Name: Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Découvrez l'enregistrement et la modulation de l'activité épileptiforme induite par 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeur utilisant des réseaux de microélectrodes. Cette méthode optimise les protocoles de stimulation pour le traitement de l'épilepsie.

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’épilepsie est une affection progressive mortelle provoquant l’activité incontrôlée du cerveau1; elle porte entre le fardeau le plus élevé de la maladie et la stigmatisation sociale importante2,3. TLE est le syndrome plus fréquent (40 %) et le plus fréquemment (~ 30 %) résistant aux médicaments antiépileptiques4. Alors que l’ablation chirurgicale du tissu épileptogène peut améliorer l’état du patient, il n’est pas possible chez tous les patients et ne peut garantir une vie totalement libérée de la saisie de5. Modulation des épileptiques réseaux limbiques par DBS électrique est une approche prometteuse lors de traitement pharmacologique ou neurochirurgie ne conviennent pas.
Coupes de cerveau de rongeurs constituent un outil précieux pour étudier comment neuronale fonction de réseaux en santé et la maladie6 au moyen de in vitro techniques d’électrophysiologie, qu’ils conservent, au moins en partie, l’architecture originale et la connectivité du cerveau région (s) d’intérêt (ROI). En particulier, horizontal combiné hippocampe-entorhinal cortex (hippocampe-EC) tranches comprennent les réseaux de neurones essentiels impliqués dans le TLE et sont donc systématiquement employées dans in vitro TLE recherche7.
Saisie-comme l’activité peut être aiguë induite dans des tranches de cerveau en changeant la composition ionique du fluide céphalo-rachidien artificiel (ACSF), tels que la baisse de magnésium tout en augmentant le potassium8,9,10, ou Grâce à des manipulations pharmacologiques, comme le blocage de l’activité GABAergique inhibitrice (voir11 pour un examen complet). Cependant, ces modèles sont basés sur l’altération déséquilibrée de l’excitation et l’inhibition ; ainsi, ils ne permettent pas étudier l’interaction et la contribution concertée des réseaux excitatrices et inhibitrices d’ictogenèse. Perfusion continue des tranches de cerveau avec la drogue convulsivante 4AP améliore la neurotransmission excitatrice et inhibitrice, ce qui permet d’étudier l’ictogenèse aiguë tout en gardant l’activité synaptique globalement intacte12.
AME permettre d’enregistrer l’activité électrique générée par réseaux de neurones d’un plus grand nombre de points d’observation par rapport aux classiques domaine extracellulaire de l’enregistrement potentiel, où les restrictions spatiales limitent le nombre d’électrodes qui peuvent être logés sur la surface de tranches de cerveau. En outre, MEA puces offrent l’avantage de la distance inter électrode connue, qui est très utile à la propagation de trace et évaluer la vitesse de déplacement des signaux enregistrés. Bien qu’initialement conçu pour l’enregistrement de neurones en culture13,14, Ame servent également à caractériser les caractéristiques électrophysiologiques des tranches de cerveau aiguë provenant de rongeurs15 et les humains16. Ainsi, dans le cadre de la recherche sur l’épilepsie, Ame représente un outil précieux pour identifier les interactions des réseaux de neurones au cœur du ictogenèse16,17,18.
Cependant, enregistrement de MEA porte intrinsèquement des difficultés techniques à obtenir ou à maintenir un modèle épileptiforme stable tout au long des protocoles expérimentaux long (plusieurs heures). Tout d’abord, oxygénation des tissus ne peut pas suffire au sein de la grande et ronde submergé de type enregistrement chambre19,20 typique des AME disponible dans le commerce, alors que le mauvais rapport signal-bruit et l’instabilité de la température pouvant affecter la qualité de l’enregistrement lorsqu’un taux de perfusion élevé (6 à 10 mL/min) est utilisée pour améliorer l’apport d’oxygène à la tranche de cerveau (voir, par exemple, les notes techniques, le chauffage et la perfusion équipement21). Deuxièmement, récurrentes des rejets comportant des composants haute fréquence, tels que les décharges épileptiformes, on observe guère lors de l’utilisation immergée de type enregistrement chambres19; C’est particulièrement le cas lorsque le modèle épileptiforme aiguë est induit chimiquement et implique des mécanismes ephaptic, comme c’est le cas pour la 4AP modèle22 (voir11 pour une vue d’ensemble). Pour surmonter ces limites, plusieurs stratégies ont été proposées par les chercheurs. Par exemple, augmenter le taux de perfusion19,20 tout en réduisant l’épaisseur de tranche de cerveau (≤300 µM) et de la zone17,,18 est des facteurs essentiels à la réalisation de l’alimentation en oxygène suffisant au tissu. En outre, cerveau amélioré la viabilité tranche également être possible en utilisant ame perforé (pMEAs), qui permettent perfusant le tissu de cerveau entre les deux côtés18.
Considérant que les approches décrites ont considérablement amélioré la possibilité d’enregistrement de la MEA de tranches de cerveau, ils n'ont pas été testés contre prolongée (plusieurs heures) des séances de stimulation électrique et d’enregistrement, ce dernier représentant une importante stress pour le tissu cérébral. Sessions d’enregistrement prolongée peuvent être nécessaire pour étudier l’évolution dans le temps des caractéristiques des modèles épileptiforme qui ne serait pas possibles de démasquer par des mesures à court terme. Dans le cadre de la recherche DBS, il faudra des protocoles expérimentaux prolongées pour évaluer et comparer les effets de plusieurs paradigmes de stimulation dans la même tranche de cerveau.
Lorsque seule l’activité électrique spontanée doit être enregistré, cartographie des électrodes en ce qui concerne le retour sur investissement se fait généralement a posteriori, c'est-à-direau cours de l’analyse des données ; au lieu de cela, l’étude des réponses évoquées ou des paradigmes de neuromodulation électrique nécessite que stimulation livrés à des ROI(s) spécifiques, dicter la nécessité de la cartographie d’électrode direct simple et rapide pendant l’expérience.
