Name: Le Test de Infection de plantes : Spray et induite par la plaie de l’Inoculation avec la plante pathogène Magnaporthe Grisea (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-04T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 14 s
Description: Découvrez les techniques d'inoculation par pulvérisation et par blessure pour tester la virulence de Magnaporthe grisea sur le riz et l'orge. Cette méthode permet un criblage rapide et à grande échelle des pathotypes fongiques.

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Ce travail a été soutenu par le projet spécial de la recherche scientifique de l’Université de l’Agriculture de Pékin (YQ201603) et le projet scientifique du Comité éducatif de Pékin (KM201610020005).

1. vaporiser l’Inoculation avec une Suspension de conidies de M. grisea
<ol><li>
Culture fongique pour M.grisea
	<ol>
<li>Préparer le milieu de culture de gruau tomate agar (OTA) pour des souches fongiques.</li>
		<li>Peser de 30 à 50 g de flocons d’avoine, ajouter ceci à 800 mL d’eau distillée (ddH2O) et faites bouillir le mélange pendant 30 min dans la marmite électrique.</li>
		<li>Filtrer le jus d’avoine bouillis dans le bécher dans un morceau de gaze.</li>
		<li>Ajouter 150 mL de jus de tomate et 20 g d’agar au filtrat dans le bécher et ajouter ddH2O à 1 000 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation de matériel expérimental
	<ol>
<li>Faire tremper environ 50 graines du cultivar de riz (Oryza sativa) Lijiangxintuan-heigu (LTH) FD2O 3 d ou tremper environ 50 graines d’orge (Hordeum vulgare cv Golden Promise) FD2O pour environ 1 d.</li>
		<li>Envelopper les graines de riz ou d’orge dans de la gaze humide et elles germent sur papier filtre humide dans environ 30 boîtes de Pétri avec un diamètre de 10 cm x 10 cm à 28 ° C. Le temps de germination de semences de riz est environ 2-3 jours, le temps de germination des semences orge est environ 2 d. L’humidité relative dans la serre est d’environ 70 %.</li>
		<li>Planter les semis du riz ou orge dans des pots à l’aide de terreau stérilisé et l’arrosage et puis recouvrir d’une couche de vermiculite.</li>
		<li>Placez les plantes dans une serre adaptée ou la croissance du cabinet à 25 ° C pour environ 1 ~ 2 semaines.</li>
		<li>Couper 3 couches de papier filtre en rond avec des ciseaux chirurgicaux stériles (chaque cercle devrait avoir un diamètre de 8 cm) et les placer sur des plaques en plastique stérile de 100 mm.</li>
		<li>Ajouter ddH2O à chaque plat à tremper le papier filtre.</li>
		<li>Assurez-vous que le papier filtre est complètement humide mais pas ajouter plus d’eau.</li>
		<li>Enlever tout excédent d’eau avec une pompe à vide.</li>
		<li>Placer 2 cure-dents stériles dans la boîte de Pétri pour soutenir le riz/orge des feuilles ; espace les cure-dents ~ 2-3 cm de distance.</li>
		<li>Recueillir les feuilles du riz 2 semaines après le semis des graines ou prendre les feuilles de l’orge 7D après le semis des graines.</li>
		<li>À l’aide de 4 à 6 feuilles plants de riz et d’orge, couper la partie inférieure de la tige à environ 5 cm du haut et de recueillir les feuilles.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Protocole de l’inoculation de pulvérisation
	<ol>
<li>Culture de la souche fongique sur plaques d’OTA dans une étuve thermostatique (25 ° C) pendant environ 4 jours.</li>
		<li>Ajouter environ 2 mL de ddH2O à l’aide d’une pipette de 5 mL pour chaque plaque âgés de 4 jours - de 0,5.</li>
