Name: Élevage et entretien à long terme des syrphes Eristalis tenax pour études (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 50 s
Description: Apprenez à établir et maintenir des colonies d'Eristalis tenax en laboratoire pour étudier le comportement des syrphes et les mécanismes neuronaux de la vision du mouvement.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La recherche dans notre laboratoire est actuellement financée par l’Australian Research Council (ARC, DP170100008 et DP180100144), nous Air Force Office of Scientific Research (AFOSR, FA9550-15-1-0188) et Stiftelsen Olle Engkvist Byggmästare (2016/348). Nous remercions anciens membres du laboratoire qui ont contribué au développement de stocks de syrphe, Cederholms Lantbruk et C M & T L vert & fils pour accéder à la bouse de vache et syrphes dans leurs fermes, et permet l’Adelaide et Uppsala Botanic Gardens pour la collecte et soutien continu.

1. établir en captivité colonie tenax E.
<ol><li>Établir la colonie par l’intermédiaire de la collection de larves matures (étape 1.2) ou encore par l’intermédiaire de la collection des syrphes de vol libre (étape 1.3).</li>
	<li>
Collection de larves matures
	<ol>
<li>Recueillir des deuxième et troisième stade larvaire des larves de fosses à fumier dans les élevages de bovins. Remarque : Les larves matures sont plus faciles à trouver au début de leur phase migratoire, qu’ils recherchent activement un environnement sombre et sec pour se nymphoser. Ceci tend à être près des frontières du fumier fosses où le fumier humide est à proximité des zones plus sèches contenant de grandes quantités de paille. Nous avons recueilli aux termes de l’autorisation d’une ferme d’élevage près d’Uppsala, Suède.</li>
		<li>Arrière les larves matures dans le fumier de vache comme indiqué dans l’étape 3.2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Collection de syrphes sauvage
	<ol>
<li>Recueillir des syrphes sauvages par compensation dans le domaine, généralement à partir de parcs et de jardins botaniques où il y a une abondance de plantes dicotylédones. NOTE : Nous avons recueilli sous autorisation de plusieurs endroits, y compris celles de la trois jardins botaniques d’Adelaide, une ferme laitière en Myponga, sud de l’Australie et à divers jardins botaniques et les parcs tout au long de Uppsala, Suède.</li>
		<li>Chambre champ recueillies syrphes tel qu’indiqué à l’étape 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. logement et à long terme l’entretien des syrphes
<ol><li>Maison des syrphes dans des sacs en plastique de 30 x 45 cm pour groupes de 20 ou moins, ou chez un insecte cage d’élevage (25 x 25 cm x 25 cm) pour les grands groupes.</li>
	<li>Fournir de la nourriture et l’eau ad libitum, sous la forme de 10-20 grains de bee pollen et 2-3 mL miel placé au dessus de plusieurs boules de coton humide. Remarque : Pour le logement dans des sacs en plastique, il est important que les boules de coton sont humide mais pas trop saturées, comme toute accumulation d’eau à l’intérieur du sac peut être préjudiciable au taux de survie. À l’inverse, pour le logement dans les cages d’élevage, les côtés de maille permettent évaporation importante se produise. Boules de coton devraient donc être placés dans un contenant peu profond et être complètement saturés.<ol>
<li>Laissez les syrphes pour nourrir pendant 6 heures à température ambiante.</li>
		<li>Placer les syrphes avec la nourriture et l’eau dans leur logement, au réfrigérateur à 8-10 ° C et maintenir dans l’obscurité complète. NOTE : Stocker les syrphes à 8-10 ° C dans l’obscurité provoque les syrphes d’entrer dans un état d’hibernation, avec une réduction de l’activité et le taux métabolique.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tous les 3-4 jours supprimer syrphes dans le réfrigérateur, ainsi briser l’hibernation artificielle et permettant l’alimentation et toilettage de se produire.<ol>
<li>Transférer syrphes dans un nouveau sac en plastique ou une cage propre insecte avec des aliments frais et de l’eau. Ce transfert peut soit être effectué manuellement, pour un petit nombre de mouches, ou en utilisant la phototaxie, pour un plus grand nombre.</li>
		<li>Pour pouvoir utiliser la phototaxie, rejoignez une cage propre insecte à l’ancienne, s’assurer qu'il y a une ouverture pour les syrphes se déplacer librement entre les deux sans échappement. Couvrir la vieille cage insecte avec un tissu opaque. Les syrphes se déplacera vers la lumière et dans la cage propre insecte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Permettre les syrphes pour se nourrir et marié à température ambiante pendant 6 h.</li>
	<li>Retourner les syrphes, avec la nourriture et d’eau dans leur logement, dans le réfrigérateur entre 8 et 10 ° C dans l’obscurité complète. Cela recommence l’hibernation artificielle des syrphes.</li>
	<li>Continuer la rupture cyclique d’hibernation, tous les 3-4 jours, afin d’assurer la santé et la longévité des syrphes pendant la durée de leur captivité.</li>
</ol>3. laboratoire élevage de tenax E.
<ol><li>Les larves matures arrière provenant d’élevages bovins (étape 3.2) ou arrière alternativement les œufs pondus par les femelles gravides de pêchés sauvages (étape 3.3).</li>
	<li>
Laboratoire d’élevage des larves matures des exploitations bovines
	<ol>
<li>Placer des larves dans le fumier de vache dans les fermes de bovins dans des seaux de 30 L.</li>
		<li>Placer le seau, contenant les larves matures, au sein d’une plus grande boîte ou sac (volume minimal de 50 à 60 L) et placer les copeaux de bois de 20-30 L jusqu'à la hauteur de la jante de la benne. Remarque : Ceci permet 3rd stades juvéniles de ramper dans les copeaux de bois et se transforment en pupes.</li>
		<li>Accrocher une moustiquaire en couches double au plafond permettant de pendre les boîtes ou sacs, assurant ainsi que les larves ni les syrphes émergents peuvent s’échapper. Remarque : Par précaution, bande adhésive double-face peut être utilisé pour entourer l’installation, comme toutes les larves s’échapper seront coincés et se transforment en pupes sur cette bande. S’ils le font, enlever les pupes avant éclosion.</li>
		<li>Abritent les larves et les nymphes à température ambiante (21,5 ± 2,5 ° C) et exposer à soit lumière solaire indirecte ainsi que les lumières de la pièce pendant les heures de bureau ou garder à un cycle de lumière : obscurité de 12 h lumière : 12 h sombre. NOTE : Exposition à la lumière de 24 h peut être préjudiciable à la survie. Pour les larves de temps de nymphose élevages bovins variera de 1 à 20 jours après le prélèvement selon leur maturité au moment de la collecte.</li>
		<li>Fournir la nourriture et l’eau dans le moustique suspendu net enceinte (tel qu’établi à l’étape 2.2) avant la date d’éclosion attendue et remplacement tous les 2-3 jours. Eclosion aura lieu les 7-10 jours après la nymphose.</li>
		<li>Aux émergents syrphes pour nourrir pendant 6 heures à température ambiante avant de les placer dans le logement tel que décrit à l’étape 2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Laboratoire d’élevage d’oeufs pondus par les femelles gravides sauvage attrapé
	<ol>
<li>Vérifier la syrphe logement aux oeufs, avant de changer de logement (étape 2) et avant leur retour au réfrigérateur. Ponte de femelles gravides sauvages se produit entre les deux 8-10 ° C et à température ambiante.<ol>
<li>Placer les oeufs dans un 100 mm x 20 mm boîte de Pétri contenant 70 mL d’eau du robinet et laissez à température ambiante jusqu'à ce que l’éclosion a lieu, habituellement 2 ou 3 jours après la ponte.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Place éclore les larves dans un seau de 2,3 L contenant 1 L de fèces fraîches de lapin et 1 L d’eau du robinet.<ol>
<li>Vérifier la boue tous les 2-3 jours et ajouter l’eau du robinet supplémentaire comme nécessaires pour assurer que la boue se dessécher avant que les larves de stade 3rd émergent.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Placer le seau, contenant les larves du lisier d’excréments de lapin, au sein d’une plus grande boîte (volume minimum 30 L) contenant 20 L de copeaux de bois. S’assurer que les copeaux de bois sont à la hauteur de la jante de la benne. Remarque : Ceci permet 3rd stades juvéniles de ramper dans les copeaux de bois et se transforment en pupes.<ol>
<li>Placez une moustiquaire en couches double sur la boîte pour s’assurer que les larves ni les syrphes émergents peuvent s’échapper.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Abritent les larves et les nymphes à température ambiante (21,5 ± 2,5 ° C) et exposer à soit lumière solaire indirecte ainsi que les lumières de la pièce pendant les heures de bureau ou garder à un cycle de lumière : obscurité de 12 h lumière : 12 h sombre. NOTE : Exposition à la lumière de 24 h peut être préjudiciable à la survie.</li>
		<li>Attendre la pupaison se produire après 15-20 jours. Recueillir des pupes et placer dans une cage d’insecte, permettant des syrphes à eclose là.</li>
		<li>Fournir des aliments et eau (tel qu’établi à l’étape 2.2) avant la date d’éclosion attendue - eclosion va apparaître 6-10 jours après la nymphose - et remplacer tous les 2-3 jours.</li>
		<li>Aux émergents syrphes pour nourrir pendant 6 heures à température ambiante avant de les placer dans le logement, tel qu’indiqué à l’étape 2. Remarque : Tant la nymphose des larves et l’éclosion de nymphes peuvent être retardées par stockage dans l’obscurité à 8-10 ° C. À cet effet, stocker des larves dans la boue d’excréments de lapin et les nymphes en copeaux de bois.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioural+evidence+for+a+visual+and+proprioceptive+control+of+head+roll+in+hoverflies+%28Episyrphus+balteatus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus).</a> Journal of Experimental Biology. 218 (Pt 23), 3777-3787 (2015).</li>
<li>Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. G., Nordström, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+higher+order+visual+neuron+tuned+to+the+spatial+amplitude+spectra+of+natural+scenes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A higher order visual neuron tuned to the spatial amplitude spectra of natural scenes.</a> Nature Communications. 6, 8522(2015).</li>
<li>Jauker, F., Bondarenko, B., Becker, H. C., Steffan-Dewenter, I. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1461-9563.2011.00541.x">Pollination efficiency of wild bees and hoverflies provided to oilseed rape.</a> Agricultural and Forest Entomology. 14 (1), 81-87 (2012).</li>
<li>Gladis, T. <a target="_blank" href="https://www.actahort.org/books/437/437_25.htm">Bees versus flies? Rearing methods and effectiveness of pollinators in crop germplasm regeneration.</a> ActaHortic. , 235-238 (1997).</li>
<li>Ssymank, A., Kearns, C. A., Pape, T., Thompson, F. C. <a target="_blank" href="https://repository.si.edu/handle/10088/9619">Pollinating flies (Diptera): A major contribution to plant diversity and agricultural production.</a> Biodiversity (Ottawa). 9 (1-2), 86-89 (2008).</li>
