Name: Ex Vivo Imagerie calcique pour visualiser le cerveau réponses à signalisation endocrinienne chez la drosophile (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Apprenez l'imagerie calcique ex vivo pour explorer les réponses neuronales aux signaux endocriniens chez Drosophila. Cette méthode permet d'évaluer les effets directs des hormones sur le cerveau isolé.

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Ce travail a été pris en charge par des subventions pour la recherche scientifique (15K 07147, 17K 07419) de pages JSP (pour Hiroshi Ishimoto, Hiroko Sano), une subvention de recherche de la Fondation Inamori (sur HI) et le programme commun Usage/Centre de recherche pour Developmental Medicine, à l’Institut d’embryologie moléculaire et génétique, Université de Kumamoto (a HS). Nous remercions le Dr Azusa Kamikouchi et M. Daichi Yamada pour leur aide dans l’utilisation du système d’imagerie.

1. préparation des Explants de cerveau larvaire
<ol><li>Faire une salle d’imagerie. NOTE : Enregistrement Stable exige que les explants de cerveau être attaché. Ici, une chambre d’imagerie artisanaux, de faible coût est utilisée dans le Ca2 + système d’imagerie.<ol>
<li>À l’aide de pinces, gratter le bas au centre d’un plat de culture en plastique (35 x 10 mm) pour créer une brèche pour le ganglion ventral du cerveau larvaire rendre le montage plus facile (étape 1.3, Figure 1).</li>
		<li>Avec un cure-dent, placez une petite goutte de colle de chaque côté de la dent et fixer une tige de tungstène (0,125 mm de diamètre, 6 à 7 mm de longueur) à la colle.</li>
		<li>À l’aide d’un petit morceau de mastic adhésif réutilisable, faire un mur circulaire (10 mm de diamètre et 3 mm de hauteur) entourant la dent (Figure 1). Remarque : L’espace à l’intérieur de la paroi sera plus tard rempli de solution saline tamponnée au phosphate (PBS ; 0,14 M NaCl, KCl, 0,0027 M 0,01 M PO43 -, pH 7,4 ± 0,05 à 25 ° C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation animaux Remarque : Pour l’imagerie calcique, un indicateur de calcium, GCaMP6s, s’exprime dans le type de cellule d’intérêt, ce qui est couramment réalisée en utilisant des combinaisons de GAL4 tissu-spécifique et de SAMU-GCaMP6s. Pour vous assurer que le signal est médié par les récepteurs de candidat, GCaMP6s s’exprime également dans un mutant déficient dans le récepteur.<ol>
<li>Lorsque des comparaisons expérimentales pour des génotypes différents tels que le type sauvage et mutants sont nécessaires, âge des larves test match pour éviter les variations de niveau expression GCaMP6 et différences physiologiques en raison des stades de développement.</li>
		<li>Garder les mouches parentales (30 mouches pour chaque sexe) dans un flacon de culture contenant alimentaire mouche standard pendant 8 h permettre à Ponte sur la surface de l’aliment. Larves de culture en masse sous un cycle lumière-obscurité de 12 h à 25 ° C et 60 à 70 % d’humidité relative.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dissection du cerveau larvaire<ol>
<li>90-120 heures après la ponte (AEL), recueillir les larves et les laver au moins 3 fois avec de l’eau distillée pour enlever les débris alimentaires adhérentes.</li>
		<li>Place une larve sur un verre de montre carré 1,5 pouces bac à glace froide. Remarque : Les deux étapes suivantes sont effectuées dans ce verre de montre sous le microscope à dissection.</li>
		<li>Pince permet de saisir délicatement la partie médiane de la larve. Utiliser une autre pince pour saisir les crochets de la bouche et retirer les crochets de bouche doucement pour séparer la partie antérieure de la larve contenant le cerveau du reste du corps. Remarque : Vous pouvez également ciseaux chirurgicaux peut être utilisé.</li>
		<li>Tenez l’extrémité antérieure par forceps et mettez la larve à l’envers. Enlever les tissus étrangers rattachés au cerveau, tels que les disques imaginaux, corps gras et glande de l’anneau. Doucement le cerveau séparer les pièces buccales.</li>
		<li>Appliquer 200 µL de PBS à l’intérieur de l’anneau de l’adhésif réutilisable de mastic dans la salle d’imagerie. Aspirer doucement le cerveau disséqué avec PBS dans une pipette Pasteur et puis transférez-le dans la chambre d’imagerie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Affectant le cerveau dans la chambre d’imagerie<ol>
<li>Pince permet de saisir des fibres musculaires qui s’étend des ganglions ventrales. Insérez doucement le cerveau dans la dent sous le fil de tungstène.</li>
		<li>Une autre pince, tirez le fil de tungstène légèrement jusqu'à placer le cerveau à l’emplacement correct pour l’imagerie (Figure 1).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. l’acquisition des Images de Ca2 + Fluorescence
