarpine.</li>
	<li>Refléter les muscles de la sangle de la trachée.</li>
	<li>Visualiser le larynx, la trachée et la glande thyroïde. Veiller à ce que la trachée est exempte de tout recouvrant les tissus.</li>
	<li>Faire une incision horizontale dans la trachée inférieure/postérieur à la thyroïde à l’aide de petits ciseaux de dissection. S’assurer que les voies respiratoires sont patent et claire du fluide.</li>
</ol>3. prélèvement de salive
<ol><li>Retirer le ruban adhésif près de stade de dissection bouche et angle vers le bas (45°, parotidien) pour aider à l’écoulement de la salive.</li>
	<li>À l’aide d’une seringue 0,5 mL avec aiguille 29 x ½", effectuer une injection intrapéritonéale de pilocarpine de poids 10 µL/g corps pour une dose totale de 100 mg/kg.</li>
	<li>Démarrer un minuteur. Si le dosage de plusieurs souris, réduire les délais en déplaçant rapidement et en ayant un assistant injecter simultanément les autres souris.</li>
	<li>À l’aide de pinces standard, ouvrir la bouche pour l’accès de tube capillaire.</li>
	<li>Une fois qu’on observe un filet de salive dans la bouche, placez l’extrémité proximale du tube capillaire dans le liquide, avec l’extrémité distale, placée dans un tube collecteur placé au-dessous de la platine de dissection (les deux tubes préalablement pesés). Remarque : Chez les souris C57/BL6 femelles 6 à 10 semaines d’âge, salivation brute survient moins de 2 min d’injection de la pilocarpine.</li>
	<li>Si la salive est de construction dans la bouche, mais ne pas coulant à travers le tube, retentez l’étape précédente. S’assurer que le tube n’est pas placé directement contre une surface muqueuse, qui peut faire obstacle à l’entrée.</li>
	<li>Recueillir la salive pour un total de 12 min après stimulation de la pilocarpine. Veiller à ce que la stomie reste claire. Remarque : Une augmentation de volume courant et sécrétions (salivares, urinaires, fécales) sont normale pendant ce temps.</li>
	<li>Si les souris ont déprimé fonction de salive (e.g., en raison de blessures ou d’intervention), transférer le liquide restant de la bouche dans le tube de prélèvement à l’aide d’une micropipette P200. Si la collecte de plusieurs souris, s’assurer que les conseils soient modifiés.</li>
	<li>Enregistrer le poids de salive plus tubes 12 min après l’injection de la pilocarpine.</li>
</ol>4. glande Dissection
<ol><li>Euthanasier souris de CO2 euthanasie (tel que décrit dans les directives de l’AVMA pour l’euthanasie des animaux : édition 2013) suivi par thoracotomie, en prenant soin de préserver les structures de la tête et du cou. Pour cette raison, éviter la dislocation cervicale comme une méthode d’euthanasie.</li>
	<li>Placez la souris dans une position en décubitus dorsal sur la scène. Replacer les glandes dans le site d’origine sur la trachée (Figure 1).</li>
	<li>À l’aide d’un microscope à dissection sous un grossissement 8 X, visualiser les glandes principales : les PG et SMG SLG. Pour distinguer les glandes au cours de la dissection, identifier que le PG est diffuse, couché latéral au SMG et SLG. Remarque : Si le PG de dissection, cela devrait être faite préalablement parce que c’est les plus susceptibles de se déchirer et moins définies.</li>
	<li>Saisir la queue de la PG avec une pince, en tirant les structures sous-jacentes et exercez une légère tension avant de couper la tête de la PG avec ciseaux de dissection.</li>
	<li>Rupture de la capsule entourant le SMGs avec une pincette. Doucement, séparer le SMG gauche et droite.</li>
	<li>Gratuit l’aspect dorsal de la SMG de tissus collés de mycangiums avec une pincette.</li>
	<li>Retirer le SMG le cou par le canal de Wharton tendue de dessin avec une pince et couper le tuyau avec le ciseaux de dissection.</li>
	<li>Doucement le SLG séparer le SMG avec une pincette. Remarque : Le SLG est dans l’aspect supéro de la SMG.</li>
	<li>À l’aide d’une balance analytique, noter le poids de la SMG.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous présentons une méthode plusieurs étapes pour évaluer la fonction des glandes salivaires, qui peut être appliquée à l’étude thérapeutique et lésion de la glande. Notre procédé implique la trachéotomie, prélèvement de salive et dissection de la glande, dont chacun a des applications expérimentales qui peuvent soutenir une étude intégrée de la biologie de la glande salivaire. Par exemple, trachéotomie murine a servi pour la gestion des voies aériennes générales au cours de procédures obstruant la cavité buccale.
<p...