Ici, nous illustrons un simple protocole expérimental qui permet pour l’induction et le maintien d’un modèle stable épileptiforme induite par la 4AP dans des tranches de cerveau de rongeurs adultes. L’activité observée reproduit fidèlement les caractéristiques électrophysiologiques de ce modèle caractérisée en utilisant des techniques d’électrophysiologie extracellulaire classiques. Il persiste pendant plusieurs heures et survit à une stimulation électrique soutenue pour les époques prolongées répétées. Les chambres utilisées pour entretenir et incuber les tranches de cerveau peuvent être facilement assemblés à l’aide de fournitures de laboratoire standard (Figure 1 a), alors qu’une chambre d’enregistrement personnalisé permettant des taux de change de solution optimale et à flux laminaire (Figure 1 b) peut provenir de sources commerciales ou à l’aide de la technologie d’impression 3D à un prix abordable. Cartographie rapide de la ROI(s) pour la surveillance en temps réel et pour le choix des électrodes de stimulation est rendue possible par une interface utilisateur conviviale personnalisée, nommée mapMEA, disponible gratuitement sur demande.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57548/57548fig1.jpg"> Figure 1 : équipement personnalisé utilisé pour ce protocole. (A) la tenue chambers pour la restauration, préchauffage et pré-incubation dans 4AP sont assemblés à l’aide d’un gobelet et une boîte de Pétri. La boîte de Pétri devrait être plus petit diamètre que le disjoncteur et est maintenu en place au moyen d’un piston de la seringue. Le bas de la boîte de Pétri est remplacé par une maille en nylon (à partir de douces bas) collée à la cyano sur le rebord de la boîte de Pétri. L’oxygène est assurée par une aiguille de la colonne vertébrale tordue (22 G), insérée entre les murs de la boîte de Pétri et le bécher. Bulles devraient se dégager du côté du bécher et jamais portée les mailles de nylon afin d’éviter le déplacement de tranches de cerveau. La partie supérieure d’une boîte de Pétri peut servir comme un couvercle pour éviter l’évaporation de l’ACSF et maintenir la saturation en oxygène. (B) enregistrement personnalisé chambre. dans : réservoir d’entrée pour accueillir la canule de chauffage et de l’électrode de référence. out : réservoir de prise pour accueillir l’aiguille d’aspiration. chambre de Rec : enregistrement. Pipette Pasteur de verre (C), courbé par le feu-polissage, utilisée pour traiter le tissu et ajuster sa position au sein de la chambre d’enregistrement. Ancre de fixation (D) Custom tranche. Le montage Final (E) de la chambre d’enregistrement monté sur la puce de la MEA. Une tranche de cerveau repose sur la partie inférieure, maintenue en place par l’ancre. La flèche rouge indique le tube PTFE couvrant la canule de chauffage, tandis que le cercle rouge indique l’électrode de référence, une boulette de KCl saturée submergée par le FSCA dans le réservoir d’aspiration. La flèche bleue indique l’aiguille d’aspiration dans le réservoir de sortie. <a href="/files/ftp_upload/57548/57548fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>Poly-D-lysine&nbsp ;</td><td>Sigma-Adrich</td><td>P7886</td><td>Nécessaire pour le revêtement MEA</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Adrich</td><td>S9888</td><td>Chimique</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Adrich</td><td>P9541</td><td>Chimique</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Adrich</td><td>795488</td><td>Chimique</td></tr><tr><td>CaCl2*2 H2O</td><td>Sigma-Adrich</td><td>C3306</td><td>Produits chimiques</td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma-Adrich</td><td>RDD016</td><td>Produits chimiques</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Adrich</td><td>S5761</td><td>Produits chimiques</td></tr><tr><td>MgCl2*6 H2O</td><td>Sigma-Adrich</td><td>M2670</td><td>Produits chimiques</td></tr><tr><td>MgSO4*6 H2O</td><td>Sigma-Adrich</td><td>M5921</td><td>Produits chimiques</td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Sigma-Adrich</td><td>RDD023</td><td></td></tr><tr><td>Acide pyruvique chimique, 98 %&nbsp ;</td><td>Sigma-Adrich</td><td>107360</td><td>Chimique</td></tr><tr><td>4-aminopyridine</td><td>Sigma-Adrich</td><td>A78403</td><td>Médicament convulsivant</td></tr><tr><td>STG-2004</td><td>Système multicanal</td><td>STG4004-1.6mA</td><td>Générateur de stimulus à 4 canaux avec tension (&plusmn ; 8 V) et la sortie de courant (&plusmn ; 1,6 mA)</td></tr><tr><td>MEA1060</td><td>Système multicanal</td><td>N/A</td><td>Amplificateur MEA</td></tr><tr><td>planaire MEA</td><td>Système multicanal</td><td>60MEA500/30iR-Ti sans anneau</td><td>Doit être sans anneau pour permettre l’utilisation de la chambre d’enregistrement personnalisée</td></tr><tr><td>Système multicanal McRack</td><td>Logiciel d’enregistrement</td>du système <td>multicanal</td><td></td></tr><tr><td>McStimulus II</td> Logiciel <td></td><td>de contrôle STG4004 système</td><td>multicanal</td></tr><tr><td>TC02</td><td>Système multicanaux</td><td>TC02</td><td>Thermostat 2 canaux</td></tr><tr><td>PH01</td><td>Système multicanaux</td><td>PH01</td><td>Canule de perfusion chauffante</td></tr><tr><td>MPH&nbsp ;</td><td>Système multicanal</td><td>MPH&nbsp ;</td><td>Support magnétique pour PH01 et aiguille d’aspiration</td></tr><tr><td>Elastostil E43</td><td>Wacker</td><td>E43</td><td>Mastic élastomère utilisé pour monter la chambre d’enregistrement sur mesure sur la</td></tr><tr><td>MEA Chambre personnalisée MEA</td><td>Instrument de crise</td> Chambre <td>SKE-chambre d’enregistrement sur</td><td>mesure Chambre d’enregistrement</td>sur mesure</tr><tr><td>Ag/AgCl électrode, granulés, 1,0 mm&nbsp ;</td><td>Crisel Instrument</td><td>64-1309</td><td>Électrode de référence pour la chambre d’enregistrement personnalisée</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Sigma-Adrich</td><td>Z273287-1EA</td><td>Nettoyeur enzymatique</td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>The Mathworks</td><td></td><td>Environnement de programmation pour le démappage d’électrodes</td></tr><tr><td>VT1000S</td><td>Leica Biosystems</td><td>VT1000S</td><td>Vibratome</td></tr><tr><td></td><td>Warner Instruments</td><td>64-1309</td><td>Électrode Ag-AgCl Pellet 1,0 mm (E205). Électrode de référence.</td></tr></tbody></table>