Remarque : Les explants de cerveau plongés dans du PBS sont imagés à l’aide d’un microscope à fluorescence équipé d’un 20 X objectif à immersion dans l’eau (N.A. = 0,5). PBS n’active pas les cellules du cerveau. Si les images de l’axe z sont nécessaires, l’objectif est monté avec un moteur de lentille piézoélectrique activé. Une tête confocal de rotation disque est utilisée pour améliorer la résolution temporelle. Pour l’imagerie de la pénombre, un électron multipliant dispositif à couplage de charge caméra est monté sur le microscope. L’imagerie de fluorescence GCaMP6s (excitation/émission : 488/509 nm) nécessite un laser 488 nm pour l’excitation avec un séparateur de faisceau dichroïque et un filtre d’émission (p. ex.., 528 filtre passe-bande de ± 38 nm bande).
<ol><li>Placez la chambre d’imagerie contenant l’explant cerveau sous le microscope.</li>
	<li>Abaisser l’objectif jusqu'à ce qu’il touche le PBS. Sous un éclairement lumineux-zone, placez le cerveau et l’amener dans le foyer. Basculez vers la lumière fluorescente et ajuster le focus sur les cellules marquées GCaMP6s. Remarque : La fluorescence verte basale de la GCaMP6s doit être visible.</li>
	<li>Démarrer l’acquisition à 250 ms/cadre avec une résolution de 512 × 512 pixels en mode refroidi à l’eau en utilisant le logiciel d’acquisition appropriée (p. ex.., µManager). Ajuster la durée d’exposition pour obtenir les valeurs de la fluorescence au sein de la gamme dynamique de la caméra CCD, sans être inférieur à 1000 (unités arbitraires), avec les images 16 bits (plage dynamique 0-65 535). NOTE : Un temps d’exposition faible devrait servir à minimiser les photo-blanchiment de la GCaMP6s. Temps d’exposition doit être optimisé pour chaque expérience, puisqu’elle dépend des niveaux d’expression de la GCaMP6 et la sensibilité du système de détection. C’était 100 ms dans notre expérience, en utilisant dilp2 > GCaMP6s. Lorsque les profilés en z sont requises pour une profondeur donnée d’imagerie, plusieurs images de profilé en z peuvent être acquises selon les intervalles de temps et cadre de l’exposition. Si la caméra a une résolution spatiale suffisante, la taille binning (nombre de registres sur la puce qui va être mis en cellule dans un pixel numérique) doit être augmentée afin de réduire le temps d’exposition.</li>
	<li>Une fois que les paramètres d’imagerie sont déterminés, prendre des photos pendant 1 min avant l’administration de peptides pour détecter l’intensité de signal de référence (F0).</li>
	<li>Appliquer le peptide de test ; pour ce faire, dissoudre 100 µL de solution de peptide dans du PBS et il Pipetter directement dans le bain de larve pour obtenir une concentration optimale. Remarque : La solution de peptide doit être injectée lentement (p. ex., débit débit 20 µL/s) dans la solution de bain à l’aide d’une pipette. Peptide synthétique non apparenté, dissoute dans du PBS est utilisée comme contrôle négatif.</li>
	<li>Enregistrement de l’émission de GCaMP6s pendant quelques minutes.</li>
</ol>3. analyse des données
Remarque : Données d’imagerie sont analysées en mode hors connexion avec le ImageJ. Au cours de l’imagerie Time-lapse, pipetage provoque le cerveau larvaire pour se déplacer. Par conséquent, aberrations positionnelles des série images doivent être corrigées avant l’analyse. La correction peut être effectuée à l’aide d’un plug-in, d’ImageJ TurboReg comme suit.
<ol><li>Ouvrez le logiciel d’analyse et d’utiliser la première image (avant application du peptide) comme une image de référence.</li>
	<li>Sélectionnez Plugins | Inscription | TurboReg.</li>
	<li>Choisissez le fichier image série comme la Source et l’image de référence comme la cible.</li>
	<li>Recherchez les Corps rigide (déplacement parallèle et la rotation des images) et précis (« Rapide » est grossier mais analyse rapide au lieu de cela) la méthode de traitement et de la qualité, respectivement.</li>
	<li>Cliquez sur lot pour commencer le traitement de l’image.</li>
	<li>Sélectionner plusieurs régions d’intérêt (ROIs) en utilisant Analyze | Outils | Gestionnaire de ROI dans ImageJ.</li>
	<li>Mesurer l’intensité du pixel en cliquant sur plus | Mesure multi | OK dans la fenêtre Gestionnaire de ROI.</li>
	<li>Calculer ΔF/F0 = (F - F,0) / f0, où F est l’intensité ROI au moment de la relance et F0 est l’intensité à une fenêtre de temps précédant un événement expérimental particulier (p. ex. 30 cadres précédant le apparition de stimulation).</li>
	<li>Répéter l’expérience à l’aide de plusieurs échantillons de cerveau, effectuant un traitement statistique pour obtenir la moyenne et l’écart-type de la moyenne (SEM) à chaque point dans le temps.</li>
</ol>