<li>Nordström, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+modeling+of+multimodal+floral+cues+attracting+wild+pollinators+across+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U+S+A%22%5BJournal%5D)">In situ modeling of multimodal floral cues attracting wild pollinators across environments.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 114 (50), 13218-13223 (2017).</li>
<li>Altincicek, B., Vilcinskas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+immune-inducible+transcriptome+from+microbial+stress+resistant%2C+rat-tailed+maggots+of+the+drone+fly+Eristalis+tenax%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">Analysis of the immune-inducible transcriptome from microbial stress resistant, rat-tailed maggots of the drone fly Eristalis tenax.</a> BMC Genomics. 8, 326(2007).</li>
<li>Stocker, H., Gallant, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Getting+started+%3A+an+overview+on+raising+and+handling+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Getting started : an overview on raising and handling Drosophila.</a> Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).</li>
<li>Gladis, T. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/038/213/038213148.php">Establishment and utilization of a mass rearing of Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae) in the Gatersleben genebank.</a> Insecta Berlin. 1, 287-294 (1994).</li>
<li>Francuski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shift+in+phenotypic+variation+coupled+with+rapid+loss+of+genetic+diversity+in+captive+populations+of+Eristalis+tenax+%28Diptera%3A+Syrphidae%29%3A+consequences+for+rearing+and+potential+commercial+use%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Shift in phenotypic variation coupled with rapid loss of genetic diversity in captive populations of Eristalis tenax (Diptera: Syrphidae): consequences for rearing and potential commercial use.</a> Journal of Economic Entomology. 107 (2), 821-832 (2014).</li>
<li>Pérez-Bañón, C., Hurtado, P., García-Gras, E., Rojo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SEM+studies+on+immature+stages+of+the+drone+flies+%28diptera%2C+syrphidae%29%3A+Eristalis+similis+%28Fallen+1817%29+and+Eristalis+tenax+%28Linnaeus%2C+1758%29%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+Research+and+Technique%22%5BJournal%5D)">SEM studies on immature stages of the drone flies (diptera, syrphidae): Eristalis similis (Fallen 1817) and Eristalis tenax (Linnaeus, 1758).</a> Microscopy Research and Technique. 76, 853-861 (2013).</li>
<li>Fruend, J., Linsenmair, K. E., Bluethgen, N. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1600-0706.2010.18450.x">Pollinator diversity and specialization in relation to flower diversity.</a> Oikos. 119 (10), 1581-1590 (2010).</li>
<li>Biesmeijer, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+declines+in+pollinators+and+insect-pollinated+plants+in+Britain+and+the+Netherlands%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands.</a> Science. 313 (5785), 351-354 (2006).</li>
<li>Pape, T., Evenhuis, N. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPape%2C+T+%22Systema+Dipterorum%2C+Version+1.5%22">Systema Dipterorum, Version 1.5</a>. , (2013).</li>
<li>Miranda, G. F. G., et al. <a target="_blank" href="http://biologicalsurvey.ca/ejournal/mylmst_23/mylmst_23_281.HTM">Key to the genera of Nearctic Syrphidae.</a> Canadian Journal of Arthropod Identification. 23, 1-351 (2013).</li>
<li>Nationalnyckeln. Nationalnyckeln till Sveriges flora och fauna. Tvåvingar: Blomflugor: Syprhidae: Syrphinae. , SLU. Artdatabanken. (2009).</li>
<li>Mitra, B., Roy, S., Imam, I., Ghosh, M. <a target="_blank" href="http://www.faunajournal.com/archives/?year=2015&vol=2&issue=3&part=B&ArticleId=120">A review of the hover flies (Syrphidae: Diptera) from India.</a> International Journal of Fauna and Biological Studies. 2 (3), 61-73 (2015).</li>
<li>Sengupta, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.entomoljournal.com/archives/?year=2016&vol=4&issue=6&part=F&ArticleId=1364">An updated distributional account of indian hover flies (Insecta: Diptera: Syrphidae).</a> Journal of Entomology and Zoology Studies. 4 (6), 381-396 (2016).</li>
<li>Shah, G. M., Jan, U., Wachkoo, A. A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/269110431_A_checklist_of_Hoverflies_Diptera_Syrphidae_in_the_Western_Himalaya_India">A checklist of hoverflies (Diptera: Syrphidae) in the western Himalaya, India .</a> Acta Zool Acad Scient Hung. 60 (4), 283-305 (2014).</li>
<li>Francuski, L., Djurakic, M., LUDOŠKI, J., MILANKOV, V. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/jzs.12017">Landscape genetics and spatial pattern of phenotypic variation of Eristalis tenax across Europe.</a> Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research. 51 (3), 227-238 (2013).</li>
<li>Thomson, F. C. <a target="_blank" href="https://repository.si.edu/handle/10088/17085">Revision of the Eristalis flower flies (Diptera: Syrphidae) of the Americas south of the United States.</a> Proceedings of the Entomological Society of Washington. 99 (2), 209-237 (1997).</li>
<li>Hull, F. M. <a target="_blank" href="https://kb.osu.edu/dspace/handle/1811/2289">A Review of the Genus Eristalis Latreille in North America. Part II.</a> Ohio Journal of Science. 25 (6), 285-312 (1925).</li>
<li>Osburn, R. C. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/25003663?seq=1#page_scan_tab_contents">Studies in Syrphidæ-IV. Species of Eristalis New to America, with Notes on Others.</a> Journal of the New York Entomological Society. 23 (2), 139-145 (1915).</li>
<li>Bankowska, R. <a target="_blank" href="http://rcin.org.pl/dlibra/docmetadata?id=54289&from=publication">Notes on syrphid flies (Diptera, Syrphidae) of Japan.</a> Fragmenta Faunistica. 43 (16), 203-207 (2000).</li>
<li>Brower, J., Brower, L. <a target="_blank" href="https://www.journals.uchicago.edu/doi/abs/10.1086/282365?journalCode=an">Experimental studies of mimicry. 8. Further investigations of honeybees (Apis mellifera) and their dronefly mimics (Eristalis spp).</a> The American Naturalist. 99, 173-187 (1965).</li>
<li>Gilbert, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diurnal+activity+patterns+in+hoverfies+%28Diptera%2C+Syphidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Entomology%22%5BJournal%5D)">Diurnal activity patterns in hoverfies (Diptera, Syphidae).</a> Ecological Entomology. 10, 385-392 (1985).</li>
<li>Ottenheim, M. M. <a target="_blank" href="https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/20001112156">Annual and diurnal rhythms of Eristalis species (Diptera: Syrphidae).</a> Proceedings of the Section Experimental and Applied Entomology of the Netherlands Entomological Society (N.E.V.). 11, 169-174 (2000).</li>
<li>Kendall, D. A., Stradling, D. J. <a target="_blank" href="http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201302224736">Some observations on over wintering of the drone fly Eristalis tenax Syrphidae.</a> Entomologist. 105 (1311), 229-230 (1972).</li>
<li>Dolley, J. W., Hassett, C., Bowen, W., Phillies, G. <a target="_blank" href="http://science.sciencemag.org/content/85/2207/387.1">Culture methods for invertebrate animals</a>. Needham, J. G. 550, (1937).</li>
<li>Heal, J. R. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1095-8312.1989.tb00493.x">Variation and seasonal changes in hoverfly species: interactions between temperature, age and genotype.</a> Biological Journal of the Linnean Society. 36, 251-269 (1989).</li>
<li>Ottenheim, M. M., Holloway, G. J. <a target="_blank" href="http://booksandjournals.brillonline.com/content/journals/10.1163/156854295x00320">The effect of diet and light and larval and pupal development of laboratory-reared Eristalis arbustorum (Diptera: Syprhidae).</a> Netherlands Journal of Zoolog. (3-4), 305-314 (1995).</li>
<li>Hurtado, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Estudio+del+ciclo+de+vida+de+s%C3%ADrfidos+eristalinos+%28Diptera%2C+Syrphidae%29+y+bases+para+su+cr%C3%ADa+artificial%22">Estudio del ciclo de vida de sírfidos eristalinos (Diptera, Syrphidae) y bases para su cría artificial</a>. , Universidad de Alicante. Spain. (2013).</li>
<li>Dolley, W. L. Jr, White, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+illuminance+on+the+reversal+temperature+in+the+drone+fly%2C+Eristalis+tenax%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The effect of illuminance on the reversal temperature in the drone fly, Eristalis tenax.</a> Biological Bulletin. 100 (2), 84-89 (1951).</li>
<li>Wellington, W., Fitzpatrick, S. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/canadian-entomologist/article/territoriality-in-the-drone-fly-eristalis-tenax-diptera-syrphidae/79E397F8F51D7FD5E936F520D8D0C01C">Territoriality in the drone fly, Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae).</a> Canadian Entomologist. 113 (6), 695-704 (1981).</li>
<li>Nordström, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S. A., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+dimorphism+in+the+hoverfly+motion+vision+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway.</a> Current Biology. 18 (9), 661-667 (2008).</li>
<li>Collett, T. S., Land, M. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18450449">Visual control of flight behaviour in the hoverfly, Syritta pipiens L.</a> Journal of Comparative Physiology A. 99, 1-66 (1975).</li>
<li>Pitnick, S., Miller, G., Reagan, J., Holland, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Males%27+evolutionary+responses+to+experimental+removal+of+sexual+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+of+London.+Series+B%2C+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Males' evolutionary responses to experimental removal of sexual selection.</a> Proceedings of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).</li>
<li>Holland, B., Rice, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+removal+of+sexual+selection+reverses+intersexual+antagonists+coevolution+and+removes+a+reproductive+load%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+USA%22%5BJournal%5D)">Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).</li>
<li>Thyselius, M., Nordström, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hoverfly+locomotor+activity+is+resilient+to+external+influence+and+intrinsic+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (1), 45-54 (2016).</li>
<li>Heal, J. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/hdy197978">Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax.</a> Heredity. 42 (2), 223-236 (1979).</li>
<li>Ireland, S., Turner, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+larval+crowding+and+food+type+on+the+size+and+development+of+the+blowfly%2C+Calliphora+vomitoria%5BTitle%5D)+AND+%22Forensic+Science+International%22%5BJournal%5D)">The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria.</a> Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).</li>
<li>Dolley, W. L., Golden, L. H. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+sex+and+age+on+the+temperature+at+which+reversal+in+reaction+to+light+in+Eristalis+tenax+occurs%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs.</a> Biology Bulletin. 92 (3), 178-186 (1947).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

