Name: Fractionnement subcellulaire de spécimens gastro-intestinal fraîches ou congelées (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Apprenez le fractionnement subcellulaire de biopsies intestinales fraîches ou congelées pour séparer les protéines cytoplasmiques et nucléaires. Cette méthode permet d'étudier la localisation protéique en gastroentérologie.

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Auteurs reconnaissent l’aide de Ander Lopez et Miren Telletxea pour l’enregistrement et le montage vidéo. ACR est financé par une bourse de Ikerbasque et un projet de recherche de Asociación de Celiacos Madrid (ACM). JRB est financé par le projet ISCIII-PI16/00258 et cofinancé par l’Union européenne FEDER/FSE « Un moyen de faire de l’Europe ». EST financé par une subvention de projet de recherche 2015111068 du département Basque de la santé. GRI et AJM sont pris en charge par des subventions de bourse prédoctorale de l’UPV/EHU et le ministère de l’éducation de Basque, respectivement.

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique de Cruces University Hospital et analyses ont été effectuées après que le consentement éclairé a été obtenu de tous les sujets ou leurs parents.
1. biopsie Collection
Remarque : Les spécimens de biopsie du duodénum distal des patients sont obtenues au cours de l’endoscopie diagnostic systématique gérer les biopsies qui vont entre 2 et 10 mg de poids. Tissu biopsié est un tissu complex composé de différents types de cellules dont les cellules épithéliales, immunitaires et endothéliales. Gastroentérologie clinique effectuer l’endoscopie qui suit établit des lignes directrices cliniques.
<ol><li>Placer la biopsie sur un papier filtre stérile juste après l’endoscopie.</li>
	<li>Forceps permet de transférer les biopsies dans des tubes de 1,5 mL, tremper avec du PBS et placez-le dans un cryotube.</li>
	<li>Garder les tubes sur la glace jusqu'à ce qu’ils arrivent au laboratoire.<ol>
<li>Commencer le traitement des biopsies frais immédiatement.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pour les biopsies congelés, flash geler la biopsie contenant des tubes et conserver dans l’azote liquide jusqu'à l’utilisation. Remarque : Il est important de conserver l’échantillon congelé jusqu'à ce que le tampon complété froid 1 est ajouté.</li>
</ol>2. préparation du tampon
Remarque : Avant de commencer, compléter les tampons comme suit.
<ol><li>Ajouter 1 millimètre DTT (concentration finale) et la protéase et phosphatase inhibiteur de cocktail (1 x concentration finale) au tampon hypotonique 1 et hypertonique tampon 2 (tableau 1).<ol>
<li>Préparer le 1,5 mL de tampon 1 et 150 µL de tampon 2 par exemple. TNT n’empêchera l’oxydation des échantillons.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer des noyaux de tampon de lavage en ajoutant 1 % de détergent (nonyl phenoxypolyethoxylethanol) à une concentration finale de 0,1 % au tampon déjà complétée 1. Préparer 1 mL de tampon de lavage des noyaux par exemple.</li>
</ol>3. biopsie homogénéisation
<ol><li>
Biopsies fraîches
	<ol>
<li>Placez le pilon jetable dans le mélangeur motorisé. Veiller à ce que le pilon atteint le fond du tube.</li>
		<li>Prendre la biopsie le cryotube et le placer dans un tube de 1,5 mL avec un embout de la pipette.</li>
		<li>Ajouter 200 µL de tampon complété 1 dans le tube de 1,5 mL.</li>
		<li>Homogénéiser la biopsie avec le pilon jusqu'à ce que le tissu est complètement perturbé et le maintenir sur la glace.</li>