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<li>Apostolopoulou, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caffeine+Taste+Signaling+in+Drosophila+Larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Caffeine Taste Signaling in Drosophila Larvae.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 193(2016).</li>
<li>Cao, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+targeted+optical+electrophysiology+in+intact+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Genetically targeted optical electrophysiology in intact neural circuits.</a> Cell. 154 (4), 904-913 (2013).</li>
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<li>Sankaranarayanan, S., De Angelis, D., Rothman, J. E., Ryan, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+pHluorins+for+optical+measurements+of+presynaptic+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">The use of pHluorins for optical measurements of presynaptic activity.</a> Biophysical Journal. 79 (4), 2199-2208 (2000).</li>
<li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+minimal+hemolymph-like+solution%2C+HL3.1%2C+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurogenetics%22%5BJournal%5D)">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> Journal of Neurogenetics. 18 (2), 377-402 (2004).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le Ca2 + imagerie méthode décrite ici est un système utile pour tester le fonctionnement des hormones dans le cerveau. In vivo, le cerveau reçoit des hormones de divers organes endocriniens. En outre, le cerveau perçoit sans cesse croissant d’informations sensorielles, qui entraîne l’activation neuronale spontanée. Ce système ex vivo élimine ces bruits et donne un meilleur rapport signal/bruit que l’imagerie in vivo . Dans ce système, les molécules peuvent être testés séparément ou e...