Troubles des glandes salivaires incluent syndrome de dysrégulation ou ayant une déficience de sécrétion conduisant à la surproduction (sialorrhée) ou sous-production (xérostomie et hypoptyalisme) de salive1. Dans les deux cas, il y a un intérêt dans l’amélioration de notre compréhension de la biologie de la glande salivaire vers le but ultime de développement thérapeutique2.
Les glandes salivaires sont des organes très radiosensibles et sont souvent endommagés au cours de la radiothérapie du cancer tête et cou, conduisant à une sécheresse permanente de la bouche (xérostomie)3,4. Contrairement aux autres tissus radiosensibles, cependant, les taux de roulement des glandes salivaires est relativement faible, et le mécanisme de perte sécrétoire est mal compris5,6. Dans ce cadre unique blessure, stratégies de régénération et de la radioprotection tissu exigent une évaluation fonctionnelle salivaire. Expérimentalement, prélèvement de salive murin est un outil particulièrement précieux pour évaluer la réaction de glande à rayonnement et agents thérapeutiques.
Nous présentons ici une méthode pour effectuer et quantifier la sécrétion de salive stimulée à l’aide de la pilocarpine, un puissant agoniste muscarinique7. Pilocarpine stimule le système nerveux pour induire la sécrétion de la glande8,9. Pour compléter ce test convenablement, une trachéotomie est nécessaire pour s’assurer que la souris conserve un brevet airway tout au long de la procédure et de réduire les risques d’étouffement et d’aspiration des sécrétions regroupées dans la cavité buccale10.
Il s’agit d’une procédure de terminale, qui a abouti à la suppression des trois glandes salivaires principales : la glande parotide (PG), la sous-maxillaire (SMG) et la sublinguale (SLG). Pour des études fonctionnelles, poids de la glande sont enregistrées et sont souvent utilisés pour normaliser la salive mesure11,12,13. Ces données sont particulièrement importantes dans les études de rayonnement, dans laquelle une atrophie de la glande est un résultat attendu14,15
Il y a la variabilité dans la littérature en ce qui concerne la sécrétion de salive comment stimulée est effectuée et rapporté16. Par exemple, les doses de pilocarpine dans la littérature portée au moins trois ordres de grandeur17,18,19,20,21,22,23. Nous présentons ici un protocole de pilocarpine optimisée de dose élevée avec l’intention de reproductibilité améliorée dans l’exécution de la méthode, comme fournissant une plate-forme modulaire de techniques (trachéotomie, prélèvement de salive et dissection de la glande) qui peut être adapté comme nécessaires.
En plus de la démonstration de protocole, nous incluons des données fonctionnelles représentatives des flux de salive à 2 semaines après l’irradiation fractionnée (4 doses de 6,85 Gy) dans la région SMG.

<table><tbody><tr><td>Chlorhydrate de pilocarpine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6503</td><td>Pilocarpine</td></tr><tr><td>Student Vannas Ciseaux à ressort</td><td>Outils de sciences fines</td><td>91500-9</td><td>Ciseaux à ressort pour trachéotomie</td></tr><tr><td>Solution saline stérile</td><td>Medline</td><td>RDI30296H</td><td>Saline</td></tr><tr><td>Dumont #7 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11274-20</td><td>Pince</td></tr><tr><td>incurvée Dumont #5 Forceps</td><td>Outils de science fine</td><td>11251-10</td><td>Pince droite</td></tr><tr><td>Pince à motif standard</td><td>Outils de science fine</td><td>11000-12</td><td>Pince émoussée</td></tr><tr><td>Ciseaux fins - Carbure de tungstène</td><td>Outils de science fine</td><td>14568-09</td><td>Ciseaux de dissection</td></tr><tr><td>Microhématocrite Tubes capillaires héparinés</td><td>Fisher Scientific</td><td>22362566</td><td>Tubes capillaires</td></tr><tr><td>Lubrifiant Pommade</td> <td>pour les yeuxRefresh</td><td>N/A</td><td>Refresh Lacri-Lube</td></tr><tr><td>Goat polyclonal anti-Nkcc1</td><td>Santa Cruz Biotech</td><td>SC-21545</td><td>Nkcc1 Anticorps</td></tr><tr><td>DAPI (4',6-Diamidino-2-Phénylindole, Dihydrochloride)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D1306</td><td>DAPI</td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad</td><td>ver6.0</td><td>Statistical Software</td></tr><tr><td>Applicateur à pointe de coton</td><td>Medline</td><td>MDS202000</td><td>Applicateur pour pommade oculaire</td></tr><tr><td>0,5cc Seringue à insuline, 29G x 1/2"</td><td>BD</td><td>7629</td><td>Seringue pour injection intrapéritonéale</td></tr></tbody></table>

murine salivaire évaluation fonctionnelle par l’intermédiaire de pilocarpine stimulation suit fractionnés rayonnement