		<li>Avec une boucle de l’inoculation, racler le mycélium de la souche sauvage de m.grisea et la souche mutante dans les débris de mycélium.</li>
		<li>Recueillir les débris de mycélium et la transférer à une nouvelle plaque d’OTA. Prendre les débris de mycélium et coup sec dans le banc propre.</li>
		<li>Couvrir la plaque avec 3 couches de gaze pour assurer l’humidité nécessaire à la croissance des conidies dans une serre à 25 ° C dans la journée (14 h) et 23 ° C dans la nuit (10 h) pendant 24 à 48 heures.</li>
		<li>Ajouter 2 mL de ddH2O à chaque plat et gratter les conidies doucement avec des tampons de coton stérile suivies d’une filtration par le biais de 2 couches de papier de la lentille. Veillez à ne pas rayer la surface du milieu de culture.</li>
		<li>Transférer la suspension de conidies dans un nouveau tube de 50 mL avec une pipette µL 100-1 000.</li>
		<li>Centrifuger pendant 5 min à un minimum de 5 000 x g à 25 ° C.</li>
		<li>Retirez le surnageant et Resuspendre le culot pour donner 2 x 104 conidies / mL dans un 0.025 % (v/v) de Tween-20 solution. La solution de Tween-20 est généralement environ 10-20 mL.</li>
		<li>Versez la suspension de spores dans un pulvérisateur à main.</li>
		<li>Spay environ 10 mL de la suspension de conidies sur les feuilles de riz de plants de riz âgés de 2 semaines ou d’orge feuilles de plantules d’orge âgés de 7 jours et les incuber à 25 ° C dans une chambre sombre et humide pour ~ 24 h. Spray les plantes de contrôle avec le 0.025 % (v/v) de Tween-20 solution.</li>
		<li>Transférer les feuilles dans une autre chambre humide sous lumière fluorescente à 25 ° C pour une photopériode de 12 h.</li>
		<li>Enregistrer les symptômes de la maladie à 5 jours après l’inoculation. Examiner les lames de riz et d’orge malades de ~ 6 cm de longueur. L’évaluation standard selon le système de notation pour la résistance aux explosions de l’Institut International de recherche riz (IRRI). Les détails du système de notation pour résistance aux explosions figurent au tableau 1.</li>
		<li>Photographier les feuilles afin d’évaluer l’infection des souches testées. L’infection a été évaluée par le nombre de lésions par 3,6 cm2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. blessures Inoculation avec Cubes de mycélium ou gouttelettes de conidies Suspension de m.grisea
<ol><li>À l’aide d’une aiguille anatomique, gratter les trois plaies de long de 2-3 cm dans les nervures principales des feuilles de riz et d’orge détaché ; prendre soin de ne pas pénétrer dans les feuilles.</li>
	<li>Mettre les feuilles grattées sur cure-dents et pulvériser un 0,02 % (v/v) de Tween-20 solution sur les feuilles pour former une couche de gouttelettes.</li>
	<li>Une plaque d’OTA, coupez une fiche mycélienne de 0,5 cm x 0,5 cm pour chaque souche de M. grisea (souches de type sauvage, mutant, complément, ou d’autres souches de test).</li>
	<li>Mettre les bouchons de mycéliums ou 25 gouttes µL de suspension de conidies sur les blessés laisse et incuber les feuilles à 25 ° C dans une chambre humide pendant 3 à 8 jours.</li>
	<li>Examiner les lésions à après l’inoculation de 5-7 d. La méthode d’examen est le même que c’était pour la méthode de l’inoculation de pulvérisation (voir étape 1.3.13).</li>
	<li>Examiner les lames de riz et d’orge malades de ~ 6 cm de longueur et photographier afin d’évaluer l’infection des souches testées. L’infection a été évaluée par le nombre de lésions par 3,6 cm2.</li>
</ol>