Orgue-de communication est une stratégie évolutivement conservée pour le maintien de l’homéostasie pour faire face aux changements environnementaux. Chez l’homme, une variété d’arereleased hormones des glandes endocrines dans la circulation. Beaucoup de ces hormones ciblent l’hypothalamus du cerveau, qui régit les processus métaboliques et des comportements fondamentaux tels que l’alimentation1,2. Beaucoup d’hormones ont été découverts à l’aide de modèles mammifères. Cependant, les mécanismes de leur action, en particulier les réseaux proposé auxquelles ils participent, demeurent en grande partie incertains.
Drosophila melanogaster est devenue un modèle utile pour étudier l’orgue au grand orgue communication. Chez les insectes, de nombreux processus physiologiques sont contrôlés par les hormones. Les premières études axées sur la croissance et métamorphose utilisé de gros insectes. Dans ces études, l’enlèvement ou la transplantation d’organes spécifiques avait prédit l’existence de molécules de signalisation inter orgues ; plus tard, l’hormone juvénile (JH), prothoracicotropique hormone (PTTH) et Ecdysone sont biochimiquement purifiée3,4,5. Une grande famille de peptides de signalisation intercellulaires est censée participer à diverses manifestations physiologiques durant le cycle de vie insectes6,7. La plupart de ces peptides agit sur les récepteurs couplés aux protéines G (RCPG), bien que les RCPG spécifiques ont été initialement difficile à identifier à l’aide de méthodes conventionnelles. La publication de la drosophile de séquence du génome entier8 a été la percée qui a permis l’identification de peptides bioactifs de Drosophila basé sur leur homologie à celles retrouvées chez d’autres insectes. En outre, les récepteurs de plusieurs peptides ont été identifiés des RCPG prévues dans le génome à l’aide de la culture-RCPG-ligand binding analyses cellulaires. Ensuite, analyses d’expression prédit les voies à-orgue induites par ces peptides et récepteurs. En particulier, beaucoup des récepteurs putatifs de peptide sont exprimés dans le cerveau, ce qui suggère que le cerveau est une cible majeure du peptide hormones9. En outre, les outils avancés de génétiques chez la drosophile ont contribué à l’identification des rôles physiologiques de combinaisons de peptide-RCPG. Par exemple, les systèmes transcriptionnelles binaires LexA et GAL4 permettent de gène ou la surexpression d’une manière contrôlée dans le temps et l’espace. GAL4, un facteur de transcription identifié chez la levure, se lie à une séquence de cis-réglementation spécifique appelée séquence d’Activation en amont (SAMU). Dans le système de GAL4/UAS, la ligne pilote fournit des tissus-spécifiques ou expression de GAL4 stade spécifique et la ligne de répondeur porte SAMU en amont du gène d’intérêt ou de la construction à l’expression de shARN en voiture. LexA/LexAop système repose sur un mécanisme similaire. Analyse phénotypique des animaux de tissu-spécifique tissu-spécifique et de peptide-choc de GPCR-knockdown peut révéler des informations sur le mode de signalisation le peptide-RCPG et site d’action. Toutefois, les conclusions qui sont accessibles uniquement par les données génétiques sont limitées. En revanche, une fois que la cible présumée d’une hormone peptidique particulière est réduite à un type de cellule ou de tissu, ex vivo calcium d’imagerie des explants orgue peut servir à élucider l’orgue-à communication médiée par le peptide-GPCR signalisation. Moment de l’activation d’un RCPG Gq couplées, la concentration intracellulaire de Ca2 + est augmentée en raison de la libération de Ca2 + de l' ER10. Dans le cerveau, activation neurale augmente également le taux intracellulaire de Ca2 + . Ces augmentations de Ca2 + peuvent être détectées par un capteur de calcium, GCaMP, qui subit des changements conformationnels en présence de Ca2 + résultant en fluorescence d’émission11.
Dans cet article, un méthode d’imagerie à l’aide de Drosophila cerveau des explants de calcium est décrite. Pour tester la capacité d’un peptide à activer les neurones spécifiques, un peptide de test est appliqué à l’explant exprimant le GCaMP de cerveau, et les changements de fluorescence sont surveillés par microscopie confocale. L’implication de la GRCP est ensuite confirmée en effectuant la même épreuve en utilisant un mutant cerveau manque le RCPG. Cette combinaison de génétique et d’imagerie fournit des informations précises sur l’orgue au grand orgue communication en peptides-RCPG. Possible modifications et les applications du présent protocole sont également discutées.