enregistrement et modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Épilepsie du lobe temporal (TLE) est le plus commun partiel syndrome épileptique complex et la moins sensible aux médicaments. Stimulation cérébrale profonde (SCP) est une approche prometteuse lors de traitement pharmacologique échoue ou la neurochirurgie n’est pas recommandé. Tranches de cerveau aiguë associées aux baies de la microélectrode (AME) représentent un outil précieux pour étudier les interactions de réseau neuronal et leur modulation par stimulation électrique. Par rapport aux techniques conventionnelles d’enregistrement extracellulaire, elles offrent l’avantage supplémentaire d’un plus grand nombre de points d’observation et une distance inter électrode connue permettant d’étudier le trajet de propagation et vitesse d’électrophysiologiques les signaux. Cependant, oxygénation des tissus peut être grandement altérée au cours de la MEA, enregistrement, nécessitant un taux de perfusion élevé, ce qui se fait au prix d’une diminution de ratio signal-bruit et oscillations plus élevées de la température expérimentale. Stimulation électrique encore souligne le tissu cérébral, rendant difficile de poursuivre des époques d’enregistrement/stimulation prolongée. En outre, modulation électrique de l’activité cérébrale tranche doit cibler les ouvrages d’art/voies spécifiques au sein de la tranche de cerveau, exigeant que la cartographie électrode être facilement et rapidement jouée en direct pendant l’expérience. Ici, nous illustrons comment effectuer la modulation électrique et d’enregistrement de la 4-aminopyridine (4AP)-induite par l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeurs à l’aide d’ame plane. Nous montrons que le tissu cérébral provenant de souris surpasse le tissu de cerveau de rat et ce qui est mieux adapté aux expériences MEA. Ce protocole garantit la génération et l’entretien d’un modèle stable épileptiforme qui fidèlement reproduit les caractéristiques électrophysiologiques observées avec enregistrement potentiel champ conventionnel, persiste pendant plusieurs heures et survit soutenue stimulation électrique pour les époques prolongées. Viabilité des tissus tout au long de l’expérience est réalisée grâce à l’utilisation d’une chambre d’enregistrement personnalisé petit volume permettant des taux de perfusion à flux laminaire et l’échange de solution rapide même à faible (1 mL/min). La cartographie MEA rapide pour surveiller en temps réel et le choix des électrodes de stimulation est réalisée grâce à une interface utilisateur graphique personnalisée (GUI).

