Name: Germination des téliospores chargée de l’enquête à l’aide de l’analyse Microrespiration et Microdissection (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 50 s
Description: Découvrez l'analyse de la germination des téliospores de champignons charbons par microrespiration et microdissection. Cette méthode permet d'isoler les spores à des stades distincts pour étudier les changements d'expression génique et le contrôle métabolique.

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Nous tenons à remercier le Dr Paul Frost pour utilisation de son microrespirometer et Nicole Wagner et Alex Bell pour l’assistance technique. Ce travail a été financé par une subvention du CRSNG à B.J.S.

1. corn Cob Infection
<ol><li>Zea mays (CV Golden Bantam) de croître jusqu'à ce que les épis sont formés et ont commencé à la soie (environ 60 jours).</li>
	<li>La culture haploïdes compatibles U. maydis souches à l’aide de protocoles standard comme précédemment décrit7.</li>
	<li>Infecter les épis de maïs à l’aide de protocoles standard comme décrit précédemment7.</li>
</ol>2. téliospores récolte
<ol><li>Équipement d’autoclave (entonnoir Büchner, flacons de Büchner, mélangeurs, bouteilles de 250 mL Centrifugeuse, spatules plates et eau) en utilisant une norme sec cycle au moins 30 min de stérilisation à 121 ° C (cycle liquide standard pour l’eau).</li>
	<li>Enlever les épis infectés provenant de plantes (environ 28 à 35 jours après l’infection) à l’aide d’un rasoir et mettre les épis sur un plateau couvert de protecteur de banc.</li>
	<li>Retirer les tumeurs épis avec une lame de rasoir et de recueillir dans un bécher.</li>
	<li>Remplissez une tasse 250 mL de mélangeur laboratoire présentant des tumeurs jusqu'à environ 1/3 plein et ajoutez autoclavés dH2O jusqu'à ce que la Coupe du mélangeur est environ 3/4 plein. Perturber les tumeurs petites pressions sur le mélangeur à faible, jusqu'à ce que homogénéisé.</li>
	<li>Branchez la pompe à vide sur un piège à eau, puis dans une fiole de Büchner de 1 L.</li>
	<li>Insérez le grand entonnoir Büchner dans la fiole et Tapissez le fond de l’entonnoir Büchner avec quatre couches d’étamine.</li>
	<li>Tourner sur la pompe à vide.</li>
	<li>Verser une partie des tumeurs homogénéisés par le biais de l’étamine et gratter avec une spatule.</li>
	<li>Versez quelques dH2O dans l’étamine afin de rincer les téliospores à travers.</li>
	<li>Répétez jusqu'à ce que la dH2O traversant l’étamine est clair.</li>
	<li>Essorez l’étamine contenant le matériel de tumeur homogénéisé dans le filtre pour assurer un recouvrement maximal téliospores.</li>
	<li>Quand le flacon de Büchner 1 L devient proche de plein, vider dans un erlenmeyer de grand et mettez-le de côté.</li>
	<li>Introduire un nouveau morceau de gaze dans le filtre et répétez les étapes (2,7 – 2.12) jusqu'à ce que toutes les tumeurs ont été perturbés et filtrées.</li>
	<li>Versez les téliospores filtrées dans autoclavés 250 mL Centrifugeuse bouteilles et centrifuger à 1 000 x g pendant 5 min et éliminer le surnageant.</li>