<table><tbody><tr><td>Tige de tungstène</td><td>A-M systems, Sequim, WA, USA</td><td>717000</td><td></td></tr><tr><td>Blu Tack</td><td>Bostik, Paris, France</td><td>3049100</td><td>adhésifs réutilisables de type mastic</td></tr><tr><td>Verre de montre, carré, 1 5/8 in</td><td>Carolina Biological Supply Company, Burlington, NC, USA</td><td>742300</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>TAKARA Bio Inc., Kusatsu, Shiga, Japon</td><td>T900</td><td>Sels tamponnés phosphatés</td></tr><tr><td>CCHa2</td><td>SCRUM Inc., Tokyo, Japon</td><td></td><td>Peptide synthétisé par Custum</td></tr><tr><td>Ghrerin</td><td>Peptide institute Inc., Osaka, Japon</td><td>4372-s</td><td></td></tr><tr><td>Nociceptin</td><td>Peptide institute Inc., Osaka, Japon</td><td>4313-v</td><td></td></tr><tr><td>Axio Imager A2</td><td>Carl Zeiss, Oberkochen, Allemagne</td><td>Axio Imager A2</td> microscope à <td>fluorescence</td></tr><tr><td>Objectif W N-Achroplan 20x/0.5 M27</td><td>Carl Zeiss, Oberkochen, Allemagne</td><td>420957-9900-000</td><td>objectif à immersion dans l’eau</td></tr><tr><td>P-725 Scanner d’objectif PIFOC à longue portée</td><td>Physik Instrumente GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Allemagne</td><td>N/A</td> Unité de scanner confocal à <td>lentille activée par piézoélectrique</td></tr><tr><td>CSU-W1</td><td>Yokogawa Electric Corporation, Tokyo, Japon</td><td>CSU-W1</td><td>Tête confocale à disque rotatif</td></tr><tr><td>ImagEM C9100-13</td><td>Hamamatsu Photonics, Sizuoka, Japon</td><td>C9100-13</td><td>Caméra EM-CCD</td></tr><tr><td>OBIS 488 nm LS 60 mW</td><td>Coherent, Santa Clara, CA, USA</td><td>1178770</td><td>488-nm laser 488/</td></tr><tr><td>568/647 nm Yokogawa séparateur de faisceau dichroïque</td><td>Semrock, Rochester, NY, États-Unis</td><td>Di01-T405/488/568/647-13x15x0.5</td><td>séparateur de faisceau dichroïque</td></tr><tr><td>528/38 nm Filtre passe-bande monobande BrightLine</td><td>Semrock, Rochester, NY, États-Unis</td><td>FF01-528/ Filtre d’émission 38-25</td><td></td></tr> <tr><td>et micro ; Directeur,</td><td>Open Imaging, Inc.</td><td>N/A</td><td>https://micro-manager.org</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>U. S. National Institutes of Health</td><td>N/A</td><td>https://imagej.nih.gov/ij/</td></tr> <tr><td>TurboReg</td><td>Philippe Th&eacute ; venaz, Groupe d’imagerie biomédicale, École polytechnique fédérale de Lausanne</td><td>N/A</td><td>http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/turboreg/</td></tr></tbody></table>

ex vivo imagerie calcique pour visualiser le cerveau réponses à signalisation endocrinienne chez la drosophile

Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila

Orgue-de communication par la signalisation endocrinienne, par exemple, de la périphérie vers le cerveau, est essentielle au maintien de l’homéostasie. Comme un animal modèle pour la recherche endocrinienne, Drosophila melanogaster, qui a sophistiqué outils génétiques et l’information de génome, est plus en plus utilisé. Cet article décrit une méthode pour l’imagerie calcique des explants de cerveau de drosophile . Cette méthode permet la détection de la signalisation directe d’une hormone dans le cerveau. Il est bien connu que beaucoup d’hormones peptidiques agissent par l’intermédiaire de récepteurs couplés aux protéines G (RCPG), dont l’activation entraîne une augmentation de la concentration intracellulaire du Ca2 +. Activation neurale élève aussiCa 2 + intracellulaire, de l’influx de Ca2 + et de la libération de Ca2 + stocké dans le réticulum endoplasmique (re). Un capteur de calcium, GCaMP, permet de surveiller ces changements de Ca2 + . Dans cette méthode, GCaMP est exprimé dans les neurones d’intérêt, et le cerveau larvaire exprimant le GCaMP est disséqué et cultivé ex vivo. Le peptide de test est ensuite appliqué à l’explant de cerveau, et les changements fluorescents dans GCaMP sont détectés à l’aide d’un microscope confocal de rotation disque équipé d’une caméra CCD. En utilisant cette méthode, n’importe quelle molécule soluble dans l’eau peut être testée, et divers événements cellulaires associés à l’activation neuronale peuvent être photographiées en utilisant les indicateurs fluorescents appropriés. En outre, en modifiant la chambre d’imagerie, cette méthode peut servir à l’image des autres organes de la drosophile ou les organes d’autres animaux.