En utilisant nos techniques (Figure 1) syrphes ont été gardées en laboratoire pour une période de plus d’un an et utilisés avec succès dans des expériences comportementales après 7 mois de captivité,39. En effet, même si cela semble contre-intuitif, gardant les syrphes dans un environnement plus naturel, sous 12 h lumière : 12 h conditions d’obscurité, à température ambiante, considérablement réduit leur espérance de vie à 2-3 mois. Maintenant E. tenax dans notre cycle d’hibernation artificielle pour plus d’un an est beaucoup plus longue que les précédentes tentatives via différents protocoles (77 jours33, 4 mois,9, 18 semaines30). Le principal facteur influençant cette accroissement de la longévité est probablement l’utilisation d’hibernation artificielle à 8-10 ° C. En cycliquement briser l’hibernation, tous les 3-4 jours (étape 2, Figure 1), nous permettons syrphes à nourrir et à se toiletter, maintenant ainsi l’état nutritionnel et le bien-être des syrphes, comme en témoigne l’augmentation observée en poids ( Figure 4) et aucun changement dans l’activité locomotrice, même après une longue période en captivité (Figure 3et voir39). En effet, dans la littérature de tentatives infructueuses d’hibernation artificielle ne pas cassent le cycle de mise en veille prolongée, conduisant ainsi à une mortalité accrue et la présence de moisissures,9.
En outre, il y a une certaine controverse dans la littérature quant à la disposition du pollen comme source de nourriture. Plusieurs journaux affirment que le pollen d’abeille n’est pas suffisant, plus précisément pour la ponte, et seulement la fourniture de pollen sec ou frais en effet est approprié9,29. Nos résultats indiquent qu’en complétant le pollen d’abeilles avec du miel et l’eau, nous voyons la longévité et Ponte, même après une longue période de captivité, avec une augmentation de poids chez les deux sexes (Figure 4) et Ponte produisent encore en femelles après plus de 5 mois en captivité39. Cet accroissement de la longévité nous permet d’étudier les comportements des syrphes à tous les stades de la vie.
Dans le champ, syrphes femelles sont fécondées avant l’hibernation saisonnière et restent en diapause de reproduction, où sperme est stocké et ovocytes restent sous-développées, jusqu’au printemps28. Étant donné qu’une femelle typique est capable de pondre 3000 dans 60 jours29, élevage de ces œufs est donc un moyen rapide et efficace d’augmenter notre population en captivité. Toutefois, notre compréhension actuelle des facteurs qui conduisent au développement d’ovocyte après une période d’hibernation sont limitées. Température, humidité, luminosité et état nutritionnel ont été suggérés comme jouant un rôle dans le contrôle de reproduction diapause28,40. La manipulation expérimentale de ces facteurs peut mener à une gouvernance plue du moment de la ponte et de tarifs.
De même, nous avons avec succès retardé le développement des larves, ainsi que l’éclosion de nymphes, de stockage dans l’obscurité à 8-10 ° C pendant 2 semaines, bien que la viabilité peut être beaucoup plus longue. En effet, Heal30 enregistre une augmentation de la durée de pupes jusqu'à 37 jours lorsque la température de nymphe a été abandonnée de 25 ° C à 10 ° C. Utilisant ces stratégies et de retarder la production de œufs et/ou le développement des pupes permettrait une plus grande manipulation de la démographie de la population en captivité.
Alors que la cohérence temporelle des approvisionnements est beaucoup plus importante pour nos exigences que grosse récolte, cela peut être plus important pour d’autres utilisations, telles que la pollinisation dans les serres. Nous avons constaté que lors de l’utilisation de notre technique par des excréments de lapin, nous avons eu 163 ± 34 éclos Syrphidae de chaque couvée de œufs (N = 3). Étant donné qu’une typique femelle pond jusqu'à 200 œufs40, nous pourrons augmenter ce rendement par la concurrence de surpopulation et de l’alimentation soit décroissante, ou en ajustant la température, car ceux-ci ont été impliqués comme affectant sensiblement la croissance larvaire9 ,31,40,41. Toutefois, rien n’indique que la base des médias influence grandement le rendement32. En outre, par opposition aux résidus des autres vertébrés29,30,31,42, excréments de lapin est relativement libre, permettant à la colonie être conservé dans des conditions normales de laboratoire odeur sans la nécessité d’une ventilation supplémentaire. Diminution de la densité de larves dans les médias, ou l’ajout nutritionnel les suppléments tels que des levures, ainsi que garder une température constante comprise entre 20 et 25 ° C, est probablement suffisante pour optimiser pleinement rendement31,32, 40.
Les modalités pratiques de recueillir un nombre suffisant de librement voler les syrphes, ou soutenir une population captive génétiquement diverse, sont à la fois irréaliste et temps restrictives pour les projets de recherche à petite échelle. Par conséquent, l’élevage de la progéniture des femelles accouplées sauvages et complétant les fournitures en récoltant les larves matures7, permettent les options plus pratiques pour une utilisation toute l’année des E. tenax dans un contexte de recherche. Comme ces méthodes sont limités par les saisons où collection peut survenir, il est nécessaire pour les deux garantissant la longévité des syrphes adultes et élevage des œufs pondus par capturé des femelles gravides.