<ol><li>Li, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+natural+allele+of+a+transcription+factor+in+rice+confers+broad-spectrum+blast+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A natural allele of a transcription factor in rice confers broad-spectrum blast resistance.</a> Cell. 170 (1), 114-126 (2017).</li>
<li>Chi, M. H., Park, S. Y., Kim, S., Lee, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+pathogenicity+gene+is+required+in+the+rice+blast+fungus+to+suppress+the+basal+defenses+of+the+host%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">A novel pathogenicity gene is required in the rice blast fungus to suppress the basal defenses of the host.</a> PLoS Pathogens. 5 (4), 1000401(2009).</li>
<li>Jia, Y., Valent, B., Lee, F. N. <a target="_blank" href="https://apsjournals.apsnet.org/doi/10.1094/PDIS.2003.87.2.129">Determination of host responses to Magnaporthe grisea.on detached rice leaves using a spot inoculation method.</a> Plant Disease. 87 (2), 129-133 (2003).</li>
<li>Ebbole, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnaporthe+as+a+model+for+understanding+host-pathogen+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Magnaporthe as a model for understanding host-pathogen interactions.</a> Annual Review of Phytopathology. 45, 437-456 (2007).</li>
<li>Hamer, J. E., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infection-related+development+in+the+rice+blast+fungus+Magnaporthe+grisea%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Infection-related development in the rice blast fungus Magnaporthe grisea.</a> Current Opinion in Microbiology. 1 (6), 693-697 (1998).</li>
<li>Howard, R. J., Valent, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breaking+and+entering%3A+host+penetration+by+the+fungal+rice+blast+pathogen+Magnaporthe+grisea%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Breaking and entering: host penetration by the fungal rice blast pathogen Magnaporthe grisea.</a> Annual Review of Microbiology. 50, 491-512 (1996).</li>
<li>Chen, X. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-Glycosylation+of+Effector+Proteins+by+an+%CE%B1-1%2C3-+Mannosyltransferase+Is+Required+for+the+Rice+Blast+Fungus+to+Evade+Host+Innate+Immunity%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">N-Glycosylation of Effector Proteins by an α-1,3- Mannosyltransferase Is Required for the Rice Blast Fungus to Evade Host Innate Immunity.</a> The Plant Cell. 26 (3), 1360-1376 (2014).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((M.ARG1%2C+MoARG5%2C6+and+MoARG7+involved+in+arginine+biosynthesis+are+essential+for+growth%2C+conidiogenesis%2C+sexual+reproduction%2C+and+pathogenicity+in+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiological+Research%22%5BJournal%5D)">M.ARG1, MoARG5,6 and MoARG7 involved in arginine biosynthesis are essential for growth, conidiogenesis, sexual reproduction, and pathogenicity in Magnaporthe oryzae.</a> Microbiological Research. 180, 11-22 (2015).</li>
<li>Du, Y. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+serine%2Fthreonine-protein+phosphatase+PP2A+catalytic+subunit+is+essential+for+asexual+development+and+plant+infection+in+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Genetics%22%5BJournal%5D)">A serine/threonine-protein phosphatase PP2A catalytic subunit is essential for asexual development and plant infection in Magnaporthe oryzae.</a> Current Genetics. 59 (1-2), 33-41 (2013).</li>
<li>Yang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+protein+com1+is+required+for+normal+conidium+morphology+and+full+virulence+in+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Plant-Microbe+Interactions%22%5BJournal%5D)">A novel protein com1 is required for normal conidium morphology and full virulence in Magnaporthe oryzae.</a> Molecular Plant-Microbe Interactions. 23 (1), 112-123 (2010).</li>
<li>Cao, Z. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ash1-like+protein+MoKMT2H+null+mutant+is+delayed+for+conidium+germination+and+pathogenesis+in+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">An ash1-like protein MoKMT2H null mutant is delayed for conidium germination and pathogenesis in Magnaporthe oryzae.</a> BioMed Research International. 2016, 1575430(2016).</li>
<li>Bryan, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+amino+acid+difference+distinguishes+resistant+and+susceptible+alleles+of+the+rice+blast+resistance+gene+Pi-ta%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">A single amino acid difference distinguishes resistant and susceptible alleles of the rice blast resistance gene Pi-ta.</a> The Plant Cell. 12 (11), 2033-2045 (2000).</li>
<li>Zhou, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+pathology%3A+a+life+and+death+struggle+in+rice+blast+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Plant pathology: a life and death struggle in rice blast disease.</a> Current Biology. 26 (18), 843-845 (2016).</li>
<li>Guo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MoGrr1%2C+a+novel+F-box+protein%2C+is+involved+in+conidiogenesis+and+cell+wall+integrity+and+is+critical+for+the+full+virulence+of+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Microbiology+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">MoGrr1, a novel F-box protein, is involved in conidiogenesis and cell wall integrity and is critical for the full virulence of Magnaporthe oryzae.</a> Applied Microbiology and Biotechnology. 99 (19), 8075-8088 (2015).</li>
<li>Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+trail+of+a+cereal+killer%3A+Exploring+the+biology+of+Magnaporthe+grisea%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Microbiology%22%5BJournal%5D)">On the trail of a cereal killer: Exploring the biology of Magnaporthe grisea.</a> Annual Review of Microbiology. 57, 177-202 (2009).</li>
<li>Wilson, R. A., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Under+pressure%3A+investigating+the+biology+of+plant+infection+by+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Under pressure: investigating the biology of plant infection by Magnaporthe oryzae.</a> Nature Reviews Microbiology. 7, 185-195 (2009).</li>
<li>Jia, Y. L., Lee, F. N., McClung, A. <a target="_blank" href="https://apsjournals.apsnet.org/doi/10.1094/PDIS-93-6-0639">Determination of Resistance Spectra of the Pi-ta and Pi-k Genes to U.S. Races of Magnaporthe oryzae Causing Rice Blast in a Recombinant Inbred Line Population.</a> Plant Disease. 93, 639-644 (2009).</li>
<li>Peng, Y. L., Shishiyama, J. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/b88-107?journalCode=cjb1#.WvnHgogvzIU">Temporal sequence of cytological events in rice leaves infected with Pyricularia oryzae.</a> Canadian Journal of Botany. 66 (4), 730-735 (1988).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Plante, gènes de résistance jouent un rôle essentiel dans la prévention des infections par des agents pathogènes, y compris les champignons pathogènes1,12. Pyriculariose a été utilisé comme modèle pour comprendre la nature de la structure des populations pathogènes et d’identifier la plante de gènes résistance4. Par conséquent, il est nécessaire d’examiner le génotype de résistance aux maladies et génotypes d’avirulence des principales var...