		<li>Une fois que toutes les biopsies sont homogénéisés, passez à l’étape 4. Remarque : Pilons jetables doivent être changés entre les biopsies.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Biopsies congelés ATTENTION : Manipuler l’azote liquide avec soin ; contact de l’azote liquide avec la peau ou les yeux peut causer des blessures graves de congélation. Protéger les mains et les yeux toujours lorsque vous travaillez avec de l’azote liquide.<ol>
<li>Prenez quelques azote liquide dans une boîte pour stocker les cryotubes provient du réservoir d’azote.</li>
		<li>Trouver la biopsie dans le réservoir d’azote et placer le cryotube dans la boîte avec l’azote liquide. Répétez cette étape pour toutes les biopsies.</li>
		<li>Transférer la biopsie de la cryotube dans un tube de 1,5 mL. Remarque : Les Biopsies seront attachés au tube congelé. Poussez la biopsie avec une pointe de pipette stérile si elle se détache du tube.</li>
		<li>Ajouter 200 µL de tampon complété 1.</li>
		<li>Homogénéiser le tissu avec le pilon et le mortier jusqu'à ce que le tissu est complètement perturbé, maintenir la température à 4 ° C tout au long de toute la procédure. Remarque : Ne pas laisser les biopsies à décongeler avant d’ajouter de la mémoire tampon.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. cytoplasme isolement
<ol><li>Incuber la biopsie homogénéisée sur glace pendant 10 min.</li>
	<li>Ajouter 10 µL de 1 % de détergent (nonyl phenoxypolyethoxylethanol) pour chaque échantillon à une concentration finale de 0,05 %. NOTE : Les cellules seront gonflent et éclatent par lyse osmotique car la lessive va perturber la membrane cellulaire.</li>
	<li>Incuber 5 minutes sur la glace.</li>
	<li>Vortex brièvement et centrifuger à 400 x g à 4 ° c pendant 2 min.</li>
	<li>Après avoir mélangé au Vortex, éliminer le surnageant et le transférer dans un nouveau tube propre 1,5 mL ; Il s’agit de la fraction cytoplasmique. Ne jetez pas le culot.</li>
</ol>5. nucléaire isolement
<ol><li>Resuspendre le culot de l’étape précédente avec 200 µL de tampon de lavage des noyaux.</li>
	<li>Centrifuger le tube pendant 2 min à 400 x g et 4 ° C.</li>
	<li>Jeter le surnageant et répétez la procédure de nettoyage deux fois plus. Remarque : Les lavages supprimera la contamination cytoplasmique dans la fraction nucléaire.</li>
	<li>Après le troisième lavage, resuspendre le culot dans 100 µL de tampon 2.</li>
	<li>Vigoureusement l’échantillon à 4 ° c pendant 30 min. par ailleurs, incuber l’échantillon sur la glace et vortex toutes les 5 min.</li>
	<li>Après agitation, centrifuger l’échantillon pendant 10 min à la vitesse supérieure (> 12 000 x g) et 4 ° C.</li>
	<li>Après agitation, transvaser le surnageant dans un nouveau 1.5 propre. tube de mL. Il s’agit de la fraction nucléaire.</li>
</ol>6. Quantification des protéines
Remarque : Quantifier les protéines avec un kit de dosage bicinchoninic acid (BCA) protéine. La concentration des protéines dans les fractions se situe entre 0,5 et 5 µg/µL, étant plus bas dans la fraction nucléaire (voir le tableau 2 pour les concentrations de protéines résultantes de biopsies de 2 mg).
<ol><li>Préparer la courbe d’étalonnage avec le suivant de montants (µg) d’albumine sérique bovine (BSA)12: 0-0.5-1-2-3-4-5-6.</li>
	<li>Préparer les réactifs nécessaires à l’utilisation de 100 µL de mixage final de BCA par échantillon.</li>
	<li>Pipeter 2 µL de chaque fraction de protéine dans une plaque 96 puits, ajouter le mélange de la BCA et suivez les instructions du fabricant pour la lecture.</li>
</ol>