	<li>Répétez l’étape 2.14 jusqu'à ce que tous les téliospores filtrées sont granulées par centrifugation.</li>
	<li>Suspendre les granules dans un peu d’eau et transfert pour tubes de centrifugeuse 50 mL.</li>
	<li>Centrifuger les tubes à 1 000 x g pendant 5 min et éliminer le surnageant.</li>
	<li>Suspendre le culot dans environ 50 mL de dH2O, centrifuger les tubes à 1 000 x g pendant 5 min et éliminer le surnageant. Racler doucement la couche grise avec une spatule et déposez-le. Répétez jusqu'à ce qu’il n’est plus une couche grise sur le dessus.</li>
	<li>Sécher les échantillons durant la nuit dans un dessiccateur à vide.</li>
	<li>Stocker des téliospores séchées à 4 ° C jusqu'à l’utilisation.</li>
	<li>
Si vous le souhaitez, traiter les téliospores avec sulfate de cuivre8 avant d’induire à germer. Si non traitée, puis exécutez approfondie analyse microscopique des téliospores pour confirmer l’échantillon représente des téliospores pures et est dépourvue de bactéries ou d’autres contaminations.
	<ol>
<li>Peser environ 50 mg de téleutospores dans un tube de microtubes de 1,5 mL.</li>
		<li>Ajouter environ 1,0 mL de 0,75 % CuSO4 dans le tube de microtubes de 1,5 mL contenant les téliospores. Pipetter haut et bas pour suspendre les téliospores dans la solution de CuSO4 suivie d’agiter l’échantillon pendant 3 h.</li>
		<li>Centrifuger l’échantillon à 2 500 g pendant 5 min et retirer le surnageant. Resuspendre le culot de téliospores avec de l’eau stérile, répétez la centrifugation et éliminer le surnageant.</li>
		<li>Répétez l’étape 2.21.3 deux fois plus.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. téliospores viabilité et Test de Germination
<ol><li>Peser environ 10 mg d’u. maydis téleutospores dans un tube de microtubes de 1,5 mL pour évaluer leur viabilité et le moment de la germination.</li>
	<li>Dans une armoire de biosécurité, préparer les bouillon de dextrose de pomme de terre (APB, 24 g/L) additionné de sulfate de streptomycine (160 µg/mL).</li>
	<li>Suspendre les téliospores 500 µL de PDB. Pipetez doucement pour mélanger et briser tous les agrégats de téleutospores.</li>
	<li>Transférer la suspension téliospores à une autoclave 250 mL fiole Erlenmeyer contenant 10 mL de l’APB.</li>
	<li>Incuber le ballon à 28 ° C, secouant à 90 t/mn pendant 12 à 16 h.</li>
	<li>Dans une armoire de biosécurité, enlever un échantillon de 20 µL des téleutospores amenées à germer et à préparer une lame de microscope.</li>
	<li>
À l’aide d’un microscope, évaluer visuellement les stades de la germination qui sont présents et la présence de contamination bactérienne.
	<ol>
<li>Compter le nombre de téleutospores à étapes I à V à l’aide d’un hémocytomètre et déterminer le pourcentage qui ont germé.</li>
		<li>Serait-ce que l’étape I téliospores sont présents, continuer à incuber le ballon pour un total de 24 h avant d’évaluer la germination des téliospores. Continuer d’incubation pour un maximum de 48 h avant que l’échantillon non viables.</li>