Murine Salivary Functional Assessment via Pilocarpine Stimulation Following Fractionated Radiation

Hypoptyalisme est fréquemment observé dans la réaction auto-immune du syndrome de Sjögren ou d’après une blessure rayonnement vers les glandes salivaires principales. Dans ces cas, les questions demeurent au sujet de la pathogenèse de la maladie et des interventions efficaces. Une technique optimisée qui permet l’évaluation fonctionnelle des glandes salivaires est inestimable pour l’étude thérapeutique, dysfonction et la biologie des glandes exocrines. Ici, nous présentons une approche étape par étape, lorsque vous exécutez pilocarpine stimule la sécrétion de salive, y compris la trachéotomie et la dissection des trois principales glandes salivaires murines. Nous détaillons également l’anatomie tête et cou murine approprié consultée au cours de ces techniques. Cette approche est évolutive, permettant plusieurs souris être traitées simultanément, améliorant ainsi l’efficacité du flux de travail. Notre objectif est d’améliorer la reproductibilité de ces méthodes, dont chacun contient d’autres applications dans le domaine. En plus de prélèvement de salive, nous discutons des métriques pour quantifier et normaliser la capacité fonctionnelle de ces tissus. Des données représentatives sont incluses à partir des glandes sous-maxillaires avec la fonction des glandes salivaires déprimé 2 semaines après l’irradiation fractionnée (4 doses de 6,85 Gy).

Lors de l’exécution pilocarpine dose élevée, stimulée par le prélèvement de salive, il est important de maintenir les voies respiratoires afin d’éviter l’aspiration ou étouffement des sécrétions de la cavité buccale. Une représentation schématique de la trachéotomie est fournie (Figure 1). Après incision trachéale, la stomie doit rester à l’écart des fluides et les tissus.
Pour améliorer l’action ca...

Nous présentons une approche détaillée pour effectuer le prélèvement de salive, y compris la trachéotomie murin et l’isolement des trois glandes salivaires principales.

Murine salivaire évaluation fonctionnelle par l’intermédiaire de Pilocarpine Stimulation suit fractionnés rayonnement

Hyposalivation is commonly observed in the autoimmune reaction of Sj&#246;gren's syndrome or following radiation injury to the major salivary glands. In ...