Syrphes semblent constituer des modèles utiles pour enquêter sur une série de questions scientifiques, y compris les mécanismes neuronaux qui sous-tendent le mouvement vision2, pollinisation efficacité3,4, de comportement de vol1, 5 , 6 et7de l’immunité microbienne. Cependant, contrairement à certains autres modèles de diptères, comme la drosophile8, il n’y a aucun des protocoles normalisés pour l’élevage de laboratoire de syrphes devant servir à la recherche scientifique. En effet, même si la littérature actuelle décrit les méthodes d’élevage le syrphe Eristalis tenax, beaucoup d'entre eux sont développés pour la culture de masse des syrphes pour la pollinisation des cultures, bio-dégradation des déchets organiques ou des études anatomiques 9 , 10 , 11. par conséquent, ils n’abordent pas la nécessité d’un protocole simple qui fournit un approvisionnement constant de syrphes robuste en bonne santé, tout en conservant la forme génétique de la population.
Suite des abeilles et des bourdons, les syrphes sont un des plus importants sauvages, généraliste pollinisateur groupes12,13. Il y a environ 6000 hoverfly espèces dans le monde entier14,15, avec plus de 300 espèces en 75 genres en Suède16 et plus de 300 espèces des 69 genres en Inde17,18,19. Par exemple, la marmelade agricolement important syrphe Syrphe ceinturé et la mouche de drone, Eristalis tenax, dont nous nous concentrons ici, sont trouvent dans l’ensemble de l’Europe, Amérique et Asie6,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25. Syrphidae n’est pas aussi actif tout au long de l’année, ni toute la journée. En effet, non seulement la saison et l’heure de la journée, mais aussi les fluctuations de l’intensité de la lumière, température, humidité et vitesse du vent, affecter les patterns d’activité des syrphes26,27. Dans le champ, Eristalis se trouvent à tout moment de l’année dans les climats méditerranéens11, mais les numéros des syrphes active sont beaucoup plus faibles en hiver. À l’inverse dans les climats tempérés froids, Eristalis hibernent pendant l’hiver et ne se trouvent pas agir activement dans le domaine d’autour d’octobre à mars28.
Voler librement les syrphes peut être collecté par un filet sur le terrain. En effet, dans les climats tempérés, ils sont trouvent dans la plus grande abondance dans le milieu à la fin de la matinée, au calme et ensoleillé, à la fin de l’été et tout au long de l’automne26,,27. Alternativement, mature E. tenax larves, deuxième ou troisième stade, peuvent être identifiés et récoltées dans la décomposition de la matière organique, comme le fumier tas ou cours d’eau pollué organiquement10,11. En effet, des techniques publiées pour l’élevage de laboratoire d’e. tenax reposent tous sur élever les larves dans des eaux polluées organiquement, soit par une forme de matière végétale ou fécale9,10,29, 30 , 31 , 32 , 33. Toutefois, collection de larves est limitée selon la saison et est seulement un outil de collecte viable de la fin du printemps jusqu’au début de l’automne11. En outre, l’abondance des larves dépend de conditions météorologiques locales, comme les changements de température ambiante peuvent affecter les deux l’apparition de ponte et le développement larvaire tarifs9,28.
Par conséquent, stratégies pour maintenir les stocks sains de syrphes en élevant des larves et des œufs au sein du laboratoire sont nécessaires pour faire en sorte que les expériences peuvent être menées pendant toute l’année, quelle que soit la saison ou les phénomènes météorologiques locaux. Ce qui est important, la technique décrite ici reproduit les syrphes uniquement des femelles accouplées sauvage. C’est important comme une étude réalisée par Francuski, et al. 10 a conclu que la diversité génétique d’un laboratoire population des syrphes de race, initialement établi à partir des larves matures 120 disparaissait rapidement. Donc, ils ont suggéré que pour maintenir la diversité génétique dans les colonies pour être utilisé à des fins de pollinisation des cultures commerciales, celles-ci doivent être reconstituées, ou même complètement rétablie, avec des personnes de terrain recueillie chaque printemps10.
Lorsque vous travaillez sur la vision ou autres sens utilisés en parade nuptiale et l’accouplement, nous recommandons donc de maintenir la diversité génétique, en rétablissant la colonie ou de reconstituer la colonie avec des personnes de terrain, régulièrement. Ceci est important car la sélection sexuelle affecte la dérive génétique de la population. En effet, dans les syrphes sauvages, mâles ont besoin identifier et intercepter les camarades adaptés, ainsi que pour rivaliser avec d’autres mâles pour l’accouplement des droits en défendant leurs territoires34. Ce processus garantit que les hommes avec la meilleure vision possible et attention spatiale sont susceptibles d’être les plus réussis dans l’accouplement, et donc ces traits de caractère sont transmis à la génération suivante. Les effets qui en résultent de ces processus en cours, en partie, attestent la présence de dimorphismes sexuels dans la voie visuelle de syrphes35,,36. En captivité, les mâles n’ont pas les mêmes obstacles à un accouplement réussi que dans le domaine : tout d’abord, les femmes sont facilement disponibles, et deuxièmement le petit boîtier confiné annule l’effet de comportements territoriaux, qui agissent pour décourager l’accès accouplement des autres mâles compétitifs. La suppression expérimentale de la sélection sexuelle chez Drosophila melanogaster, s’est avéré avoir un effet significatif sur les populations captives avec une diminution de sa taille corporelle, la taille des testicules et sperm production37et taux réduits de mâle comportements de parade nuptiale38. Ainsi, une captive breeding programme, sans tenir compte de la sélection sexuelle, peut-être avoir un effet profond sur les deux les études visuelles et comportementales menées par la suite.
Nous décrivons ici une solution simple et économique qui fournit un approvisionnement constant de syrphes sain. Le protocole est flexible et facile à re-commencer et/ou haut de gamme, selon les besoins de recherche.