Pyriculariose, causée par M. grisea, est l’une des maladies plus graves pour les variétés de riz dans le monde1,2. Le processus par lequel M. grisea infecte les plantes hôtes comprend une production de conidies et l’attachement de surface, une germination des conidies et la formation de l’appressorium, une formation de l’hyphe de pénétration et de différenciation de l’hyphe infectieux, et la propagation d’une maladie 3. toutes ces étapes sont communs dans de nombreux autres champignons phytopathogènes, et, en effet, un blocus de n’importe quelle étape unique empêche l’infection des plantes hôtes. En raison de son importance économique et de la traçabilité génétique, m.grisea est devenu un organisme modèle pour étudier les mécanismes de la plante-champignon pathogène des interactions1,4. Par conséquent, étudier la base moléculaire de ces stades de développement de m.grisea aidera à élucider les mécanismes moléculaires qui sous-tendent la pathogénicité fongique et l’identification des gènes de cible de candidats pour le dépistage et le roman de conception 5de fongicides.
Les rapports récents concernant M. grisea infection ont mis l’accent sur les mécanismes moléculaires des stades avant la pénétration, surtout la conidiation, la formation de l’appressorium, les hyphes de pénétration et la croissance infectieuses3, 6. par conséquent, il est essentiel d’élaborer un protocole détaillé pour tester l’infection de M. grisea . Ici, nous présentons une méthode détaillée pour un test de l’infection qui utilise des tests d’infection véhiculée par pulvérisation avec une suspension de conidies et l’inoculation des plaies avec des bouchons mycéliennes de m.grisea. Dans ce rapport, le protocole met l’accent sur la culture des souches, la préparation de la solution de la conidiation pour la pulvérisation et l’inoculation mycélienne d’induite par la prise de plantes avec M. grisea. Ces étapes sont décrites en détail ci-dessous et une vue schématique montrant l’intégralité du workflow de la méthode et une lésion typique sont présentés aux Figures 1 et 2, respectivement.