L’objectif global de cette procédure est d’évaluer la fonction salivaire murine par stimulation par pilocarpine. Cette méthode peut être appliquée à la fois pour comprendre l’histoire naturelle du dysfonctionnement des glandes salivaires et pour tester l’efficacité de toute intervention potentielle. Notre protocole fournit une plate-forme modulaire de techniques, y compris la trachéotomie murine, le prélèvement de salive et la dissection de la glande.Cliniquement, cette technique a des implications pour les études évaluant soit la sécheresse buccale, soit la surproduction de salive. Et il peut également être appliqué à d’autres procédures intra-orales nécessitant une gestion des voies respiratoires. Les personnes qui apprennent pour la première fois ce protocole peuvent trouver la trachéotomie et la dissection de la glande difficiles.Nous espérons que cette vidéo vous aidera à apprendre la bonne technique d’isolation des glandes, ainsi que l’anatomie pertinente. À l’aide d’une balance analytique, pesez 20 milligrammes de pilocarpine, puis dissolvez-la dans 2 millilitres de solution saline stérile. Les solutions de pilocarpine doivent être fraîches le jour de leur utilisation.Ensuite, pesez tous les récipients de collecte pour la procédure et pesez la souris pour la doser avec précision. Utilisez la souche C57 black 6. Après avoir anesthésié la souris et confirmé l’anesthésie par le pincement de l’orteil, appliquez la pommade ophtalmique à l’aide d’un applicateur à bout de coton et positionnez la souris en décubitus dorsal.Ensuite, fixez ses membres, son nez et sa queue avec du ruban chirurgical. Ensuite, nettoyez et mouillez le cou à l’aide d’une lingette imbibée d’alcool. Maintenant, utilisez une pince pour pincer la ligne médiane du cou ventrale et, avec des ciseaux, faites une petite coupe superficielle.Ensuite, guidez les ciseaux dans l’ouverture et ouvrez lentement les lames sous-cutanées pour séparer les plans tissulaires. Tout en gardant la peau surélevée, faites soigneusement une autre incision à un centimètre sous la bouche. Ensuite, faites deux incisions latérales, inférieure et supérieure à la première coupe.Maintenant, à l’aide d’une pince, séparez doucement la peau pour accéder à l’anatomie de la tête et du cou. Procéder à l’aide d’un microscope de dissection à un grossissement de huit fois. À l’aide d’une pince fine, soulevez doucement la glande sous-maxillaire pour exposer les quatre muscles infrahyoïdes recouvrant la trachée.Évitez de déchirer ou de perturber le système vasculaire ou les canaux excréteurs environnants. Si vous recueillez la salive de plus d’une souris, préparez toutes les souris à ce stade avant de continuer. Une personne peut gérer jusqu’à cinq souris simultanément.Maintenant, pour continuer la chirurgie, utilisez de petits ciseaux de dissection pour retirer la partie médiale des muscles de la sangle tout en restant près de la ligne médiane. Retirez juste assez de muscle pour visualiser la trachée et empêcher les muscles d’interférer avec la procédure. Lors de la dissection des muscles de la sangle, il est particulièrement important d’éviter d’entailler les vaisseaux voisins.Une entaille peut entraîner une déplétion volémique secondaire à une hémorragie, et ainsi rendre la pilocarpine inefficace pour l’induction de la sécrétion salivaire. Pour continuer, réfléchissez les muscles de la sangle loin de la trachée pour visualiser le larynx, la trachée et la glande thyroïde. Assurez-vous que la trachée est exempte de tissu sus-jacent.Enfin, faites une incision horizontale dans la trachée, inférieure à la thyroïde, à l’aide de petits ciseaux de dissection, et non d’un scalpel. Assurez-vous que ces voies respiratoires sont perméables et exemptes de liquide. Pour le prélèvement de salive, retirez d’abord le ruban adhésif près de la bouche, puis inclinez la scène de dissection à 45 degrés pour diriger le flux de salive vers le crâne.Ensuite, utilisez une seringue de 0,5 millilitre avec une aiguille d’un demi-pouce de calibre 29 pour administrer une injection intrapéritonéale de pilocarpine. Ensuite, démarrez une minuterie. Si plusieurs souris sont injectées, travaillez rapidement avec l’aide d’un assistant.Ensuite, utilisez une pince standard pour ouvrir la bouche et mettre un tube capillaire en position. Une perle de salive devrait se former en quelques minutes. Placez une extrémité du tube capillaire dans la salive et placez l’autre extrémité dans un tube collecteur positionné sous l’étape de dissection.Au besoin, repositionnez le tube pour aspirer la salive. Évitez d’entrer en contact avec les muqueuses, car le mucus pourrait obstruer l’entrée. Prélever la salive pendant 12 minutes à partir du moment de l’injection.La stomie doit rester dégagée tout au long de la stomie. Si la fonction salivaire de la souris est déprimée, transférez le liquide de sa bouche vers le tube de prélèvement à l’aide d’une micropipette P200. Utilisez toujours un tube ou une pointe différente pour chaque souris.Après avoir terminé toutes les collectes, pesez à nouveau les récipients de collecte. Après avoir euthanasié la souris par asphyxie au dioxyde de carbone, faites une thoracotomie soigneuse et placez la souris en décubitus dorsal sur la platine du microscope de dissection. Ensuite, repositionnez les glandes au site chirurgical d’origine.Sous un grossissement de huit fois, visualisez les glandes principales, le PG, le SMG et le SLG. Le PG est diffus et est positionné latéralement au SMG et au SLG. Disséquez d’abord le PG.Saisissez la queue du PG à l’aide d’une pince, en l’éloignant des structures sous-jacentes. Construisez jusqu’à une tension douce, puis coupez la tête du PG avec des ciseaux de dissection. Ensuite, percez la capsule entourant les pistolets-mitrailleurs avec des pinces.Ensuite, séparez doucement le pistolet-mitrailleur gauche et droit. Ensuite, libérez la face dorsale du SMG du tissu non glandulaire environnant. Pour retirer le SMG, serrez le conduit de Wharton avec une pince et coupez le conduit avec des ciseaux de dissection.Le SLG est dans l’aspect supérolatéral du SMG. Pour séparer les deux glandes, saisissez chacune d’elles avec des pinces distinctes et positionnez une dent dans le plan tissulaire entre les glandes. Ensuite, augmentez lentement la tension et les deux glandes se sépareront progressivement.Après avoir isolé le tissu glandulaire, pesez à nouveau immédiatement les vaisseaux collecteurs. Comme contrôle positif pour l’analyse, des SMG de souris ont été irradiés et comparés à des témoins. Deux semaines après quatre fractions de radiation à 6,85 gris, la fonction salivaire a considérablement diminué.La sécrétion totale de salive et la sécrétion normalisée au poids humide de la glande ont montré que la capacité fonctionnelle salivaire était réduite, démontrant la sensibilité du test. Ensuite, les pistolets-mitrailleurs ont été disséqués. Ils pouvaient être réparés, sectionnés et teints.La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine a été utilisée pour comparer l’architecture grossière avec ou sans stimulation par pilocarpine. De plus, les tissus ont été immunomarqués pour un transporteur membranaire de chlorure de sodium-potassium, NKCC1. Dans les deux colorations, les tissus présentaient une morphologie cellulaire similaire, indépendamment de la stimulation par la pilocarpine.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’évaluer la fonction salivaire murine par stimulation pilocarpine. Une fois maîtrisée, cette technique complète peut être réalisée en moins d’une heure. Cette méthode permet aux chercheurs en salive de collecter de la salive entière pour quantifier la fonction des glandes et d’isoler proprement et de manière reproductible les trois principales glandes salivaires.Lors de la tentative de cette procédure, en particulier avec plus d’une souris, il est important d’agir rapidement et de mettre fin à la collecte de salive au bon moment. À la suite de cette procédure, la composition et l’activité enzymatique peuvent être déterminées à partir de la salive entière, tandis que les tissus glandulaires peuvent être traités pour l’histologie ou l’immunomarquage.