Utilisant ce protocole, l’activation des cellules productrices d’insuline du cerveau (IPCs) de l’hormone peptidique, CCHa2, a été examinée. PISC du cerveau sauvage ont été marquées avec GCaMP6s à l’aide d’une combinaison de dilp2 -GAL412 (un don de Dr. Rulifson) et SAMU-GCaMP6s13 (Don de m. Kim). Explants de cerveau larvaires ont été traitées avec un peptide synthétique de CCHa2, et la fluorescence de GCaMP6s a été enregist...

Cet article décrit un protocole pour ex vivo imagerie calcique du cerveau drosophile . Dans cette méthode, des composés naturels ou synthétiques peuvent être appliqués à la mémoire tampon pour tester leur capacité à activer les neurones particulières dans le cerveau.

Ex Vivo Imagerie calcique pour visualiser le cerveau réponses à signalisation endocrinienne chez la drosophile

Organ-to-organ communication by endocrine signaling, for example, from the periphery to the brain, is essential for maintaining homeostasis. As a model ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’endocrinologie, ainsi que dans le domaine des neurosciences, comme notre recherche visant à examiner les réponses du cerveau aux signaux endocriniens. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet d’examiner les effets directs des signaux endocriniens sur le cerveau séparés des autres tissus. Pour commencer cette procédure, utilisez une pince pour gratter le centre inférieur d’une boîte de culture en plastique afin de créer une bosse pour faciliter le montage du ganglion ventral du cerveau larvaire après la dissection.À l’aide d’un cure-dent, placez une petite goutte de superglue de chaque côté de la bosse et fixez une tige de tungstène à la colle. Ensuite, à l’aide d’un petit morceau d’adhésif réutilisable semblable à du mastic, faites une paroi circulaire autour de la bosse. Pour disséquer le cerveau larvaire, 90 à 120 heures après la ponte, prélevez les larves et lavez-les au moins trois fois avec de l’eau distillée pour éliminer les débris alimentaires adhérents.Ensuite, placez une larve sur un verre de montre carré d’un pouce et demi rempli de PBS glacé. À l’aide d’une paire de pinces,

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Nous décrivons une technique mis en place pour mesurer et analyser les odeurs évoquées réponses calciques dans le lobe antennaire de la...

Imagerie de calcium des odeurs évoquées réponses dans le Drosophila Lobe antennaire

Cette vidéo décrit l’imagerie calcique in vivo dans les neurones de la drosophile à l’aide de GCaMP. Le clip du protocole présenté montre comment enregistrer les changements de fluorescence GCaMP des neurones du corps du champignon pendant une expérience de conditionnement olfactif.

Drosophile In Vivo L’imagerie calcique : une méthode d’imagerie fonctionnelle de l’activité neuronale

Cette vidéo présente une méthode d’imagerie calcique in vivo utilisant des capteurs de calcium localisés synaptiquement chez les mouches. Il décrit les étapes de préparation des mouches pour la microscopie, la réalisation d’un conditionnement olfactif et la visualisation de l’afflux de calcium induit par les odeurs.

in vivo Imagerie calcique à l’aide de capteurs calciques localisés synaptiquement chez Drosophila melanogaster

Source : Ishimoto, H. et al., imagerie calcique ex vivo pour visualiser les réponses cérébrales à la signalisation endocrinienne chez la drosophile. J. Vis. Exp. (2018) Cette vidéo démontre l’imagerie calcique à étudier Drosophila réponses cérébrales aux neuropeptides. Les neurones exprimant un indicateur de calcium fluorescent révèlent la dynamique du calcium intracellulaire et les réponses fonctionnelles aux molécules de signalisation.