		<li>Si la contamination bactérienne est présente, Supplément de l’APB avec du sulfate de kanamycine (50 µg/mL) ainsi que le sulfate de streptomycine (160 µg/mL) et répétez les étapes 3.1 à 3.7. Si la contamination bactérienne persiste, traiter des téliospores avec du sulfate de cuivre et répétez les étapes 3.1 à 3.7.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. l’induction de la Germination pour la surveillance de la Respiration
<ol><li>Peser la quantité égale (e.g., 50 mg) de téleutospores pour chaque expérience de la respiration.</li>
	<li>Dans une armoire de biosécurité, ajouter téliospores devant une Assemblée de respiration autoclavés.</li>
	<li>Remplir la chambre avec l’APB (24 g/L) additionné de sulfate de streptomycine (160 µg/mL) et du sulfate de kanamycine (50 µg/mL).</li>
	<li>Pipetter en haut et en bas pour créer une suspension téliospores.</li>
	<li>Placer le couvercle de la chambre dans la chambre pour créer joint étanche à l’air.</li>
</ol>5. l’obtention de mesures de vitesses (OCR) de consommation d’oxygène
<ol><li>Placez la chambre dans le panier de la chambre à l’intérieur d’un bain d’eau (chauffé à 28 ° C).</li>
	<li>Placez la sonde de2 O à l’intérieur de l’ouverture de la chambre.</li>
	<li>Surveiller les points de données qui apparaissent en temps réel sur le programme de « Taux de SensorTrace » et laisser la sonde stabiliser (~ 3 min après que la sonde est placée dans la chambre).</li>
	<li>Cliquez sur « Mesure » pour mesurer les concentrations de2 O en continu pendant 6 h avec mesures enregistrées à intervalles de 2 s.</li>
	<li>Arrêter la mesure et répétez les étapes 4.1 – 5,4 pour chaque échantillon à analyser.</li>
	<li>Exporter les données vers Microsoft Excel en cliquant sur « fichier | Export | Enregistrer sous .xls ».</li>
</ol>6. analyse de données
<ol><li>
Calculer les OCR
	<ol>
<li>Dans le fichier Excel exporté sous l’onglet « Within_Rates », enregistrer le « taux » pour chaque mesure de chambre (nmol/h).</li>
		<li>Pour chaque échantillon expérimental, soustraire le « taux » de la chambre vide depuis le « taux » de la chambre de l’échantillon expérimental afin d’obtenir une valeur corrigée de l’OCR et prendre la valeur absolue de ce nombre.</li>
		<li>Calculer le total OCR par mg de téliospores en divisant la valeur corrigée de OCR absolue par le cellulaire masse utilisé.</li>
		<li>Moyenne répliquer les valeurs « OCR par mg de téliospores » pour chaque souche.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analyser les données à l’aide de la méthode statistique appropriée (p. ex.., de student t-test, analyse de variance) à l’aide de Microsoft Excel d’un autre logiciel de statistique.</li>
	<li>Graphique des données brutes, de calculer le pourcentage d’oxygène restant pour chaque point de temps vous souhaitez graphique. Diviser la première lecture par elle-même et multiplier par 100 (100 % d’oxygène restant), puis divisez chaque lecture ultérieure par la première lecture et multiplier par 100 pour obtenir le pourcentage d’oxygène restant dans la chambre.</li>
</ol>7. l’induction de la Germination des téliospores pour isoler les téleutospores à différents stades de la Germination