<table><tbody><tr><td>Pollen d’abeille</td><td>Forêt Super Aliments</td><td></td><td>n’importe quelle marque de pollen d’abeille convient</td></tr><tr><td>Miel</td><td>Bramwells</td><td></td><td>toute marque de miel liquide convient</td></tr><tr><td>Excréments</td><td></td><td></td> de lapin <td>peuvent être remplacés par du fumier de vache ou de porc transformé en bouillie</td></tr><tr><td>BugDome</td><td>Australia Fournitures entomologiques</td><td>EM42222</td><td></td></tr><tr><td>Sacs en plastique</td><td>Woolworths Homebrand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moustiquaire</td><td>Clas Ohlson</td><td>34-1113</td><td></td></tr><tr><td>Boules de coton</td><td>Woolworths Select</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fridge</td><td>Le réfrigérateur Hisense</td><td></td><td>a besoin de maintenir une stabilité de 8-10&deg ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>Seaux (2-3L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Grands bacs en plastique (30L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Copeaux de bois</td><td>Étêtards Fournitures de sciure de bois</td><td>MaxiFlake (75)&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Pinces à sac</td><td>IKEA</td><td>Bevara 303.391.70</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri (100mm x 20mm)</td><td>Corning</td><td>430167</td><td></td></tr></tbody></table>

Élevage et entretien à long terme des syrphes eristalis tenax pour études

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

Avec d’environ 6000 espèces dans le monde entier, syrphes sont écologiquement importants comme alternatives pollinisateurs pour les abeilles domestiques. Cependant, ils sont aussi un modèle scientifique utile pour étudier le mouvement vision vol dynamique et dans un cadre de laboratoire contrôlées. Les larves se développent dans des eaux polluées organiquement, ils sont des modèles utiles pour enquêter sur les investissements dans l’immunité microbienne. Alors que la grande échelle élevage commercial de l’agriculture déjà se produit, il n’y a aucun des protocoles standardisés pour maintenir les populations captives par des études scientifiques. C’est important que les programmes commerciaux d’élevage en captivité en se concentrant sur la masse de sortie au cours de la pollinisation de pointe périodes risquent de ne pas fournir une population qui est cohérent, stable et robuste tout au long de l’année, tel qu’il est souvent nécessaire à d’autres fins de recherche. Par conséquent, une méthode pour établir, maintenir et actualiser une population captive de recherche est nécessaire. Nous décrivons ici l’utilisation d’un cycle d’hibernation artificielle, outre les exigences nutritionnelles et le logements, pour la maintenance à long terme des Eristalis tenax. En utilisant ces méthodes, nous avons augmenté considérablement la santé et la longévité des populations captives de E. tenax par rapport aux précédents rapports. Nous avons en outre traiter des options pour optimiser les rendements et la manipulation de la démographie et les méthodes d’élevage à petite échelle.