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Un protocole pour la canulation de la glande salivaire sous-maxillaire de la souris via le conduit de la Wharton est décrite. Pour cette expérience, la solution de bleu trypan est utilisé comme un teinturier de démontrer comment cette technique délivre effectivement des perfusions dans la glande cible, et de suggérer la fiabilité de cette nouvelle approche comme un potentiel clinique des médicaments / thérapie cellulaire pour la régénération des glandes salivaires.

Canulation de la glande salivaire sous-maxillaire de la souris via le conduit de Wharton

La fonction des neurones de mammifères adultes-né reste une zone active de l'enquête. Rayonnements ionisants inhibe la naissance de nouveaux neurones. Utilisation de la tomographie par ordinateur guidée irradiation focale (CFIR), le ciblage anatomique tridimensionnelle des populations spécifiques progénitrices neurales peut maintenant être utilisée pour évaluer le rôle fonctionnel de la neurogenèse adulte.

Interrogation fonctionnelle des adultes hypothalamique neurogenèse avec Focal radiologique inhibition

Hypofonction des glandes salivaires, un effet indésirable majeur de la radiothérapie de la tête et du cou, diminue la qualité de vie d’un patient. La démonstration de l’efficacité de nouvelles thérapies dans des modèles animaux est une condition préalable à la transition clinique. Ce protocole décrit l’administration rétroductale et l’irradiation locale des glandes sous-mandibulaires du rat.

Retroductal Submandibulaire Gland instillation et Localized Fractionnée Irradiation dans un modèle de rat de salivaire Hyposécrétion

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Hypofonction de la glande salivaire est une conséquence fréquente du traitement de la maladie et le rayonnement auto-immune. L’évaluation reproductible de fonction des glandes salivaires chez les modèles murins de ces maladies est un défi technique. Ici, on décrit une méthode simple pour la mesure précise et reproductible de la production de salive chez les souris.

Une méthode pour la mesure de la fonction des glandes salivaires chez les souris

Locaux de médicaments vers les glandes sous-maxillaires est intéressant en biologie de glande salivaire de compréhension et pour le développement de nouvelles thérapeutiques. Nous présentons un protocole d’injection retroductal mise à jour et détaillées, destiné à améliorer la précision de livraison et de la reproductibilité expérimentale. L’application présentée ici est la livraison de nanoparticules polymériques.

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L’imagerie par immunofluorescence est limitée par la capacité d’observer des processus biologiques complexes et dépendants du temps en un seul instantané dans le temps. Cette étude décrit une approche d’imagerie en direct menée sur des coupes de glandes sous-maxillaires de souris découpées avec précision. Cette approche permet d’observer en temps réel les interactions cellule-cellule au cours de l’homéostasie et des processus de régénération et de réparation.

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Apprenez à évaluer la fonction salivaire murine par stimulation à la pilocarpine. Cette méthode modulaire inclut trachéotomie, collecte de salive et dissection de glandes pour étudier la dysfonctionnement salivaire et tester des interventions potentielles.

Murine salivaire évaluation fonctionnelle par l’intermédiaire de Pilocarpine Stimulation suit fractionnés rayonnement

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