<ol><li>Préparer le PDB (24 g/L) additionné de sulfate de streptomycine (160 µg/mL) dans une armoire de sécurité biologique.</li>
	<li>Placer environ 10 mg d’u. maydis téleutospores dans un tube de microtubes de 1,5 mL.</li>
	<li>Suspendre les téliospores 500 µL de PDB. Pipetez doucement pour bien mélanger jusqu'à ce qu’il n’y a aucun amas de téleutospores dans le milieu.</li>
	<li>Transférer la suspension téliospores dans un erlenmeyer autoclavés 250 mL contenant APB complétée avec sulfate de streptomycine.</li>
	<li>Incuber le flacon du jour au lendemain à 28 ° C, secouant à 90 tr/min.</li>
</ol>8. préparation de la boîte de Pétri et micromanipulateur
<ol><li>
Préparer un plat de Pétri (57 cm2) par pipetage rangées de gouttelettes microcapillaire PROCEDE de preparation et prélèvement d’échantillons.
	<ol>
<li>Pipetter 5 gouttes de2O dH µL (x 4) dans la partie supérieure de la boîte de Pétri.</li>
		<li>Distribuer 2 µL (x3) de solution de stabilisation RNA sur la boîte de Pétri à utiliser pour la collecte d’échantillons.</li>
		<li>Pipetter 5 gouttes µL (x 30) de germination des téleutospores sur la boîte de Pétri.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ajouter 15 mL d’huile minérale à la boîte de Pétri. S’assurer que toutes les gouttelettes sont recouvertes d’huile avant de procéder.</li>
	<li>Préparer un microcapillaire avec un diamètre intérieur de 15 µm, bride de 1 mm, 55 mm de longueur et un angle de pointe de 20° en le plaçant dans le support microcapillaire et submergeant dans l’huile minérale où l’action capillaire permettra à l’huile minérale entrer le microcapillaire. Relâcher la pression dans le microcapillaire avant de le porter à la goutte d’eau. Aspirez pour préparer le microcapillaire avec de l’eau.</li>
</ol>9. isolement de spécifiques au stade germination des téleutospores
<ol><li>En utilisant les contrôles de la micromanipulateur, placez le microcapillaire disposé sur un des gouttelettes de la germination. Pénétrer la goutte, d’abaisser la microcapillaire et apporter l’embouchure de la microcapillaire jusqu'à un téliospores en germination au stade de la germination d’intérêt.</li>
	<li>Aspirer doucement pour capturer les téliospores en germination. Arrêter d’aspirer une fois la téliospore entré la microcapillaire. Répétez jusqu'à ce qu’il y a environ cinq téliospores dans le microcapillaire.</li>
	<li>Relevez le microcapillaire avec le micromanipulateur et l’amener à la goutte de collection de solution de stabilisation RNA. Pénétrer la gouttelette et injecter les téliospores dans la goutte.</li>
	<li>Répétez les étapes 8.1 à 8.3 jusqu'à environ 1 000 téliospores ont été capturés.</li>
</ol>10. récupération des gouttelettes de Collection
<ol><li>Pipetter vers le haut de la goutte de la collection et la transférer sur le couvercle d’un tube de microtubes de 2,0 mL exempte de RNase/DNase. Retirez soigneusement l’huile minérale avec une pipette sans déranger la gouttelette de collection.</li>
	<li>Utilisez les téliospores pour applications en aval telles que l’isolement du RNA.</li>
</ol>