Nous illustrons comment effectuer une modulation électrique et d’enregistrement de l’activité épileptiforme induite par la 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeurs à l’aide de matrices de microélectrodes. Une chambre d’enregistrement personnalisé maintient le tissu viabilité tout au long des sessions expérimentales prolongées. Cartographie de l’électrode en direct et sélection des paires stimulants sont effectuées par une interface utilisateur graphique personnalisée.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neuromodulation pour le traitement de l’épilepsie, telles que la zone du cerveau et le protocole de stimulation les mieux adaptés. Le principal avantage de cette technique est que les tranches de cerveau de rongeur représentent un modèle simplifié et réaliste des circuits cérébraux, tandis que les réseaux de microélectrodes permettent d’observer plusieurs points à une distance inter-électrode connue. Pour préparer le MEA, répartissez uniformément le mastic élastomère sur la surface inférieure de la chambre d’enregistrement et assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles.Ensuite, montez la chambre d’enregistrement sur le MEA à l’aide d’une pince à épiler et appliquez une légère pression. Étalez une couche d’étanchéité autour du bord extérieur de la chambre d’enregistrement. Ensuite, placez l’ensemble MEA/chambre dans un environnement fermé et humide, et laissez-le durcir à température ambiante pendant la nuit.Pour préparer le banc d’enregistrement, réglez le bain chaud à 32 degrés Celsius. Ensuite, versez l’ACSF de maintien dans les chambres de maintien et de préchauffage. Faites buliser les solutions avec un mélange de 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone, et retirez les bulles piégées à l’aide d’une pipette Pasteur inversée.Gardez la chambre de maintien à température ambiante et placez la chambre de préchauffage dans le bain chaud. Préparez des coupes horizontales de cerveau de l’hippocampe et du cortex selon les procédures standard et laissez-les récupérer dans la chambre de maintien à température ambiante pendant au moins 60 minutes. Versez 4AP ACSF dans une chambre d’incubation.Ensuite, faites-le bouillonner avec un mélange de 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone, et retirez toutes les bulles piégées à l’aide d’une pipette Pasteur inversée. Ensuite, couvrez la chambre et transférez-la dans le bain chaud. Assurez-vous que les températures de préchauffage ACSF et 4AP ACSF sont de 30 à 32 degrés Celsius.À l’aide d’une pipette Pasteur en verre inversé, transférez une tranche de cerveau dans la chambre de préchauffage et laissez reposer le tissu pendant 25 à 30 minutes. Ensuite, transférez la tranche de cerveau dans la chambre d’incubation 4AP ACSF et laissez-la reposer pendant 60 minutes. Laissez l’ACSF 4AP s’écouler à travers le tube de perfusion dans un bécher jusqu’à ce qu’il n’y ait plus d’air à l’intérieur.Ensuite, arrêtez le flux de solution. Placez la puce MEA sèche à l’intérieur de l’amplificateur MEA et fixez la tête de l’amplificateur. Par la suite, à l’aide d’une pipette Pasteur en plastique, transférez 4AP ACSF dans le réservoir d’entrée et de sortie de la chambre d’enregistrement.Fixez la canule chauffante à un support magnétique et placez sa pointe à l’intérieur de l’orifice d’entrée de la chambre d’enregistrement. Ensuite, fixez le support magnétique à une bande magnétique sur la tête d’amplification MEA. Connectez la tubulure de perfusion à la canule et la canule au thermostat.Ensuite, placez l’aiguille d’aspiration dans le réservoir de sortie. Vérifiez qu’il y a une pression négative en immergeant l’aiguille d’aspiration dans l’ACSF et vérifiez qu’il y a un bruit d’aspiration constant à basse fréquence. Ensuite, réglez le régulateur de débit pour qu’il autorise un débit d’un millilitre par minute et commencez à perfuser.Une fois que l’ACSF 4AP s’écoule à travers la canule, allumez le thermostat. Réglez la canule chauffante à 37 degrés Celsius et la base MEA à 32 degrés Celsius pour atteindre une température de 32 à 34 degrés Celsius à l’intérieur de la chambre d’enregistrement. Ensuite, placez l’électrode de référence externe dans le réservoir d’entrée de la chambre d’enregistrement.Une fois que le niveau 4AP ACSF et la température d’enregistrement sont stabilisés comme vous le souhaitez, tournez les robinets de perfusion et d’aspiration en position d’arrêt pour les arrêter temporairement. Transférez rapidement une tranche de cerveau dans la chambre d’enregistrement MEA à l’aide d’une pipette Pasteur en verre inversé. Ajustez sa position sur la zone d’enregistrement MEA selon vos besoins à l’aide d’une pipette Pasteur polie au feu et recourbée ou d’un