<ol><li>Cox, B., Emili, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+subcellular+fractionation+and+protein+extraction+for+use+in+mass-spectrometry-based+proteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Tissue subcellular fractionation and protein extraction for use in mass-spectrometry-based proteomics.</a> Nature Protocols. 1 (4), 1872-1878 (2006).</li>
<li>Itzhak, D. N., Tyanova, S., Cox, J., Borner, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+quantitative+and+dynamic+mapping+of+protein+subcellular+localization%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Global, quantitative and dynamic mapping of protein subcellular localization.</a> eLife. 5, (2016).</li>
<li>Preedy, V. R., Watson, R. R., Ronald, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPreedy%2C+VR+%22Methods+in+disease+investigating+the+gastrointestinal+tract%22">Methods in disease investigating the gastrointestinal tract</a>. , Greenwich Medical Media. (1998).</li>
<li>Alex, P., Gucek, M., Li, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+proteomics+in+the+study+of+inflammatory+bowel+diseases%3A+Current+status+and+future+directions+with+available+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Inflammatory+bowel+diseases%22%5BJournal%5D)">Applications of proteomics in the study of inflammatory bowel diseases: Current status and future directions with available technologies.</a> Inflammatory bowel diseases. 15 (4), 616-629 (2009).</li>
<li>Ericsson, C., Franzén, B., Nistér, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frozen+tissue+biobanks.+Tissue+handling%2C+cryopreservation%2C+extraction%2C+and+use+for+proteomic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+oncologica+%28Stockholm%2C+Sweden%29%22%5BJournal%5D)">Frozen tissue biobanks. Tissue handling, cryopreservation, extraction, and use for proteomic analysis.</a> Acta oncologica (Stockholm, Sweden). 45 (6), 643-661 (2006).</li>
<li>Hoffmann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+application+of+a+subcellular+fractionation+method+to+kidney+and+testis+for+the+determination+of+conjugated+linoleic+acid+in+selected+cell+organelles+of+healthy+and+cancerous+human+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+and+Bioanalytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">New application of a subcellular fractionation method to kidney and testis for the determination of conjugated linoleic acid in selected cell organelles of healthy and cancerous human tissues.</a> Analytical and Bioanalytical Chemistry. 381 (6), 1138-1144 (2005).</li>
<li>Foster, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mammalian+Organelle+Map+by+Protein+Correlation+Profiling%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Mammalian Organelle Map by Protein Correlation Profiling.</a> Cell. 125 (1), 187-199 (2006).</li>
<li>Baghirova, S., Hughes, B. G., Hendzel, M. J., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+fractionation+and+isolation+of+subcellular+proteins+from+tissue+or+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22MethodsX%22%5BJournal%5D)">Sequential fractionation and isolation of subcellular proteins from tissue or cultured cells.</a> MethodsX. 2, e440-e445 (2015).</li>
<li>Börner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcellular+protein+extraction+from+human+pancreatic+cancer+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Subcellular protein extraction from human pancreatic cancer tissues.</a> BioTechniques. 46 (4), 297-304 (2009).</li>
<li>Antalis, T. M., Shea-Donohue, T., Vogel, S. N., Sears, C., Fasano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+disease%3A+protease+functions+in+intestinal+mucosal+pathobiology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+clinical+practice.+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of disease: protease functions in intestinal mucosal pathobiology.</a> Nature clinical practice. Gastroenterology. 4 (7), 393-402 (2007).</li>
<li>Cutler, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCutler%2C+P+%22Protein+purification+protocols%22">Protein purification protocols</a>. , Humana Press. (2004).</li>
<li>Walker, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Bicinchoninic+Acid+%28BCA%29+Assay+for+Protein+Quantitation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Protein+Protocols+Handbook%22%5BJournal%5D)">The Bicinchoninic Acid (BCA) Assay for Protein Quantitation.</a> The Protein Protocols Handbook. , 11-14 (1996).</li>
<li>McLane, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+localization+of+T-bet+and+Eomes+in+CD8+T+cell+memory+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+immunology+%28Baltimore%2C+Md.%3A+1950%29%22%5BJournal%5D)">Differential localization of T-bet and Eomes in CD8 T cell memory populations.</a> Journal of immunology (Baltimore, Md.: 1950). 190 (7), 3207-3215 (2013).</li>
<li>Nguyen, K. T., Holloway, M. P., Altura, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+CRM1+nuclear+export+protein+in+normal+development+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+biochemistry+and+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">The CRM1 nuclear export protein in normal development and disease.</a> International journal of biochemistry and molecular biology. 3 (2), 137-151 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit ici est utilisé pour le fractionnement nucléaire et cytoplasmique des biopsies de l’intestin. Les protéines purifiées sont non dénaturés et peut être utilisés non seulement dans l’analyse par western blot comme montré dans la Figure 2 et 3 , mais aussi dans les essais nécessitant des protéines pliées natif comme immunoprécipitation, analyse de décalage de mobilité électrophorétique (EMSA) ou électrophorèse en natif sur gel de polyacrylamide (PAGE).
<p...