<ol><li>Saville, B. J., Donaldson, M. E., Doyle, C. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSaville%2C+BJ+%22Meiosis+-+Molecular+Mechanisms+and+Cytogenetic+Diversity%22">Meiosis - Molecular Mechanisms and Cytogenetic Diversity</a>. Swan, A. , InTech. 411-460 (2012).</li>
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</ol>

Les auteurs ont pas concurrentes d’intérêts financiers ou autres conflits d’intérêts de divulguer.

Pathogènes basidiomycète biotrophe causent milliards de dollars en pertes de récoltes par an. La grande majorité de ces agents pathogènes produire des téliospores qui font partie intégrante de la dispersion fongique et reproduction sexuée. Acquérir les connaissances du développement et la germination des téleutospores est essentielle à la compréhension de la propagation des maladies dévastatrices provoquées par ces champignons. Afin d’identifier les changements moléculaires aux points de contrôle clés nous avons mis au p...

Les champignons du charbon (Ustilaginales) se composent de plus de 1600 espèces qui infectent les herbes dont les récoltes de céréale importante de maïs, l’orge et le blé, causant des milliards de dollars en pertes de récoltes par an1. Ces champignons sont caractérisés par la production de téleutospores, ont pigmenté sombrement les parois cellulaires, qui sont les agents de dispersion. Téliospores servent à protéger le matériel génétique au cours du stress de la dispersion entre les plantes hôtes et peuvent persister dans un état dormant pour les années2. Par conséquent, téleutospores sont une composante essentielle de la propagation de la maladie.
Afin d’étudier la biologie téliospores, notre laboratoire utilise le champignon de charbon modèle Ustilago maydis (U. maydis), qui est l’agent causal de la maladie « charbon commun du maïs ». Mature U. maydis téliospores sont caractérisent par l’arrêt de croissance, le métabolisme cellulaire réduit et faible niveau de la respiration cellulaire3. Dans les conditions environnementales favorables (par exemple., la présence de sucres spécifiques), U. maydis téleutospores germent et toutes les basidiospores de la méiose, production qui peuvent initier de nouveaux cycles d’infection. La germination est caractérisée par une augmentation de la respiration, l’activité Retour à métabolique et la progression à travers les stades morphologiques observables de germination4.
La première étape de germination comprend une augmentation de la respiration et de la fonction métabolique, cependant, il n’y a pas d’indications morphologiques du changement. La taille originale du changement respiratoire dans U. maydis ont été effectuées depuis plus de 50 ans, mesurant la consommation d’oxygène manométriquement avec Warburg fiole appareil5. Nous avons développé une méthode simple d’étudier les changements précis dans la respiration durant la germination des téliospores en mesurant la consommation d’oxygène pendant un cours temps de germination à l’aide d’un microrespirometer de type Clark. Nous avons déjà utilisé cette méthode pour étudier les changements de rythme respiratoire entre le type sauvage mutants avec6de mitochondries défectueuses et U. maydis cellules haploïdes et ont adapté le protocole ici pour étudier les changements dans la respiration téliospores durant germination. Ceci fournit un moyen d’identifier avec précision le moment du changement de la respiration pour que nous puissions cibler téliospores le moment venu, après le début de la germination pour étudier les événements moléculaires précoces. La progression de la germination peut être suivie au microscope une fois le promycélium émerge de la téliospore, mais la nature asynchrone a inhibé l’isolement d’assez téleutospores à un stade donné pour enquête. Nous avons développé une technique de microdissection semblable à ceux utilisés pour la fécondation in vitro pour recueillir des téliospores physiquement à des stades morphologiques distincts de la germination.

<table><tbody><tr><td>Sulfate de streptomycine</td><td>BioShop</td><td>STP101</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de kanamycine</td><td>BioShop</td><td>KAN201</td><td></td></tr><tr><td>Bouillon de dextrose de pomme de terre</td><td>BD Difco</td><td>254920</td><td></td></tr><tr><td>1 L Waring Mélangeur de laboratoire</td><td>Waring</td><td>7011S</td><td></td></tr><tr><td>Étamine</td><td>VWR</td><td>470150-438</td><td></td></tr><tr><td>Dessiccateur en polypropylène Nalgene avec robinet d’arrêt</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>5310-0250</td><td></td></tr><tr><td>Unisense MicroRespiration system</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capteur de microrespiration (O2)</td><td>Unisense</td><td>OX10</td><td></td></tr><tr><td>MicroOptode Meter Amplifier</td><td>Unisense</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>MR-Ch Small</td><td>Unisense</td><td>MR-Ch</td><td></td></tr><tr><td>SensorTrace Rate Software</td><td>Unisense</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>MicroRespiration Rack</td><td>Unisense</td><td>MR2-Rack</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur MicroRespiration</td><td>Unisense</td><td>MR2-Co</td><td></td></tr><tr><td>Système de microdissection</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Axio Vert.A1 Microscope à lumière inversée</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Coarse</td><td>Manipulator Narishige</td><td>MMN-1</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur hydraulique à huile à manette suspendu à trois axes</td><td>Narishige</td><td>MMO-202ND</td><td></td></tr><tr><td>Micro-injecteur pneumatique</td><td>Narishige</td><td>IM-11-2</td><td></td></tr><tr><td>TransferTip (ES)</td><td>Eppendorf</td><td>5175107004</td><td></td></tr></tbody></table>

germination des téliospores chargée de l’enquête à l’aide de l’analyse microrespiration et microdissection

Investigating Teliospore Germination Using Microrespiration Analysis and Microdissection