<table><tbody><tr><td>Papier filtre</td><td>de la marque GE Healthcare(Suède) &nbsp ;</td><td></td><td></td>10311387</tr><tr><td>tube de 50 mL</td><td>CORNING(Amercia)</td><td>430290</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Eppendorf(Amercia)</td><td>5804R</td><td></td></tr><tr><td>Plat de culture</td><td>Thermofisher(Amercia)</td><td>150326</td><td></td></tr><tr><td>pipette de 0,5-5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>&nbsp ; </td><td></td></tr><tr><td>4920000105 Pipette 100-1000uL</td><td>Eppendorf</td><td>4920000083</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à vide</td><td>Leybold</td><td>D25B</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de dissection</td><td>FST</td><td>26000-35</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>MEMMERT</td><td>PYX313</td><td></td></tr><tr><td>Anneau d’inoculation</td><td>Greiner Bio One 731175</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

le test de infection de plantes : spray et induite par la plaie de l’inoculation avec la plante pathogène magnaporthe grisea

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Les plantes possèdent un système puissant pour se défendre contre d’éventuelles menaces de champignons pathogènes. Pour les plantes agricoles importantes, cependant, les mesures actuelles pour lutter contre ces agents pathogènes ont prouvé trop conservateurs et, ainsi, pas suffisamment efficace et ils peuvent potentiellement poser des risques environnementaux. Par conséquent, il est extrêmement nécessaire identifier les facteurs de résistance de l’hôte pour aider au contrôle des maladies des plantes naturellement par le biais de l’identification du matériel génétique résistant, l’isolement et caractérisation des gènes de résistance et la sélection moléculaire des cultivars résistants. À cet égard, il y a besoin d’établir une méthode d’inoculation précise, rapide et à grande échelle pour se reproduire et de développer des gènes de résistance des plantes. Le riz souffle champignon pathogène Magnaporthe grisea causes symptômes sévères de la maladie et les pertes de rendement. Récemment, M. grisea est devenu un organisme modèle pour étudier les mécanismes des interactions plante-pathogène. Par conséquent, nous présentons l’élaboration d’une méthode de test de virulence de plante qui est spécifique pour m.grisea. Cette méthode fournit pour l’inoculation de pulvérisation avec une suspension de conidies et blessant l’inoculation avec cubes de mycélium ou gouttelettes de suspension de conidies. L’étape clé de la méthode d’inoculation blessant pour les feuilles de riz détaché est de faire des plaies sur les feuilles de la plante, qui évite toute interférence causée par la résistance à la pénétration hôte. Ce spray/blessant protocole contribue au dépistage rapid, précis et à grande échelle des pathotypes de m.grisea isolats. Cette intégrée et méthode d’infection systématique des plantes servira de point de départ idéal pour gagner une large perspective de questions en phytopathologie.

L’intégralité du workflow pour la technique est illustré à la Figure 1. Les dosages d’infection de plantes ont été effectuées sur des semis de riz sensibles âgés de 14 jours (o. sativa cv CO-39) ou laisse vulnérable âgés de 7 jours l’orge (H. vulgare cv Golden Promise)7,8,9. Pour tester une infection sur les feuilles de riz, une suspension de conidi...

Nous présentons ici un protocole pour tester la virulence de la plante avec le phytopathogène Magnaporthe grisea. Ce rapport contribuera au dépistage à grande échelle des pathotypes d’isolats de champignons et servir de point de départ idéal pour la compréhension des mécanismes résistants des plantes au cours de la sélection moléculaire.

Le Test de Infection de plantes : Spray et induite par la plaie de l’Inoculation avec la plante pathogène Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current ...

Cette vidéo peut aider à enseigner les méthodes clés dans le domaine de l’infection des plantes, telles que l’inoculation libre et souhaitée avec l’agent pathogène des plantes Magnaporthe grisea. Le principal avantage de cette technique est que le protocole de pulvérisation, de blessure contribue au dépistage rapide, précis et à grande échelle des pathotypes d’isolats de champignons. Les implications de cette technique concernent l’étude de la physiologie pour lutter contre les agents pathogènes des plantes, car elle est très importante pour la prévention et le contrôle des maladies des plantes à grande échelle.Cette méthode peut donner un aperçu du mécanisme de conservation pathogène chez les champignons. Il peut également être appliqué à la principale variété de plantes agricoles telles que le riz ou l’orge. Généralement, les personnes novices dans cette méthode auront du mal car il est difficile de gratter doucement les conidies avec les cotons-tiges stériles.La démonstration de cette méthode est essentielle car il est difficile de ramasser les plaies par grattage sans pénétrer dans les feuilles comme principal moyen de détaché des feuilles de riz ou d’orge. Pour commencer, pese

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A la mort cellulaire à base d'analyse pour PTI dans les plantes de Nicotiana benthamiana est décrite.

Dosage pour Pathogen-Associated Molecular Motif (PAMP)-Triggered Immunité (PTI) chez les plantes

Source: Liu, X., et al. Bacterial Leaf Infiltration Assay for Fine Characterization of Plant Defense Responses using the Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae Pathosystem. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method to assess the bacterial load in Arabidopsis thaliana leaves infected with Pseudomonas syringae. Leaf discs from infected leaves are homogenized, serially diluted, and plated onto nutrient-rich agar to promote bacterial colony formation. Colony counts are then used to...