petit pinceau doux et compact.Placez l’ancre de maintien sur la tranche de cerveau. Redémarrez la perfusion et l’aspiration en remettant leurs robinets d’arrêt en position marche. Prenez une photo de la tranche de cerveau à l’aide d’une caméra montée sur une platine de microscope inversé.Ensuite, exécutez le script mapMEA sur le logiciel de l’ordinateur pour démarrer l’interface graphique afin de cartographier les électrodes. Cliquez sur le bouton Parcourir pour charger l’image de la tranche de cerveau. Assurez-vous que l’électrode de référence apparaît dans la colonne supérieure de la moitié gauche du MEA.Cliquez ensuite sur le bouton Activer le pointeur. Sélectionnez les électrodes supérieure et inférieure dans la colonne la plus à gauche du réseau pour marquer les coordonnées XY pour le redressement de l’image et le mappage des électrodes. Dans le menu déroulant du type de tranche, sélectionnez Horizontal.Cochez la case Structures par défaut. À l’aide des boutons-poussoirs numérotés situés sous l’image de la tranche de cerveau, sélectionnez les électrodes correspondant au retour sur investissement, puis cliquez sur les boutons-poussoirs correspondants dans le panneau de structure pour les attribuer. Répétez cette étape pour chaque retour sur investissement.Ensuite, appuyez sur le bouton Enregistrer. Le logiciel générera un dossier de résultats contenant un tableau indiquant les électrodes et les zones d’intérêt sélectionnées. Pour l’étude électrophysiologique, allumez l’unité de stimulus au moins 10 minutes avant le protocole de stimulation pour permettre l’auto-étalonnage et la stabilisation.Ensuite, démarrez le logiciel de contrôle du stimulus et vérifiez que le stimulateur et l’amplificateur MEA sont correctement connectés, comme indiqué par une LED verte sur le panneau principal du logiciel de contrôle du stimulus. Configurez la stimulation en configuration bipolaire. Connectez l’unité de stimulus au sol.Ensuite, connectez les paires d’électrodes en contact avec la couche cellulaire pyramidale du subiculum CA1/proximal parmi celles cartographiées avec le script mapMEA. Pour acquérir des données, appuyez sur le bouton de lecture dans le panneau principal du logiciel d’enregistrement. Enregistrer au moins quatre décharges ictales.Ensuite, exécutez un test d’entrée/sortie rapide pour identifier la meilleure intensité de stimulus. Pour ce faire, utilisez le panneau principal pour concevoir une impulsion de courant biphasique positive-négative carrée d’une durée de 100 microsecondes par phase. Dans l’onglet Amplitude d’impulsion, entrez une amplitude d’impulsion initiale de 100 microampères par phase.Réglez l’impulsion de stimulation à 0,2 hertz ou moins en ajoutant un intervalle entre les impulsions de cinq secondes ou plus. Augmentez l’amplitude du stimulus de 50 à 100 microampères à chaque essai jusqu’à ce que la stimulation puisse évoquer de manière fiable des événements de type interictal dans les cortex parahippocampiques. Pour la modulation électrique de l’ictogenèse limbique, programmez l’unité de stimulus pour qu’elle délivre le protocole de stimulation d’intérêt, et utilisez l’amplitude du stimulus identifiée lors du test d’entrée/sortie.Après l’arrêt de la stimulation, vérifiez la récupération du réseau à l’état d’avant le stimulus en enregistrant au moins quatre décharges ictales. Cette figure montre les enregistrements de l’activité ictale induite par 4AP dans le cortex entorhinal et le cortex périrhinal pendant la condition de contrôle, la stimulation périodique à un hertz et pendant la récupération lors du retrait du stimulus. Ce graphique montre la quantification de l’effet de la stimulation périodique à un hertz, ce qui indique une réduction significative du temps total de saisie pendant la stimulation.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en trois à quatre heures si elle est exécutée correctement. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de placer rapidement et correctement la tranche de cerveau sur le MEA. À la suite de cette procédure, d’autres méthodes telles que la manipulation pharmacologique peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires sur la contribution des neurotransmetteurs ou du canal ionique à l’activité épileptiforme et à l’effet de la neuromodulation.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine des neurosciences pour explorer l’interaction des réseaux neuronaux dans la santé et la maladie dans les neurones cultivés ainsi que dans les tranches de cerveau. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’enregistrer et de moduler électriquement l’activité épileptiforme induite par la four-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeur couplées à des AEM.