Les protéines participent à presque toutes les fonctions biologiques dans une cellule et toute variation dans leur structure, la quantité ou la localisation peut conduire à un scénario de pathogène. Méthodes de fractionnement des échantillons tissulaires sont une approche utile pour réduire la complexité des maladies liées à des analyses de protéines. Certaines études utilisent des informations de localisation de protéine ou enrichissent une protéine d’un compartiment cellulaire spécifique, un protocole pour le fractionnement des protéines intactes reproductible est donc utile de répondre à certaines questions biologiques. Déterminer la localisation sous-cellulaire des protéines et la surveillance de leurs interactions à basale ou redistribution compartimentale et pathologiques permettra d’identifier les maladies liées à des différences fonctionnelles1,2. Ainsi, cette méthode vise de façon reproductible fractionner des biopsies de tissu intestinal, frais et surgelés, en compartiments subcellulaires cytoplasmiques et nucléaires.
Des échantillons de biopsie intestinale sont régulièrement obtenus au cours de l’endoscopie procédures3 (Figure 1) et peuvent être utilisés efficacement pour la quantification des protéines ou des études de l’immunoprécipitation. Étant donné que les échantillons de tissus d’intestinales épithéliales contiendra des protéines qui peuvent être directement impliqués dans la pathogenèse de la maladie4, biopsies intestinales sont une source très précieuse pour l’identification réussie des propres à la maladie intestinale protéines. Des échantillons de tissus de surgelés, patient stockée ainsi que les renseignements cliniques sont des ressources utiles pour l’analyse des protéines, et une préparation simple et reproductible est un enjeu important de fournir des informations parcellaires cellule à l’aide de montants limitatifs de surgelés tissu5.
Il existe plusieurs kits disponibles dans le commerce pour la séparation des fractions cellulaires, mais ceux-ci sont plus chers et généralement plus long que le protocole présenté ici. Protocoles basés sur la centrifugation en gradient de plusieurs étapes et des gradients continus ont également servis antérieurement pour le fractionnement des divers compartiments cellulaires dans différents tissus6,7. Cependant, maintenir l’uniformité des gradients continus est souvent une tâche difficile. Protocoles similaires basées sur la lyse séquentielle des membranes ont été décrits précédemment mais dont ils ont besoin en général de plus de deux tampons et les mains à l’heure n’est plus8 .
Lorsque des échantillons de tissus de fractionnement, garder à l’esprit que le tissu des échantillons présents cellule-cellule et cellule-matrice des interactions qui ne sont pas présentes dans les cellules cultivées et important lors de l’extraction de protéines. La ventilation correcte entre cellules et matrice extracellulaire sans affecter la qualité de la protéine sera un facteur essentiel dans le tissu intestinal protéine isolement9. Dans ce protocole, cellule-cellule et cellule-matrice de contacts sont d’abord cassés, libérant les cellules et qui permet la mémoire tampon atteindre les cellules individuelles. Pour éviter les protéines-compartiment mélangés avant le fractionnement, la rupture des contacts doit se faire sans altérer l’intégrité des cellules ou les membranes nucléaires.
En raison de l’enrichissement de diverses protéases dans la muqueuse intestinale10, il est important de contrôler la dégradation des protéines durant l’extraction. Pour minimiser la dégradation potentielle de la protéine, inhibiteur de la protéase multiples doit être inclus dans les tampons d’extraction de protéine. En outre, si des extraits vont être utilisés pour les tests fonctionnels, il est essentiel pour éviter la dénaturation des protéines ou de protéolyse, car cela provoquerait une perte de protéines activité11. À cet effet, le protocole est réalisé à 4 ° C et fluorure phénylméthylsulfonyle fraîches (PMSF) est ajouté pour les tampons à une concentration finale de 0,1 mM juste avant de les utiliser davantage inhibe la protéolyse.
La première étape de fractionnement cellulaire est désorganisation tissulaire et la lyse cellulaire. Tel que mentionné précédemment, l’objectif est de séparer les cellules et la pause que les ouvrir avec le minimum de dommages. Échantillons de tissu intestinal doivent être homogénéisés, et les cellules lysées pour atteindre maximale rupture de la membrane cellulaire. Dans ce protocole, nous utilisons un mélangeur motorisé pilon pour briser le tissu intestinal qui est homogénéisé dans secondes au moyen d’action Vortex à haute vitesse. Après homogénéisation, les cellules des tissus sont incubés dans une mémoire tampon hypotonique qui fera éclater la membrane cellulaire, mais gardera les noyaux intacts, suivie par l’ajout d’un détergent non dénaturants (nonyl phenoxypolyethoxylethanol) et un court vortex pour séparer les noyaux de la fraction cytoplasmique. Après l’enlèvement du cytoplasme, la membrane du noyau cellulaire est fait irruption dans un tampon hypertonique avec agitation.
La méthode présentée ici est une méthode appropriée pour le fractionnement subcellulaire des frais et congelés des biopsies intestinales qui ont été obtenus au cours de procédures endoscopiques et comprise entre 2 et 10 mg en poids. Le protocole est simple et reproductible et pourrait être effectué à l’aide de matériel de laboratoire de base et des réactifs en moins d’une heure.