Nous avons développé une stratégie de trois voies qui maintient la santé de leur population d’études visuelles et comportementales (résumées dans la Figure 1). Notre méthode commence par la collecte de syrphes dans la nature (étape 1, Figure 1). Dans notre laboratoire, les syrphes sont logés dans des cages insectes ou sacs en plastique, sous un cycle d’hibernation artificielle (étape 2, Figure 1), prolongeant considérablement leur durée de vie. Pour un nombre accru, progéniture peut être élevés des femelles accouplées sauvage (étape 3, Figure 1).
Nous avons constaté qu’attraper un grand nombre de syrphes sauvage est un effort intensif de temps, même lorsque l’environnement les conditions sont favorables. En revanche, l’élevage réussi des larves matures récoltées dans les fosses à fumier de bovins, exploitations agricoles est un moyen beaucoup plus efficace à un grand nombre de sources de syrphes sauvage (étape 1, Figure 1), nous recueillir jusqu'à 700 larves à 0,03 m3 de fumier. En outre, nos techniques d’arrière œufs pondus par les femelles gravides capturées sont sont révélés fructueux (étape 3, Figure 1). Femelles capturées dans un climat méditerranéen (Adelaide) au cours de l’automne et hiver plusieurs lots d’oeufs, revêtus de 24 groupes observés de 19 femmes sur une période de 20 semaines. De ces lots d’oeufs, 10 ont été placés dans l’eau, qui ont tous été fertile et a entraîné l’éclosion des larves. 3 groupes de larves ont été ensuite prises au-delà de ce point et placés dans la boue d’excréments de lapin, ayant pour résultat 163 ± 34 (moyenne ± écart-type, N = 3) émergé Syrphidae, avec aucun sexisme observés (Figure 2).
La santé de ces syrphes lab élevé a été déterminée par une comparaison du poids et de l’activité locomotrice des syrphes féminins par rapport aux individus du champ capturé. L’activité locomotrice générale a été évaluée à l’aide d’un système de surveillance de l’activité locomotrice (LAMS), comme décrit plus haut39. Aucune différence significative de poids (Figure 3A) ou activité (Figure 3B) ont été observés entre le laboratoire élevés et des syrphes pêchés sauvages après que 4 mois en captivité en vertu de notre hibernation artificielle du cycle. Quand E. tenax ont été maintenus en laboratoire sans l’utilisation d’un cycle d’hibernation artificielle, nous avons vu une diminution significative de la longévité, avec une durée de vie de 2,5 à 3 mois (73 ± 7 jours pour 5 femelles) et 79 ± 4 jours pour les 11 hommes. Lorsque les syrphes se trouvaient dans l’hibernation artificielle, ils pouvaient vivre plus de 12 mois.
En outre, de l’entretien à long terme, à l’aide de nos méthodes décrites, a évalué l’effet davantage par une comparaison de poids au fil du temps pour les deux sexes de syrphes lab élevé. Nous avons observé une augmentation significative du poids sur une période de 4 mois pour les deux sexes, avec les femelles pèsent toujours plus que leurs homologues masculins (p &lt; 0,0001, ANOVA double sens, N = 12, Figure 4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig1.jpg"> Figure 1 : Schéma décrivant les méthodes de maintien de la santé de leur population en captivité de Tenax E.. (1) la procédure décrite ici commence avec la collection de deux larves matures de la bouse de vache (étape 1.2) ou volant librement Syrphidae (étape 1.3). (2) les syrphes sont logés dans des cages insectes ou des sacs en plastique, dépendantes des nombres. Elles sont conservées dans un cycle d’hibernation artificielle au 8-10 ° C, ce qui est cassé tous les 3-4 jours. Les larves (3) collectées sont conservées dans leur bouse de vache (étape 3.2). Œufs pondus en laboratoire sont placés dans une boue d’excréments de lapin (étape 3.3). En arrivant à maturité, les larves de stade 3rd rampent dans la sciure avoisinante où elles se nymphosent. Eclosion se produit après 6 à 10 jours, et les syrphes éclos sont placés dans le boîtier (étape 2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57711/57711fig1large.jpg">S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce fichier.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig2v3.jpg"> Figure 2 :   Nombre et sexe ratio de tenax E. avec succès élevés provenant de lots individuels oeuf. Les données montrent le nombre de E. tenax qu’éclos de pupe développé à partir de 3 lots de œufs pondus dans notre laboratoire. Les oeufs sont pondus par les femelles sauvages. Les données sont couleur codée pour le sexe des mouches. Il n’y a pas de différence significative du ratio.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig3v3.jpg"> Figure 3 :   Évaluation de la santé de la population en laboratoire élevés et champ recueillies syrphes féminin après la captivité à long terme. (A) Comparaison de poids entre le laboratoire élevés et terrain capturé syrphes femelle après 4 mois en captivité en vertu de l’hibernation artificielle (N = 12). Champ et le niveau d’activité (B) des élevés en laboratoire capturé syrphes femelle après 4 mois en captivité en vertu de l’hibernation artificielle. L’activité locomotrice des syrphes a été mesurée dans un système d’activité locomotrice par eux casser un faisceau infrarouge pendant le mouvement. Comme précédemment, nous en moyenne l’activité dans l’ensemble de 6,7 heures en milieu de journée, sur la deuxième journée complète dans le système de contrôle de l’activité locomotrice39 (Nchamp pris= 9, Nélevés en laboratoire= 12). Le motif central de chaque boxplot montre la médiane, les bords de la boîte de la 25ème à la 75ème percentile des données et les moustaches s’étendent du minimum au maximum des données.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57711/57711fig4v3.jpg"> Figure 4 :   Élevés en comparaison de l’effet de la maintenance à long terme sur le poids du laboratoire Syrphidae des deux sexes. Les données montrent le poids du syrphe en fonction du temps gardé en captivité en vertu de l’hibernation artificielle. Comme tous les syrphes sont élevés de œufs pondus dans notre laboratoire (N = 12 à chaque point de données) et t = 0 correspond à l’heure de l’éclosion de chrysalide, à la fois en captivité est le même que l’âge des animaux. Le motif central de chaque boxplot montre la médiane, les bords de la boîte de la 25ème à la 75èmepercentile des données et les moustaches s’étendent du minimum au maximum des données.