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Cette vidéo décrit la technique d’enregistrement de l’activité épileptiforme de coupes organotypiques du cortex rhinal et de l’hippocampe ex vivo à l’aide de l’électrophysiologie ou de l’EEG. Cela permet d’étudier la dynamique et la progression de l’épileptogénèse et de dépister des cibles thérapeutiques potentielles pour traiter l’épilepsie.

Technique d’enregistrement basée sur l’électroencéphalographie pour enregistrer l’activité épileptiforme

Ce protocole implique l’utilisation d’un réseau de microélectrodes (MEA) pour enregistrer l’activité électrique dans une tranche de cerveau exposée à un médicament provoquant des crises. La procédure comprend le positionnement de la tranche de cerveau dans une chambre d’enregistrement MEA, l’application d’une stimulation électrique pour induire des crises artificielles et l’analyse des signaux résultants.

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Cette vidéo présente une méthode d’enregistrement EEG à haute résolution dans un modèle d’épilepsie focale chez le rat. Il décrit les étapes de la préparation du rat, de la connexion d'une mini-casquette EEG multicanal au cuir chevelu du rat et de l'enregistrement de l'EEG pour identifier les événements liés aux crises caractéristiques du modèle d'épilepsie.

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Stimulation à courant continu et multi-réseau d&#39;électrodes d&#39;enregistrement de la capture comme activité chez la souris Cerveau Slice Préparation

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Ici, nous décrivons un protocole pour l’utilisation de systèmes complémentaires de réseaux de microélectrodes à haute densité d’oxydes métalliques et de semi-conducteurs (CMOS-HD-MEA) pour enregistrer une activité semblable à celle d’une crise à partir de coupes de cerveau ex vivo .

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Une plate-forme multi-électrodes pour modéliser l’épilepsie à l’aide d’assembloïdes cérébraux dérivés de cellules souches pluripotentes humaines

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Un protocole rentable et peu invasif pour l’enregistrement chronique d’électroencéphalographie multisite chez des souris se déplaçant librement

Découvrez l'enregistrement et la modulation de l'activité épileptiforme induite par 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeur utilisant des réseaux de microélectrodes. Cette méthode optimise les protocoles de stimulation pour le traitement de l'épilepsie.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes (Vidéo) | JoVE Journal

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

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