<table><tbody><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034-1kg</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333-1kg</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E9884-100G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>5588886-1kg</td><td></td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>10197777001</td><td></td></tr><tr><td>PMSF</td><td>Thermo Scientific</td><td>36978</td><td></td></tr><tr><td>Inhibiteurs de la protéinase et de la phosphatase</td><td>Thermo Scientific</td><td>A32959</td><td></td></tr><tr><td>NP-40&nbsp ;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CA-630</td><td>Détergent</td></tr><tr><td>BCA assay</td><td>Thermo Scientific</td><td>23227</td><td>Kit de quantification des protéines</td></tr><tr><td>Pilons en plastique jetables</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z359947-100EA</td><td></td></tr><tr><td>Homogénéisateur Dounce</td><td>VWR</td><td>431-0100</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td>Eppendorf</td><td>5415-R</td><td></td></tr><tr><td>Shacker</td><td>IKA</td><td>MS3 basic</td><td></td></tr></tbody></table>

fractionnement subcellulaire de spécimens gastro-intestinal fraîches ou congelées

Subcellular Fractionation from Fresh and Frozen Gastrointestinal Specimens

Le but du présent protocole est de fractionner le tissu intestinal humain obtenu par endoscopie en compartiments nucléaires et cytoplasmiques pour l’analyse de la localisation des protéines spécifiques ou complexes de protéines dans les États de différents tissus (c'est-à-dire, en bonne santé contre la maladie). Cette méthode est utile pour le fractionnement des deux échantillons de tissu intestinal frais et surgelés ; Il est facilement accessible pour tous les laboratoires et pas beaucoup de temps.

La figure 1 montre une coloration de l’hématoxyline éosine d’une section de biopsie intestinale avec villosités intactes et les structures de la crypte.
Les résultats représentatifs du fractionnement nucléaire et cytoplasmique utilisant ce protocole sont indiquées dans les Figures 2 et 3. Dans l’expérience illustré à la Figure 2, une no...

Nous présentons ici un protocole pour effectuer un simple fractionnement cellulaire pour la séparation subcellulaire des protéines cytoplasmiques et nucléaires dans des biopsies intestinales humaines fraîches ou congelées.

Fractionnement subcellulaire de spécimens gastro-intestinal fraîches ou congelées

The purpose of this protocol is to fractionate human intestinal tissue obtained by endoscopy into nuclear and cytoplasmic compartments for the ...