L’objectif général de ces procédures est d’établir, de maintenir et d’actualiser une population captive de Eristalis tenax dans un contexte de recherche.

Élevage et entretien à long terme des syrphes Eristalis tenax pour études

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...

L’objectif global de ces procédures est d’établir, de maintenir et de rafraîchir une population captive d’Eristalis tenax en laboratoire. Cette méthode permet l’entretien à long terme du syrphe, Eristalis tenax. Les syrphes apparaissent comme des modèles utiles pour étudier une série de questions scientifiques, notamment le comportement des mouches, l’efficacité de la pollinisation et les mécanismes neuronaux sous-jacents à la vision du mouvement.Bien que la reproduction commerciale à grande échelle pour l’agriculture existe déjà en Europe, il n’existe pas de protocole standardisé pour le maintien des populations captives pour les études scientifiques. Grâce à nos méthodes, Eristalis tenax peut être maintenu avec succès pendant plus d’un an en captivité, et les œufs et les larves collectées peuvent être élevés pour établir ou rafraîchir les populations captives. Pour démarrer une colonie en captivité, il faut collecter des syrphes adultes ou des larves matures.Des larves de deuxième et troisième stades ont été trouvées dans les fosses à fumier des fermes bovines. Ils sont plus faciles à trouver au début de leur phase migratoire car ils recherchent activement un environnement sombre et sec pour se nymphoser. Celui-ci a tendance à se trouver près des limites des fosses à fumier, où le fumier humide se trouve à proximité de zones sèches contenant de grandes quantités de paille.Les larves collectées peuvent ensuite être élevées jusqu’à l’âge adulte en laboratoire. Les syrphes adultes peuvent être collectés à l’aide de filets sur le terrain, généralement dans les jardins botaniques et les parcs où il y a une abondance de plantes à fleurs. Les syrphes sont plus faciles à attraper lorsqu’ils sont stationnaires, par exemple lorsqu’ils se nourrissent de fleurs ou se bronzent.Une cage à insectes ou un sac en plastique doit être utilisé pour le logement. Cela dépend du nombre de mouches hébergées. Moins de 20 syrphes peuvent être stockés dans un sac, tandis que les nombres supérieurs à 20 doivent être stockés dans une cage à insectes.Les mouches sont nourries avec un mélange de pollen d’abeille et de miel, qui est placé sur des boules de coton humides. Faites tremper les boules de coton, retirez tout excès de liquide et placez le miel et le pollen d’abeille sur le dessus. Pour le logement dans des sacs en plastique, il est important que les boules de coton soient humides, mais pas trop saturées, car toute accumulation d’eau à l’intérieur du sac peut nuire aux taux de survie.À l’inverse, pour l’hébergement dans une cage à insectes, les côtés grillagés permettent une évaporation importante. En tant que telles, les boules de coton peuvent être placées dans un récipient peu profond et doivent être complètement saturées pour éviter un séchage excessif. Après avoir laissé les syrphes se nourrir pendant au moins quatre heures à température ambiante, ils ont été placés dans le réfrigérateur à une température de huit à 10 degrés Celsius et conservés dans l’obscurité totale.Cette amplitude de température induit une hibernation artificielle. Pour assurer la longévité, notre protocole exige une routine d’entretien stricte, qui consiste à briser l’hibernation artificielle et à permettre aux syrphes de se nourrir et de se toiletter. Tous les trois à quatre jours, les syrphes étaient ramenés à température ambiante, transférés dans un nouveau sac en plastique ou une cage à insectes propre, nourrissés de nourriture fraîche et d’eau, et conservés à température ambiante pendant six à huit heures.Cela a permis à la fois de se nourrir et de se toiletter. Le transfert des syrphes s’effectuait soit manuellement pour les petits nombres, comme on le voit ici, soit en utilisant des phototaxis pour les grands nombres. Cette étape devrait idéalement être effectuée dans les premières minutes suivant le retrait des syrphes du réfrigérateur, car ils seront toujours en état d’hibernation et beaucoup plus faciles à manipuler.Pour utiliser la réponse phototactique d’Eristalis tenax et déplacer efficacement un grand nombre de syrphes, connectez d’abord l’ancienne cage à une nouvelle cage à insectes propre, préparez la nourriture fraîche et placez-la à l’intérieur de la cage. Attachez les deux cages ensemble tout en vous assurant qu’il y a suffisamment d’espace pour que les syrphes puissent ramper. Couvrez l’ancienne cage avec un tissu opaque en prenant soin de la rentrer sur les côtés et d’éviter que la lumière ne s’infiltre.Les syrphes se déplaceront rapidement vers la lumière et dans la cage à insectes propre. La ponte peut avoir lieu soit dans le réfrigérateur, soit au moment du repas, à température ambiante. Immédiatement après l’identification des œufs, placez-les dans une petite boîte de Pétri avec de l’eau du robinet.Les œufs éclosent généralement au bout de deux à trois jours. Le mouvement sera très apparent parmi les larves du premier stade nouvellement écloses. Le mouvement est également une indication que les œufs sont prêts à être transférés dans l’installation d’élevage.Les œufs éclos doivent être transférés dans une bouillie d’excréments de lapin et d’eau. Pour créer le lisier, tapissez un seau d’un sac en plastique pour assurer une élimination facile après utilisation. Remplissez les trois quarts le seau tapissé d’excréments de lapin.Versez de l’eau sur l’espace restant jusqu’à ce que le seau soit presque plein. La boue devra être vérifiée tous les deux à trois jours pour s’assurer que le mélange est encore humide. Complétez la suspension avec de l’eau du robinet supplémentaire si le mélange semble sec.Placez le seau dans une baignoire en plastique plus grande remplie de copeaux de bois. Les copeaux de bois doivent entourer complètement le seau et s’étendre jusqu’au bord, permettant ainsi aux larves du troisième stade de ramper dans la sciure de bois pour se nymphoser. L’installation est maintenant prête pour le transfert des larves du premier stade nouvellement écloses.Une fois cela fait, couvrez l’installation avec une moustiquaire à double couche pour empêcher les larves ou les syrphes nouvellement émergents de s’échapper. Les larves d’Eristalis tenax sont communément appelées asticots à queue de rat. Cela est dû à la structure en forme de queue à leur extrémité postérieure.Il s’agit en fait d’un tube respiratoire spécialisé appelé siphon. Celui-ci peut s’étendre sur plusieurs fois la longueur du corps pour permettre à une larve de respirer de l’air tout en restant complètement immergée. Le siphon qui perce la surface, ou les larves occasionnelles qui se nourrissent sur le dessus, sont souvent visibles dans la boue.Notez également qu’il y a un changement dans la consistance de la boue. En effet, les larves se sont développées et ont aidé à la décomposition du mélange d’excréments de lapin. Nous pouvons également voir les signes révélateurs que les larves du troisième stade ont rampé hors de la boue et dans les copeaux de bois pour se nymphoser.Cela se voit car il y a beaucoup de sentiers visibles sur le bord du seau et une décoloration importante des copeaux de bois. Nous nous attendrions à voir ces changements 15 à 20 jours après que les larves nouvellement écloses aient été placées dans le lisier. Ces signes sont une bonne indication qu’il est temps de commencer à chercher des nymphes.Retirez le seau et tamisez les copeaux de bois pour enlever les nymphes. Placez les pupes dans un récipient sec avec quelques copeaux de bois, puis dans une cage à insectes équipée de nourriture et d’eau. Dans les six à 10 jours suivant la nymphose, l’éclosion aura lieu et les syrphes nouvellement émergents peuvent être vus.À l’éclosion, les ailes ne seront pas entièrement fonctionnelles. Cependant, en quelques heures, les ailes se déploient et sèchent. Les syrphes seront bientôt capables de voler.Une fois que cela s’est produit et que les adultes nouvellement émergés ont eu un minimum de six heures pour se nourrir et se toiletter, ils peuvent être placés dans un logement propre avec de la nourriture et de l’eau et mis dans le réfrigérateur pour induire le cycle d’hibernation artificielle. Nos techniques d’élevage d’œufs pondus par des femelles gravides capturées se sont avérées efficaces avec trois lots d’œufs élevés jusqu’à la fin, ce qui a donné une moyenne de 163 plus ou moins 33,65 syrphes émergés sans aucun biais de genre observé. La santé de ces syrphes élevés en laboratoire a ensuite été déterminée par une comparaison du poids et de l’activité locomotrice des syrphes femelles par rapport aux individus capturés sur le terrain.Aucune différence significative de poids ou d’activité n’a été observée entre les syrphes élevés en laboratoire et les syrphes sauvages. De plus, l’effet de l’entretien à long terme à l’aide de nos méthodes décrites a été évalué en comparant les poids au fil du temps pour les deux sexes de syrphes élevés en laboratoire. Nous avons observé une augmentation significative du poids sur une période de quatre mois pour les deux sexes, les femelles pesant systématiquement plus que leurs homologues masculins.Nous avons développé une stratégie à trois voies qui maintient une population saine pour des études visuelles et comportementales en capturant et en entretenant avec succès des syrphes adultes, en récoltant des larves matures dans des fermes bovines et en élevant la progéniture de femelles sauvages accouplées.