Imagerie calcique ex vivo pour étudier les réponses cérébrales de la drosophile aux neuropeptides

&lt;p style='line-height :1.38 ;margin-bottom :0pt ;margin-top :0pt ;' dir='ltr'&gt;Source : Lark, A. R., et. al., approche d’imagerie cérébrale fonctionnelle in vivo basée sur l’indicateur de calcium bioluminescent GFP-aequorin. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo montre l’imagerie en temps réel de la dynamique calcique à l’aide de la bioluminescence de la protéine fluorescente verte-aequorin dans Drosophila’s structures cérébrales profondes.

Imagerie par bioluminescence pour l’étude des transitoires calciques dans les structures cérébrales de la drosophile

Les pattes antérieures et la trompe de la drosophile contiennent un riche répertoire de neurones sensoriels gustatifs. Ici, nous présentons une méthode utilisant l’imagerie calcique pour mesurer les réponses physiologiques des neurones sensoriels de la patte antérieure et du proboscis de mouches vivantes lors de l’application exogène d’une phéromone gustative.

Mesurer les réponses physiologiques de<em&gt; Drosophila</em&gt; Neurones sensoriels à Lipid Phéromones Utilisation en direct d&#39;imagerie de calcium

Nous présentons ici un roman Ca 2+ -Imagerie approche utilisant un journaliste bioluminescente. Cette approche utilise une construction GFP-aequorine condensé qui se lie au Ca 2+ et émet de la lumière, éliminant le besoin d'une lumière d'excitation. Significativement cette méthode permet à long imagerie continue, l'accès à des structures profondes du cerveau et une haute résolution temporelle.

In Vivo cérébrale fonctionnelle approche d&#39;imagerie à base de calcium Bioluminescent Indicateur GFP-aequorine

Cet article décrit un protocole ex vivo adaptable pour la visualisation de Ca 2+ lors de l' activation de l' œuf chez la drosophile.

Imagerie de calcium dans<em&gt; Drosophila</em&gt; Activation à Egg

Ici nous présentons un protocole avec lequel le calcium pré- et/ou postsynaptic peut être visualisé dans le contexte de l'apprentissage et de la mémoire de Drosophila. L'imagerie in vivo de calcium utilisant des capteurs de calcium synaptically localisés est combinée avec un paradigme olfactif classique de telle sorte que la plasticité synaptique sous-jacente à ce type d'apprentissage associatif peut être déterminée.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo

Nous présentons ici un protocole d’imagerie calcique ex vivo chez la drosophile adulte exprimant GCaMP6 pour surveiller les activités épileptiformes. Le protocole fournit un outil précieux pour étudier les événements ictaux chez la drosophile adulte par imagerie calcique ex vivo , permettant d’explorer les mécanismes potentiels de l’épilepsie au niveau cellulaire.

Ex Vivo Imagerie calcique pour le modèle d’épilepsie de la drosophile

Nous présentons des protocoles d’imagerie calcique pour un neurone olfactif larvaire de drosophile , en utilisant un adhésif tissulaire topique pour l’immobilisation. Cette méthode améliore la stabilité, facilitant la fiabilité des expériences in vivo et ex-vivo . Les scripts R personnalisés analysent les signaux calciques, fournissant une plate-forme efficace pour des recherches neurophysiologiques détaillées.

Imagerie calcique in vivo et ex-vivo d’un neurone du circuit olfactif chez la larve de Drosophila melanogaster du troisième stade

Apprenez l'imagerie calcique ex vivo pour explorer les réponses neuronales aux signaux endocriniens chez Drosophila. Cette méthode permet d'évaluer les effets directs des hormones sur le cerveau isolé.

Ex Vivo Imagerie calcique pour visualiser le cerveau réponses à signalisation endocrinienne chez la drosophile

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