L’objectif du protocole suivant est de générer des fractions subcellulaires à partir d’échantillons gastro-intestinaux congelés ou frais. Les protéines participent à presque toutes vos fonctions biologiques au sein d’une cellule. Dans toute variante, ils sont extraits dans un endroit peut conduire à un scénario pathogène.Certaines études tireront parti de l’évaluation de la localisation des protéines ou devront envahir une protéine à partir d’un compartiment cellulaire spécifique. Le fractionnement reproductible des protéines intactes est donc important à cet égard. Des échantillons de biopsie intestinale ont récemment été obtenus lors de procédures d’endoscopie et peuvent être utilisés efficacement pour la quantification des protéines ou les études d’immunoprécipitation.Les échantillons intestinaux cliniques sont une ressource importante pour l’identification efficace des protéines spécifiques aux tissus et aux maladies. Le nom de cette méthode est de fractionner le tissu intestinal humain obtenu par endoscopie en compartiments nucléaires et cytoplasmiques pour l’analyse de localisation d’une protéine spécifique ou de complexes protéiques. Cette méthode sert au fractionnement des deux.Tout d’abord, notre biose intestinale congelée se produit. Pour la procédure de congélation des tissus, congelez les échantillons immédiatement après l’extraction et stockez-les dans de l’azote liquide jusqu’à utilisation. Il est important de maintenir l’échantillon congelé jusqu’à ce que le tampon d’homogénéisation à froid soit ajouté.Pour les échantillons frais, transférez la biopsie dans un microtube de 1,5 mL et conservez-la sur de la glace jusqu’au début de la procédure. Les échantillons de tissus congelés sont généralement fixés à la paroi du cryotube, le tissu peut être libéré à l’aide d’une pointe de pipette stérile avant d’être transféré dans un microtube conique de 1,5 ml. Ajouter 200 ml de tampon complété par du DDT et des inhibiteurs de la phosphatase et de la protéase dans le microtube contenant l’échantillon.Homogénéisez l’échantillon à l’aide d’un vaisseau jusqu’à ce que le tissu soit complètement perturbé et maintenez-le sur de la glace. Incuber l’échantillon sur de la glace pendant 10 minutes. Ajoutez 10 ml de détergent à 1 % à chaque échantillon jusqu’à une concentration finale de 0,05 % afin de perturber la membrane cellulaire.Incuber sur glace pendant cinq minutes. Vortex brièvement et centrifuger à 400 g à 4 degrés pendant deux minutes. Retirez le surnageant contenant la fraction protéique cytoplasmique et transférez-le dans un tube propre.Ne jetez pas le granulé. Mettre la pastille en suspension dans 200 mL de tampon deux complété par du DDT, de la phosphatase et des inhibiteurs de la protéase. Centrifuger à 400 g pendant 2 minutes.Jetez le surnageant et répétez la procédure de lavage deux fois de plus. Après le troisième lavage, remettre la pastille en suspension dans 100 mL de tampon deux. Agitez vigoureusement à 4 degrés pendant 30 minutes.Centrifuger à 4 degrés à vitesse maximale pendant 10 minutes. Transférez le surnageant contenant la fraction de protéine nucléaire dans un tube propre. Les fractions cytoplasmiques et nucléaires sont maintenant prêtes pour la quantification et les expériences en aval.La muqueuse intestinale est riche en plusieurs protéases et, par conséquent, la dégradation des protéines doit être contrôlée pendant l’extraction afin de minimiser la dégradation des protéines, plusieurs inhibiteurs de protéases doivent être inclus dans les tampons d’extraction de protéines. De plus, les extraits doivent être utilisés pour des tests supplémentaires. Il est essentiel d’éviter la dénaturation des protéines ou la protéolyse.Comme cela provoque une perte d’activité protéique. En raison des contacts cellule-cellule et cellule-matrice présents dans les tissus, certaines modifications doivent être mises en œuvre dans les protocoles d’extraction de protéines couramment utilisés avec les cultures cellulaires. La séparation des cellules de la matrice transcellulaire sans affecter la qualité des protéines est un facteur critique pour l’isolement efficace des protéines du tissu intestinal.À gauche, le tableau montre les concentrations en protéines de chacune des fractions des échantillons de biopsie frais et congelés de 2 ml. Les concentrations sont indiquées en microgramme par microlitre. Dans cette expérience, un échantillon frais et un échantillon congelé ont été fractionnés simultanément selon le protocole.Et un Western blot a été effectué avec 20 mg de chaque échantillon. Pour vérifier la pureté des fractions, HSP90 et Tubuline ont été utilisés comme témoins cytoplasmiques et HDAC1 et H3 comme témoins nucléaires. Comme on peut l’observer, HSP90 et la tubuline sont principalement localisés dans le cytoplasme et HDAC1 et H3 dans le noyau avec un mélange très résiduel entre les deux fractions.Pour voir si le protocole affecte la mort cellulaire, nous avons également détecté CASP3. Les deux échantillons présentent une coloration très minime pour CASP3, confirmant que la procédure n’affecte pas la voie de mort cellulaire, même après congélation rapide des biopsies. Les échantillons congelés utilisés dans cette expérience provenaient d’un individu atteint d’une maladie inflammatoire intestinale et, comme prévu, pSTAT1 apparaît dans le cytoplasme de cet échantillon, confirmant que les modifications protéiques sont maintenues après le fractionnement, et peuvent donc être utilisées pour l’analyse fonctionnelle en aval.La reproductibilité des résultats dans les biopsies congelées est illustrée dans cette figure. Les fractions sont propres avec un mélange minimal de protéines de compartiment. Les biopsies fraîches et congelées peuvent être utilisées de la même manière dans ces protocoles, les biopsies congelées donnant des résultats propres et reproductibles, comme le montrent les figures 1 et 2.Le protocole décrit ici est conçu pour générer les fractions protéiques possibles. Cependant, une certaine variabilité intrinsèque au sein de l’échantillon, y compris la taille et l’état du tissu, peut entraîner des écarts dans les quantités de protéines et les quantités de distribution dans les fractions.