Champignons du charbon sont les agents étiologiques de plusieurs maladies agricoles dévastateurs. Ils sont caractérisés par la production de téleutospores, qui sont des agents de dispersion à parois épaisses. Téliospores peuvent rester dormants pendant des décennies. La dormance est caractérisée par faibles taux métaboliques, suspendu la biosynthèse macromoléculaire et grandement réduit les niveaux de la respiration. À la réception des signaux environnementaux requis, téleutospores germent pour produire des cellules haploïdes, qui peuvent initier de nouveaux cycles d’infection. La germination des téliospores se caractérise par la reprise de biosynthèse macromoléculaire, une augmentation de la respiration et remaniements morphologiques. Afin de mesurer avec précision les changements dans la respiration cellulaire durant les premiers stades de la germination, nous avons développé un protocole simple utilisant un respiromètre Clark-type. Les derniers stades de la germination sont distinguent par des changements morphologiques spécifiques, mais la germination est asynchrone. Nous avons développé une technique de microdissection qui nous permet de recueillir des téliospores aux stades de germination distinctes.

Utilisant la méthode de base microrespirometer Clark-type de mesurer les changements dans la respiration au cours de la germination et la dormance téliospores, nous a confirmé que les dormants téliospores présentent un faible niveau de la respiration (~ 1 075 µmol/h/mg), comparée à germer téliospores (~ 2 614 µmol/h/mg ; Figure 1 a). Il s’agit d’un changement de ~2.4-fold taux moyen de la respiration entre téliospores dormants et téliospores qui ont été indui...

Champignons du charbon causent de nombreuses maladies agricoles dévastateurs. Ils sont dispersés sous forme de téleutospores dormants qui germent en réponse à des stimuli environnementaux. Nous décrivons deux méthodes pour étudier les changements moléculaires au cours de la germination : augmentation de la respiration pour détecter l’activation métabolique de mesure et l’évaluation changeant des événements moléculaires en isolant les téleutospores aux stades morphologiques distincts.

Germination des téliospores chargée de l’enquête à l’aide de l’analyse Microrespiration et Microdissection

Smut fungi are the etiological agents of several devastating agricultural diseases. They are characterized by the production of teliospores, which are ...

L’objectif général des procédures présentées ici est d’identifier les étapes de la germination des spores afin que les niveaux de transcrits géniques puissent être évalués. L’analyse de ces changements permettra d’approfondir les connaissances sur une étape critique de la dispersion de la maladie. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur les transitions au cours de la germination des téliospores qui sont liées à des changements dans les niveaux de transcription des gènes et reflètent ainsi des changements dans le contrôle de l’expression des gènes.Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle identifie les transitions de niveau de respiration qui ne correspondent pas aux commutateurs morphologiques visibles et permet d’isoler physiquement les téliospores à des stades distincts de la germination. Cette technique a des implications pour le contrôle de la dissémination des agents pathogènes, car elle nous permet d’identifier les transitions clés dans la germination des spores, qui, si elles étaient modifiées, pourraient bloquer la propagation de la maladie. Commencez cette procédure par l’infection des épis de maïs, la récolte des téliospores, ainsi que

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Micromanipulation des cellules de levure est nécessaire pour l'analyse génétique méiotique ou pour sélectionner les zygotes diploïdes. Ces micromanipulations sont effectuées en utilisant le micro-aiguille d'un microscope à dissection. La micro-aiguille est utilisée pour déplacer des cellules et est contrôlé par un micromanipulateur qui sont disponibles avec différents degrés d'automatisation.

Dissection de Saccharomyces cerevisiae Asques

GFP-protéines de fusion sont largement utilisés pour visualiser les organites par microscopie confocale. Cependant, le dépistage de mutations qui affectent la morphologie des organites exige généralement mutagenèse individuelle et prend du temps. Ici, nous démontrons une méthode pour intégrer simultanément organite-GFP marqueurs dans près de 5000 gènes non essentiels dans la levure.

Une méthode à haut débit pour étudier la morphologie globalement organite chez S. cerevisiae

La base moléculaire de l'espace des réponses spécifiques phytochrome est étudiée en utilisant des plantes transgéniques qui présentent des tissus et des organes spécifiques déficiences phytochrome. L'isolement des cellules spécifiques présentant induite par la déplétion chromophore phytochrome Fluorescence-Activated tri cellulaire suivie par des analyses microarray est utilisée pour identifier les gènes impliqués dans les réponses phytochrome spatiale spécifique.