Assessing Pseudomonas syringae Infection Load in Arabidopsis thaliana Leaves

Cette vidéo montre une technique pour établir l’infection par le champignon pathogène Magnaporthe grisea dans les feuilles des plants de riz. La suspension de conidies fongiques est pulvérisée sur des sections de feuilles de riz, et la progression de la maladie est évaluée en notant la formation de lésions nécrotiques.

Une technique d’inoculation par pulvérisation pour établir une infection fongique dans les feuilles de riz

Cette vidéo montre l’établissement de l’infection des feuilles de la plante de riz par inoculation de plaies avec du mycélium de Magnaporthe grisea. Le tube germinatif dérivé des spores fongiques pénètre dans la couche épidermique, entraînant une infection des tissus et des lésions sur les feuilles. Cette méthode facilite le dépistage des pathotypes et améliore la compréhension de la résistance des plantes pour la sélection moléculaire.

Établissement de l’infection des feuilles de la plante de riz par inoculation fongique par blessure

Ce protocole illustre deux méthodes d'inoculation d'introduire le champignon...

Établir entomopathogènes fongiques comme endophytes: Vers un contrôle biologique endophytique

L’utilisation d’une méthode d’injection d’aiguille pour inoculer le maïs et les plantes de teosinte avec l’agent pathogène biotrophic Ustilago maydis est décrite.  La méthode d’inoculation par injection d’aiguille facilite l’administration contrôlée de l’agent pathogène fongique entre les feuilles de la plante où l’agent pathogène pénètre dans la plante par la formation d’apprésoria. Cette méthode est très efficace, permettant des inoculations reproductibles avec U. maydis.

Une méthode rapide et efficace pour évaluer la pathogénicité d’Ustilago maydis sur les lignées de maïs et de téosinte

La quantification de la croissance des agents pathogènes est un outil puissant pour caractériser diverses réponses immunitaires d’Arabidopsis thaliana (ci-après : Arabidopsis). La méthode décrite ici présente un test d’infiltration à la seringue optimisé pour quantifier le Pseudomonas syringae pv. maculicola Croissance d’ES4326 dans les feuilles adultes d’Arabidopsis.

Bactérienne Feuille Infiltration Essai de caractérisation fine des réponses de défense des plantes à l&#39;aide du<em&gt; Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae</em&gt; Pathosystème

Nous présentons un protocole pour la construction d’un système simple de distribution de spores composé d’une boîte d’inoculation avec un maillage de ~50 μm et une chambre en plastique transparente. Cela peut être utilisé pour inoculer uniformément les plantes avec des spores d’oïdium, permettant ainsi une évaluation précise et reproductible des phénotypes de maladies des plantes à l’étude.

Une méthode d’inoculation simple et flexible pour évaluer avec précision les phénotypes d’oïdium d’Arabidopsis et d’autres plantes

Nous présentons ici un protocole basé sur le système d’appât du ver de farine (Tenebrio molitor) qui a été utilisé pour isoler et sélectionner les champignons entomopathogènes (EPF) à partir d’échantillons de sol. Une formule de nombre de conidies efficaces (ECN) est utilisée pour sélectionner un EPF à haute tolérance au stress en fonction des caractéristiques physiologiques de la lutte microbienne des ravageurs sur le terrain.

Isolement et sélection de champignons entomopathogènes à partir d’échantillons de sol et évaluation de la virulence fongique contre les insectes nuisibles

Piquer la tête basale de la plante de poivre noir est une méthode brève et rapide pour l’endommager. Ici, nous avons fourni des étapes détaillées avec une vidéo pour infecter les plantes de poivre noir.

Une méthode d’inoculation efficace pour Phytophthora capsici sur les plantes de poivre noir

Ce protocole présente un résumé détaillé des stratégies pour inoculer les racines des plantes avec des microbes transmis par le sol. Exemple pour les champignons Verticillium longisporum et Verticillium dahliae, trois systèmes d’infection racinaire différents sont décrits. Les applications potentielles et les analyses en aval possibles sont mises en évidence, et les avantages ou les inconvénients sont discutés pour chaque système.

Stratégies d’inoculation pour infecter les racines des plantes avec des micro-organismes transmis par le sol

Découvrez les techniques d'inoculation par pulvérisation et par blessure pour tester la virulence de Magnaporthe grisea sur le riz et l'orge. Cette méthode permet un criblage rapide et à grande échelle des pathotypes fongiques.

Le Test de Infection de plantes : Spray et induite par la plaie de l’Inoculation avec la plante pathogène Magnaporthe Grisea

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