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Immunology and Infection

Immunologie et infection

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Isolement de noyaux à partir de tissus de gliome frais congelés : une méthode pour obtenir des noyaux intacts à partir d’échantillons de tumeurs de gliome

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Ici, un protocole permettant d’isoler et d’établir des cultures primaires de fibroblastes/myofibroblastes (MF) à partir de cellules congelées produisant du tissu gastrique, de l’intestin grêle et du côlon avec un phénotype MF est présenté. Ces cellules expriment CD90, α-SMA et vimentine. Les MF peuvent être utilisés pour une variété de tests fonctionnels, y compris l’activité enzymatique et la production de cytokines.

Isolement de CD 90+ fibroblastes / myofibroblastes de spécimens humains congelés gastro-intestinaux

Le but du présent protocole est d’obtenir des échantillons d’ARN haute intégrité de ganglia entérique isolée du tissu intestinal humain non fixée, fraîchement réséquée à l’aide de microdissection de saisie de laser (LCM). Ce protocole consiste à préparer les échantillons congelés flash de tissu intestinal humain, de cryosectioning, de coloration dans l’éthanol et de déshydratation, LCM et extraction de l’ARN.

Optimisation de Microdissection Laser-Capture d’isolement de Ganglia entérique de tissu humain frais-congelé

Nous présentons ici un protocole visant à isoler les membrane plasmique, cytoplasme et les mitochondries des cellules U937 sans l’utilisation de la centrifugation à grande vitesse. Cette technique peut servir à purifier les fractions subcellulaires pour un examen subséquent de la localisation de la protéine par immunoblotting.

Fractionnement de cellules des cellules U937 en l’Absence de Centrifugation à haute vitesse

Ce protocole décrit plusieurs procédures pour la préparation d’échantillons de tissus congelés de haute qualité au moment de l’autopsie pour une utilisation dans l’essai de la comète pour évaluer les dommages à l’ADN : 1) tissu haché, 2) cellules épithéliales grattées du tractus gastro-intestinal, et 3) tissu en cubes d’échantillons, nécessitant l’homogénéisation à l’aide d’un dispositif de mincing tissulaire.

Utilisation de tissus congelés dans l’analyse de la comète pour l’évaluation des dommages à l’ADN

L’hétérogénéité intratumorale est une caractéristique inhérente aux tumeurs, y compris les gliomes. Nous avons développé un protocole simple et efficace qui utilise une combinaison de tampons et de centrifugation par gradient pour isoler des noyaux uniques à partir de tissus de gliome frais congelés pour des études de séquençage de l’ARN à noyau unique et de l’ATAC.

Isolement des noyaux à partir de tumeurs cérébrales fraîchement congelées pour l’ARN-seq à noyau unique et ATAC-seq

Ce protocole de fractionnement permettra aux chercheurs d’isoler des protéines cytoplasmiques, nucléaires, mitochondriales et membranaires à partir de cellules de mammifères. Les deux dernières fractions subcellulaires sont purifiées par gradient de densité isopycnique.

Fractionnement cellulaire de cellules U937 par purification par gradient de densité isopycnique

Le protocole fournit une approche fiable et optimisée de l’isolement des noyaux à partir d’échantillons de tumeurs solides pour le séquençage multiome à l’aide de la plate-forme 10x Genomics, y compris des recommandations pour les conditions de dissociation des tissus, la cryoconservation des suspensions unicellulaires et l’évaluation des noyaux isolés.

Optimisation de l’isolement des noyaux à partir d’échantillons de tumeurs solides fraîches et congelées pour le séquençage multiome

Nous décrivons un modèle murin d’iléus postopératoire généré par manipulation intestinale. La fonction du transit gastro-intestinal, les changements pathologiques et l’activation des cellules immunitaires ont été évalués 24 h après la chirurgie.

Modèle postopératoire d’iléus murin

Apprenez le fractionnement subcellulaire de biopsies intestinales fraîches ou congelées pour séparer les protéines cytoplasmiques et nucléaires. Cette méthode permet d'étudier la localisation protéique en gastroentérologie.

Fractionnement subcellulaire de spécimens gastro-intestinal fraîches ou congelées

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