rearing-long-term-maintenance-eristalis-tenax-hoverflies-for-research

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Nous présentons une nouvelle procédure chirurgicale pour implanter des électrodes dans Manduca sexta au cours de ses premiers stades métamorphiques. Cette technique permet un couplage mécaniquement stable et électriquement fiable avec le tissu neuromusculaire pour étudier la dynamique de la neurophysiologie du vol. Nous présentons également une nouvelle plate-forme de lévitation magnétique pour l’étude captive du lacet des insectes.

Début d&#39;insertion de technologie métamorphique des insectes Vol surveillance des comportements

Le protocole de conditionnement Proboscis Extension Response (PER), développé pour l’abeille mellifère (Apis mellifera), fournit un moyen écologiquement pertinent et facilement quantifiable pour étudier plusieurs mécanismes d’apprentissage différents chez de nombreuses espèces d’insectes.

Un Protocole d&#39;intervention en Trompe d&#39;extension pour les enquêtes plasticité comportementale chez les insectes: application à la base, biomédicale et la recherche agricole

Nous avons proposé un système qui utilise des capteurs de pseudo-acoustique non invasives peu coûteuses optiques pour détecter automatiquement et avec précision, compter, et classer les insectes en fonction de leur son volant volant.

Insectes volants Détection et classification des capteurs peu coûteux

Le vol des insectes est influencé par un certain nombre de facteurs et la propension à se disperser est une variable importante pour comprendre l’écologie des insectes et les stratégies de lutte biologique. Nous décrivons la construction et l’utilisation d’un moulin à vol simple, relativement peu coûteux et flexible pour mesurer les paramètres du vol captif chez les insectes.

A Mill vol simple pour l&#39;étude du vol captif chez les insectes

Ce protocole décrit le processus de construction d’un système hybride insecte-machine et la réalisation d’une stimulation électrique sans fil des muscles de vol nécessaires pour contrôler le mouvement de rotation d’un insecte volant.

Insect-machine à système hybride: Radio Control à distance d&#39;un scarabée volant librement (<em&gt; Mercynorrhina torquata</em&gt;)

Une procédure pour l’élevage des mouches stables (Stomoxys calcitrans) est présentée. La procédure utilise des matériaux disponibles localement pour les composants de l’alimentation, de matériel et de fournitures.

Laboratoire d’élevage de mouches Stable et autres diptères Muscoid

Ici, nous présentons des protocoles pour 1) la propagation en captivité de laboratoire du papillon bleu de Miami en voie de disparition fédérale (Cyclargus thomasi bethunebakeri), et 2) évaluant des informations de base d’histoire de la vie telles que le temps de développement immature et le nombre de stades larvaires. Les deux méthodes peuvent être adaptées pour une utilisation avec d’autres programmes de conservation ex situ.

Programmes de propagation des papillons captifs à risque pour améliorer les connaissances sur l’histoire de la vie et les techniques efficaces de conservation Ex Situ

Ce protocole utilise des imprimantes tridimensionnelles (3D) et des découpeuses laser trouvées dans les makerspaces afin de créer une conception de fraise de vol plus flexible. En utilisant cette technologie, les chercheurs peuvent réduire les coûts, améliorer la flexibilité de la conception et générer des travaux reproductibles lors de la construction de leurs usines de vol pour les études de vol d’insectes attachés.

Construction d’un moulin de vol amélioré pour l’étude du vol d’insectes attachés

Le présent protocole décrit la méthode d’élevage des insectes ravageurs tortricides dans les laboratoires. Les procédures permettant de distinguer le sexe des insectes et d’extraire les acides nucléiques pour le séquençage à haut débit sont établies à l’aide de deux ravageurs tortricides.

Élevage de masse et études moléculaires chez les insectes nuisibles tortricidae

Cet article décrit l’entretien en laboratoire (y compris l’accouplement et l’alimentation) de la mouche diptère inférieur Bradysia (Sciara) coprophila.

Maintenance en laboratoire de la mouche des diptères inférieurs Bradysia (Sciara) coprophila : un organisme modèle nouveau/ancien émergent

Apprenez à établir et maintenir des colonies d'Eristalis tenax en laboratoire pour étudier le comportement des syrphes et les mécanismes neuronaux de la vision du mouvement.

Élevage et entretien à long terme des syrphes Eristalis tenax pour études

Explorer plus de vidéos