Étude des tissus et des organes spécifiques Réponses phytochrome utilisant FACS assistée type cellulaire profilage expression spécifique dans Arabidopsis thaliana</em

Source : Wen, J., Pasman, et. al., Visualisation des germinosomes et de la membrane interne dans les spores de Bacillus subtilis . J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo démontre l’utilisation de la microscopie à éclairage structuré pour acquérir des images de fluorescence tridimensionnelles qui révèlent l’organisation des protéines de germination au sein de la spore bactérienne.

Visualisation des protéines de germination dans la membrane interne de spores bactériennes

Ici, nous décrivons un dosage colorimétrique pour détecter la présence de sucres réducteurs lors de la germination des spores bactériennes.

Détecter Cortex Fragments Pendant bactérienne Spore Germination

Ce protocole illustre les étapes consécutives importantes nécessaires pour évaluer la pertinence de la surveillance des paramètres de vitalité et des processus de réparation de l’ADN dans la relance des spores de Bacillus subtilis après traitement par plasma basse pression par suivi réparation de l’ADN marquées fluorescence protéines par microscopie confocale résolue dans le temps et la microscopie électronique à balayage.

Enquête sur les néfastes effets de basse pression Plasma stérilisation sur la survie de Bacillus subtilis Spores en utilisant Live microscopie des cellules

Les auteurs décrivent une méthode pour étudier la capacité de pointe de plus en plus des cellules végétales, y compris les tubes polliniques, les poils et de la mousse protonéma, à s’allonger à travers des ouvertures très étroites (~ 1 µm) dans un dispositif microfluidique.

Développement de dispositifs microfluidiques pour étudier la capacité d’élongation de la pointe de croissance des cellules végétales dans des espaces très réduits

Nous présentons ici des protocoles pour les novices chercheurs pour lancer phénotypage du genre bactérien important sur le plan pharmacologique Streptomyces.

Évaluation visuelle et microscopique de Streptomyces Mutants du développement

Amas de protéines récepteurs germinant dans « germinosomes » dans la membrane interne de spores de Bacillus subtilis . Les auteurs décrivent un protocole utilisant des protéines de super-résolution microscopie et fluorescentes de journaliste pour visualiser germinosomes. Le protocole précise également domaines de membrane interne de spores qui sont préférentiellement souillées avec le colorant de membrane FM4-64.

Visualisation de Germinosomes et de la Membrane interne dans les Spores de Bacillus subtilis

Ce protocole vise à fournir des procédures détaillées pour la collecte, la fixation et la conservation d’échantillons de plantes mycohétérotrophes, en appliquant différentes techniques de microscopie telles que la microscopie électronique à balayage et à transmission, la microscopie optique, confocale et à fluorescence pour étudier la colonisation fongique dans les tissus et les graines des plantes germées avec des champignons mycorhiziens.

Techniques de microscopie pour interpréter la colonisation fongique dans les tissus végétaux mycohétérotrophes et germination symbiotique des graines

Ce protocole décrit la préparation d’échantillons intacts de la couche de cellules de l’endosperme dans les graines d’Arabidopsis thaliana . La méthode ne nécessite que l’équipement de laboratoire courant, tel qu’une aiguille d’injection et des pinces de précision, et permet l’imagerie fluorescente haute résolution de cellules vivantes de cellules endospermiennes dans les graines en développement et matures.

Préparation de tissu intact pour l’analyse microscopique de la couche de cellules de l’endosperme dans des graines d’Arabidopsis en développement et matures

Découvrez l'analyse de la germination des téliospores de champignons charbons par microrespiration et microdissection. Cette méthode permet d'isoler les spores à des stades distincts pour étudier les changements d'expression génique et le contrôle métabolique.

Germination des téliospores chargée de l’enquête à l’aide de l’analyse Microrespiration et Microdissection

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